植物组织培养实验报告
华科组培实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和方法。
2. 掌握植物组织培养的实验操作技术。
3. 熟悉植物组织培养在植物繁殖、育种和基因工程等方面的应用。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养基和培养条件，使植物细胞脱分化、再分化，最终形成完整的植株。
实验过程中，主要涉及以下几个环节：1. 脱分化：将植物器官或组织置于含有植物激素的培养基中，使其细胞逐渐失去原有功能，进入无性繁殖状态。
2. 再分化：在适宜的培养基和条件下，脱分化细胞重新分化成不同类型的细胞，进而形成完整的植株。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：小麦种子、马铃薯块茎、胡萝卜块根等。
2. 实验仪器：超净工作台、高压蒸汽灭菌锅、移液器、培养皿、显微镜、恒温培养箱等。
四、实验步骤1. 材料预处理：将实验材料表面消毒，然后用无菌手术刀切成小块。
2. 培养基制备：按照实验要求配制培养基，包括MS培养基、1/2MS培养基等。
3. 接种：将处理好的实验材料接种到培养基中。
4. 培养与观察：将接种后的培养皿放入恒温培养箱中，定期观察植物组织的生长状况。
5. 数据记录与分析：记录实验过程中植物组织的生长情况，分析实验结果。
五、实验结果与分析1. 小麦种子组织培养（1）实验结果：接种后，小麦种子在培养基中逐渐生长，形成愈伤组织。
（2）分析：小麦种子在培养基中脱分化，形成了愈伤组织，说明植物组织培养技术在小麦繁殖方面具有可行性。
2. 马铃薯块茎组织培养（1）实验结果：接种后，马铃薯块茎在培养基中逐渐生长，形成愈伤组织，进而分化出芽苗。
（2）分析：马铃薯块茎在培养基中脱分化，形成了愈伤组织，并分化出芽苗，说明植物组织培养技术在马铃薯繁殖方面具有可行性。
3. 胡萝卜块根组织培养（1）实验结果：接种后，胡萝卜块根在培养基中逐渐生长，形成愈伤组织，进而分化出芽苗。
（2）分析：胡萝卜块根在培养基中脱分化，形成了愈伤组织，并分化出芽苗，说明植物组织培养技术在胡萝卜繁殖方面具有可行性。
组培学实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和方法。
2. 掌握植物组织培养实验操作技能。
3. 通过实验，学习植物组织培养技术在植物繁殖、育种和基因工程等领域的应用。
二、实验原理植物组织培养是利用植物体细胞的全能性，通过无菌操作，将植物组织、器官或细胞在适宜的培养基上进行培养，使其生长发育成为完整的植株。
实验过程中，培养基的营养成分、激素配比、光照、温度等条件对植物组织培养的成功至关重要。
三、实验材料与仪器材料：1. 植物外植体：叶片、茎段等。
2. MS培养基：含有植物生长激素、维生素、微量元素等。
3. 营养液：用于补充培养基中的营养成分。
4. 灭菌剂：如氯化汞、酒精等。
5. 灭菌器械：高压灭菌锅、无菌操作台、剪刀、镊子等。
仪器：1. 高压灭菌锅2. 灭菌操作台3. 镜头4. 移液器5. 培养箱6. 热水浴锅四、实验步骤1. 外植体消毒：将外植体用70%酒精消毒30秒，再用氯化汞消毒10分钟，最后用无菌水冲洗3-5次。
2. 切割外植体：用无菌剪刀将消毒后的外植体切割成适宜大小的片段。
3. 制备培养基：将MS培养基和营养液按比例混合，加入适量的植物生长激素，搅拌均匀。
4. 接种：将切割好的外植体接种到制备好的培养基上。
5. 培养：将接种好的培养基放入培养箱中，控制适宜的温度、光照等条件进行培养。
6. 观察与记录：定期观察外植体的生长状况，记录其生长过程。
五、实验结果与分析1. 外植体生长情况：在适宜的培养基和培养条件下，外植体能够生长出愈伤组织、芽和根。
2. 愈伤组织形成：愈伤组织是植物组织培养过程中的重要阶段，它为芽和根的形成提供了物质基础。
3. 芽和根的形成：在适宜的培养基和培养条件下，愈伤组织能够分化出芽和根，形成完整的植株。
4. 实验结果分析：通过本实验，我们掌握了植物组织培养的基本原理和操作技能，了解了植物组织培养技术在植物繁殖、育种和基因工程等领域的应用。
六、实验总结1. 本实验成功地进行了植物组织培养，掌握了植物组织培养的基本原理和操作技能。
植物器官培养实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 理解植物组织培养的基本原理和操作步骤。
2. 掌握无菌操作技术，包括消毒、接种等。
3. 学习植物器官培养的过程，包括愈伤组织的诱导、分化以及再生植株的形成。
4. 观察并分析植物器官培养过程中的各种现象，加深对植物生长发育机制的理解。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过无菌操作将植物器官、组织或细胞在人工控制的培养条件下进行培养，使其生长发育成完整的植株。
实验过程中，植物激素的添加和培养条件的调控对愈伤组织的形成和器官分化起着关键作用。
三、实验材料与试剂1. 实验材料：小麦种子、香蕉叶片、胡萝卜块根。
2. 试剂：70%乙醇、氯化汞、MS培养基、2,4-D、6-BA、蔗糖、琼脂等。
四、实验方法与步骤1. 无菌操作：将实验材料用70%乙醇和氯化汞消毒后，用无菌水冲洗干净，放置在超净工作台上进行接种。
2. 愈伤组织诱导：a. 将小麦种子接种于MS培养基中，添加2,4-D和6-BA，置于培养箱中培养。
b. 将香蕉叶片切成小块，接种于MS培养基中，添加2,4-D和6-BA，置于培养箱中培养。
c. 将胡萝卜块根切成小块，接种于MS培养基中，添加2,4-D和6-BA，置于培养箱中培养。
3. 愈伤组织分化：a. 当愈伤组织形成后，调整培养基中激素比例，诱导愈伤组织分化成根和芽。
b. 将分化出的芽和根接种于新的培养基中，继续培养。
4. 再生植株形成：a. 当芽和根生长到一定程度后，将其移植到土壤中，培养成完整的植株。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织诱导：实验结果表明，在不同植物材料中，愈伤组织的诱导效果不同。
小麦种子和香蕉叶片的愈伤组织诱导效果较好，而胡萝卜块根的愈伤组织诱导效果较差。
2. 愈伤组织分化：在调整培养基中激素比例后，愈伤组织分化成根和芽。
小麦种子愈伤组织分化出较多的根和芽，香蕉叶片愈伤组织分化出较多的芽，而胡萝卜块根愈伤组织分化出的根和芽较少。
3. 再生植株形成：将分化出的芽和根移植到土壤中，大部分植株成功生长。
组培实验的实验报告
一、实验名称植物组织培养二、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和操作流程。
2. 掌握植物组织培养技术在植物繁殖、遗传改良和资源保护等方面的应用。
3. 培养实验操作能力和团队协作精神。
三、实验原理植物组织培养技术是利用植物细胞的全能性，通过无菌操作将植物组织（如茎尖、叶片、愈伤组织等）在特定的培养基上诱导分化，从而实现植物繁殖、遗传改良和资源保护等目的。
四、实验材料1. 植物材料：柳树茎尖、紫玉兰叶片。
2. 培养基：MS培养基、1/2MS培养基、1/4MS培养基。
3. 试剂：琼脂、蔗糖、葡萄糖、活性炭、硝酸铵、硝酸钠、磷酸二氢钾、硫酸镁、硼酸、氯化钙、氯化钾、氢氧化钠、氢氧化钾、盐酸、氯化钠、硫酸铁、硫酸锌、硫酸铜、抗坏血酸、维生素B6、吲哚丁酸、生长素、细胞分裂素等。
4. 实验器具：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、培养皿、移液器、剪刀、镊子、酒精灯、酒精棉、无菌水等。
五、实验步骤1. 材料准备：将柳树茎尖和紫玉兰叶片洗净，用75%酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 培养基配制：按照实验要求，将不同浓度的MS培养基、1/2MS培养基和1/4MS培养基分别配制。
3. 接种：将消毒后的柳树茎尖和紫玉兰叶片接种到培养基上，每个培养基接种3个材料。
4. 培养条件：将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃，光照强度为2000勒克斯，光照时间为12小时/天。
5. 观察记录：每隔7天观察一次培养材料的生长状况，记录其生长速度、颜色、形态等变化。
六、实验结果与分析1. 柳树茎尖培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，柳树茎尖生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，柳树茎尖生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
2. 紫玉兰叶片培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
植物的组织_实验报告
一、实验目的1. 熟悉植物组织培养的基本原理和操作技术。
2. 掌握无菌操作技术，学会配制培养基。
3. 学习诱导愈伤组织形成的方法，并观察其生长情况。
4. 了解植物细胞的全能性及其在组织培养中的应用。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，将植物的器官、组织或细胞在人工控制的条件下，诱导分化再生为完整植株的过程。
该实验主要包括以下几个步骤：外植体消毒、接种、愈伤组织诱导、再分化、生根、移栽等。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：小麦幼苗、MS培养基、愈伤诱导培养基、生根培养基、消毒剂（如70%酒精、无菌水等）、消毒工具（如解剖刀、镊子等）。
2. 实验仪器：超净工作台、高压灭菌锅、培养箱、显微镜、天平、烧杯、三角烧瓶、培养皿等。
四、实验步骤1. 外植体消毒：将小麦幼苗洗净，用70%酒精浸泡30秒，再用无菌水冲洗3次。
用解剖刀将幼苗切成1-2mm的段，用无菌滤纸吸干水分。
2. 配制培养基：按照实验要求，配制MS培养基、愈伤诱导培养基和生根培养基。
将培养基分装到培养皿中，高压灭菌30分钟。
3. 接种：将消毒好的外植体接种到愈伤诱导培养基中，每皿接种3-5段，每个处理重复3次。
4. 愈伤组织诱导：将接种好的培养皿放入培养箱中，在适宜的温度（25-28℃）和光照条件下培养。
观察愈伤组织形成情况。
5. 再分化：当愈伤组织形成后，将愈伤组织转移到再分化培养基中。
在适宜的条件下培养，观察愈伤组织再分化为芽和根。
6. 生根：当芽和根形成后，将植株转移到生根培养基中。
在适宜的条件下培养，观察植株生根情况。
7. 移栽：当植株生根良好后，将其从培养皿中取出，用无菌水冲洗根部，然后移栽到土壤中。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织形成情况：实验结果表明，小麦幼苗在愈伤诱导培养基中能形成愈伤组织，愈伤组织生长旺盛。
2. 再分化情况：愈伤组织在再分化培养基中能分化出芽和根，再分化效果良好。
3. 生根情况：植株在生根培养基中生根良好，根长且粗壮。
植物培植实验报告范文(3篇)
一、实验目的1. 掌握无菌操作的植物组织培养方法；2. 通过配置MS培养基母液，掌握母液的配置和保存方法；3. 通过诱导植物叶片形成愈伤组织，学习愈伤组织的建立方法；4. 了解植物细胞通过分裂、增殖、分化、发育，最终长成完整再生植株的过程，加深对植物细胞全能性的理解；5. 探讨不同激素配比对植物愈伤组织形成的影响。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养基和条件，使植物细胞或组织在体外条件下生长发育成完整植株的技术。
植物组织培养主要包括脱分化、再分化两个过程。
脱分化是指植物组织在培养条件下，由已分化的细胞重新获得分裂和分化的能力，形成愈伤组织；再分化是指愈伤组织在特定条件下，通过细胞分裂、增殖、分化等过程，形成具有特定形态和功能的器官。
三、实验材料与仪器实验材料：- 植物叶片（如小麦、水稻、玉米等）- MS培养基母液- 乙醇、氯化汞（HgCl2）、次氯酸钠等消毒剂- 琼脂- 烧杯、量筒、培养皿、解剖刀、剪刀、镊子、超净工作台、高压灭菌锅、水浴锅等实验仪器：- 培养室- 电子分析天平- 橡皮筋等四、实验步骤1. 材料预处理：- 将植物叶片用无菌水清洗，去除表面污物；- 用70%乙醇消毒30秒，然后用无菌水冲洗3次；- 用氯化汞（HgCl2）或次氯酸钠消毒5分钟，再用无菌水冲洗3次；- 将消毒后的叶片切成约1cm×1cm大小的块状。
2. 愈伤组织诱导：- 将预处理后的叶片块状接种于MS培养基中；- 在培养室中，将培养皿放置于适宜的温度（25℃左右）和光照条件下； - 观察愈伤组织的形成情况，记录愈伤组织的颜色、质地、大小等特征。
3. 激素配比试验：- 将愈伤组织接种于不同激素配比的MS培养基中；- 观察愈伤组织的生长情况，记录愈伤组织的颜色、质地、大小等特征； - 比较不同激素配比对愈伤组织形成的影响。
4. 再分化培养：- 将愈伤组织接种于含有生长素和细胞分裂素的MS培养基中；- 在培养室中，将培养皿放置于适宜的温度（25℃左右）和光照条件下； - 观察再分化过程，记录芽和根的形成情况。
实验报告组培
一、实验目的1. 掌握植物组织培养的基本原理和方法。
2. 学习植物细胞全能性的概念及其在植物繁殖中的应用。
3. 培养学生的实验操作技能和科学思维。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过离体培养技术，将植物细胞、组织或器官培养成完整植株的过程。
植物细胞的全能性是指具有再分化形成完整植株的潜能。
在适宜的培养基和条件下，植物细胞可以分化成各种器官，进而形成完整的植株。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：拟南芥种子、MS培养基、琼脂糖、无菌水、消毒液等。
2. 实验仪器：超净工作台、显微镜、恒温培养箱、高压蒸汽灭菌器、移液器、剪刀、镊子等。
四、实验步骤1. 种子消毒：将拟南芥种子用70%的酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 种子萌发：将消毒后的种子接种于含有1/2MS培养基的培养皿中，置于恒温培养箱中培养。
3. 营养组织分离：待种子萌发后，选择生长良好的幼苗，用无菌剪刀将幼苗的茎尖和叶片剪下。
4. 培养基制备：将MS培养基加入琼脂糖，溶解后高压蒸汽灭菌，制成固体培养基。
5. 培养基接种：将分离得到的营养组织接种于固体培养基上，置于恒温培养箱中培养。
6. 观察与记录：定期观察培养皿中植物组织的生长状况，记录生长情况。
五、实验结果与分析1. 种子萌发：经过消毒和萌发处理后，拟南芥种子成功萌发，长出幼苗。
2. 营养组织分离：成功分离出拟南芥的茎尖和叶片。
3. 培养基接种：接种后的植物组织在适宜的培养基和条件下生长良好。
4. 生长情况：接种后的植物组织逐渐分化出根、茎、叶等器官，形成完整植株。
六、实验结论1. 本实验成功实现了拟南芥的组织培养，证明了植物细胞的全能性。
2. 通过植物组织培养技术，可以快速繁殖植物，提高植物繁殖效率。
3. 本实验为植物学研究提供了有益的参考，有助于推动植物育种和繁殖技术的发展。
七、实验讨论1. 实验过程中，种子消毒和培养基制备是关键环节，需要严格控制无菌操作。
2. 在培养过程中，注意观察植物组织的生长状况，及时调整培养基和培养条件。
生物培养植物实验报告
一、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和操作方法；2. 掌握植物组织培养过程中无菌操作的技术；3. 学习植物愈伤组织的诱导和再分化方法；4. 观察植物细胞的全能性表现。
二、实验原理植物组织培养是将植物器官、组织或细胞在人工条件下，利用培养基提供必需的营养物质和生长因子，使其在无菌条件下生长、发育，甚至分化成完整植株的过程。
植物组织培养主要包括愈伤组织诱导和再分化两个阶段。
1. 愈伤组织诱导：将植物组织在适当的培养基上培养，使其脱分化形成无定形细胞团，即愈伤组织。
2. 再分化：将愈伤组织在特定培养基上培养，使其再分化形成具有特定形态和功能的器官，如根、茎、叶等。
三、实验材料与仪器1. 材料：豌豆种子、无菌水、无菌滤纸、无菌剪刀、无菌镊子、MS培养基、蔗糖、琼脂、2,4-D、6-BA、HgCl2（或次氯酸钠）。
2. 仪器：培养室、高压灭菌锅、水浴锅、解剖刀、三角烧瓶（100mL）、烧杯、量筒、培养皿、超净工作台、分析天平、长镊子、剪刀、橡皮筋等。
四、实验步骤1. 配制培养基（1）愈伤组织诱导培养基：MS培养基（蔗糖含量为10g/L，2,4-D含量为2mg/L，琼脂10g/L）。
（2）试验培养基：在MS培养基基础上，添加适量的蔗糖、2,4-D和6-BA。
2. 植物组织消毒将豌豆种子用无菌水冲洗干净，用70%乙醇浸泡30秒，再用无菌水冲洗3次。
将消毒后的种子用无菌滤纸吸干水分，用无菌剪刀将种子切成小块。
3. 愈伤组织诱导将消毒后的豌豆种子小块接种到愈伤组织诱导培养基上，置于培养室中培养。
4. 再分化将愈伤组织接种到试验培养基上，置于培养室中培养。
5. 观察与记录定期观察愈伤组织的生长情况，记录愈伤组织的形态、颜色、大小等特征。
待愈伤组织分化出根、茎、叶等器官时，观察其生长状况。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织诱导在愈伤组织诱导培养基上，豌豆种子小块逐渐形成愈伤组织，愈伤组织呈白色、无定形，质地较软。
组培实验报告
一、实验简介实验名称：植物组织培养实验目的：通过植物组织培养技术，了解植物细胞生长、分化和再生的过程，掌握组培技术的操作方法，并应用于植物繁殖和遗传改良。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养基和外界条件，使植物组织在体外进行生长、分化和再生，最终形成完整的植株。
该技术广泛应用于植物繁殖、遗传改良、基因工程等领域。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：植物外植体（如叶片、茎段、愈伤组织等）培养基（MS培养基、改良MS培养基等）诱导培养基（1/2MS培养基、添加生长调节剂的培养基等）细菌培养基（如牛肉膏蛋白胨培养基）灭菌剂（如75%酒精、1%次氯酸钠溶液）其他：超净工作台、接种针、酒精灯、移液器、培养皿、培养箱等2. 实验仪器：电子天平高压蒸汽灭菌器移液器超净工作台培养箱显微镜四、实验步骤1. 材料预处理：选择健康、无病虫害的植物材料，用流水冲洗干净。
将外植体浸泡在1%次氯酸钠溶液中消毒5-10分钟，然后用无菌水冲洗3-5次。
将消毒后的外植体用无菌滤纸吸干水分。
2. 培养基制备：称取适量的培养基粉末，加入少量蒸馏水溶解。
将溶解后的培养基过滤除菌，加入适量的琼脂和生长调节剂。
将培养基倒入培养皿中，待凝固后备用。
3. 外植体接种：在超净工作台中，用无菌接种针将外植体接种到培养基上。
每个外植体接种3-5个，确保接种密度适宜。
4. 培养与观察：将接种后的培养皿放入培养箱中，控制适宜的温度、光照和湿度。
定期观察外植体的生长情况，记录愈伤组织形成、芽生长和根生长等过程。
5. 培养基调整与继代培养：当外植体形成愈伤组织或芽生长到一定长度时，可进行培养基调整和继代培养。
将愈伤组织或芽切割成小块，重新接种到新的培养基上。
根据生长情况，适时调整培养基成分和生长调节剂浓度。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织形成：在适宜的培养基和条件下，外植体可形成愈伤组织。
愈伤组织是细胞增殖和分化的基础，是组织培养成功的关键。
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告目录1. 引言1.1 研究背景1.2 研究目的1.3 研究意义2. 实验方法2.1 材料准备2.2 实验步骤2.3 实验设计3. 结果与讨论3.1 实验结果3.2 结果分析3.3 结果讨论4. 结论引言研究背景植物组织培养是一种重要的生物技术手段，可用于植物繁殖、种质改良、病毒检测等方面。
通过培养植物的组织和细胞，可以实现对植物特定性状的调控和改善。
研究目的本实验旨在探究植物组织培养的基本原理和操作步骤，研究不同培养条件下植物组织生长情况，为植物生物技术的研究提供参考。
研究意义植物组织培养技术可以加快新品种选育的速度，提高植物的遗传改良效率，对于传统育种技术的完善和植物种质资源的保存具有重要意义。
实验方法材料准备- 植物组织样品- 培养基- 生长室- 培养瓶- 剪刀、消毒酒精等无菌操作工具实验步骤1. 准备培养基，对其进行灭菌处理。
2. 取样品进行无菌处理，切取植物组织。
3. 将植物组织置于培养基上，放入生长室进行培养。
4. 定期观察植物组织的生长情况，记录数据。
5. 根据实验设计，对不同处理组进行相应操作。
实验设计本实验设计了对照组和不同处理组，比较不同处理条件对植物组织生长的影响，以验证植物组织培养的有效性。
结果与讨论实验结果经过一段时间的培养，观察到植物组织在培养基上出现生长现象，不同处理组的生长情况有所不同。
结果分析通过对实验结果的分析，可以得出不同培养条件下植物组织生长的规律性，为进一步研究提供了重要依据。
结果讨论在讨论部分，对实验结果进行解释和归纳，总结出植物组织培养的特点和应用前景，为相关研究领域提供参考和启示。
结论植物组织培养是一种重要的生物技术手段，可以在植物繁殖、种质改良等领域发挥重要作用。
本实验结果表明，植物组织培养具有可行性和有效性，对于植物生物技术的发展和应用具有重要意义。
植物组织接种实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握植物组织培养的无菌操作技术。
2. 熟悉植物组织培养的基本原理和过程。
3. 通过实验，了解植物细胞脱分化、再分化以及器官形成的过程。
4. 培养实验操作能力和观察能力。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养条件，使离体的植物器官、组织或细胞脱分化形成愈伤组织，再分化为具有根、茎、叶等器官的完整植株。
该实验依据以下原理：1. 植物细胞的全能性：每个植物细胞都含有该植物的全套遗传信息，在一定条件下可以发育成一个完整的植株。
2. 脱分化：在适宜的培养条件下，已分化的细胞可以恢复分裂能力，形成无定形的愈伤组织。
3. 再分化：愈伤组织在适宜的激素和营养条件下，可以分化形成具有特定功能的器官。
三、实验材料与仪器材料：1. 植物外植体（如叶片、茎段、芽等）2. MS培养基母液3. 琼脂4. 灭菌水5. 70%酒精6. 碘伏7. 无菌操作台8. 显微镜9. 灭菌锅仪器：1. 离心机2. 高压蒸汽灭菌器3. 电子天平4. 移液器5. 培养皿6. 移植针四、实验步骤1. 外植体消毒：将植物外植体用70%酒精消毒30秒，然后用碘伏消毒1分钟，最后用无菌水冲洗3次。
2. 制备培养基：按照MS培养基配方配制母液，然后用琼脂制成固体培养基。
3. 接种：将消毒后的外植体切成小块，接种到固体培养基上。
4. 培养：将接种后的培养基放入培养箱中，培养条件为：温度25℃、光照12小时/天。
5. 观察：定期观察愈伤组织的形成和器官的分化情况。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织形成：接种后3-5天，外植体表面出现白色愈伤组织。
2. 再分化：愈伤组织在培养过程中逐渐分化出根、茎、叶等器官。
3. 器官形成：经过一段时间培养，愈伤组织分化出完整的植株。
六、实验讨论1. 外植体消毒是植物组织培养成功的关键环节，消毒效果直接影响愈伤组织的形成和植株的再生。
2. 培养基的配方和培养条件对愈伤组织的形成和器官的分化有重要影响。
月季组培实验报告(3篇)
第1篇一、实验简介实验名称：月季组培实验实验目的：通过组培技术，了解月季组织培养的原理和方法，掌握无菌操作技术，提高植物繁殖效率，为月季的快速繁殖和遗传改良提供技术支持。
实验时间：2023年X月X日至X月X日实验地点：XX大学园艺实验室实验材料：月季植株（品种：XX）实验设备：超净工作台、无菌操作箱、高温高压灭菌器、移液枪、解剖刀、培养皿、试管、滤纸、镊子、剪刀、酒精灯、高压蒸汽灭菌锅等。
二、实验方法1. 外植体选取与消毒：- 选择生长健壮的月季植株，取其茎尖作为外植体。
- 使用无菌水清洗外植体，然后用75%酒精浸泡30秒，再用无菌水冲洗3次。
- 将外植体置于0.1%的氯化汞溶液中消毒5分钟，再用无菌水冲洗5次。
2. 诱导生根：- 将消毒后的外植体切成1-2厘米的小段，接种到含有不同激素比例的MS培养基中。
- 将接种后的培养皿放入培养箱中，培养温度为25℃，光照时间为12小时/天。
3. 生根培养：- 当外植体开始生根时，将培养基更换为含有较低激素浓度的MS培养基。
- 继续培养至生根率达到80%以上。
4. 炼苗与移栽：- 将生根的植株从培养皿中取出，置于温室中炼苗。
- 炼苗成功后，将植株移栽到花盆中，进行正常的养护管理。
三、实验结果与分析1. 外植体消毒效果：- 通过显微镜观察，发现消毒后的外植体表面无细菌污染，说明消毒效果良好。
2. 诱导生根效果：- 在不同激素比例的培养基中，生根效果最好的培养基为1/2MS+0.5mg/LNAA+0.5mg/L IBA。
- 在此培养基中，生根率达到90%，平均根长为3.5厘米。
3. 炼苗与移栽效果：- 炼苗过程中，植株生长良好，无病虫害发生。
- 移栽后的植株成活率达到了95%。
四、实验讨论1. 外植体选取：- 本实验选择茎尖作为外植体，主要是因为茎尖细胞分裂旺盛，易于诱导生根。
2. 消毒方法：- 消毒是组培实验的关键步骤，本实验采用氯化汞溶液消毒，效果良好。
3. 激素配比：- 激素配比对生根效果有显著影响，本实验通过优化激素配比，提高了生根率。
植物组培实习报告(2篇)
第1篇一、实习背景随着生物技术的快速发展，植物组织培养技术在植物繁殖、育种、基因工程等领域发挥着越来越重要的作用。
为了深入了解植物组织培养技术，提高自己的实践能力，我参加了为期两周的植物组培实习。
实习期间，在导师的指导下，我学习了植物组织培养的基本原理、操作技术和实验方法，并亲自参与了实验操作。
二、实习目的1. 熟悉植物组织培养的基本原理和操作技术；2. 掌握植物组织培养的实验方法；3. 培养自己的动手能力和团队协作精神；4. 了解植物组织培养在农业生产和科研中的应用。
三、实习内容1. 植物组织培养的基本原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过离体培养的方式，使植物细胞、组织或器官再生为完整植株的一种技术。
植物组织培养的基本原理包括细胞全能性、细胞分裂和分化、植物激素的调控等。
2. 植物组织培养的操作技术（1）材料准备：选取健康的植物材料，如茎尖、茎段、叶片等，进行消毒处理。
（2）外植体接种：将消毒后的外植体接种到含有植物激素的培养基上。
（3）培养条件：将接种后的培养皿放入培养箱中，保持适宜的温度、光照和湿度。
（4）继代培养：待外植体在培养基上生长出愈伤组织后，将其转移到新的培养基上继续培养。
（5）生根和移栽：待愈伤组织分化出芽和根后，将其转移到生根培养基上，待其生根后进行移栽。
3. 植物组织培养的实验方法（1）愈伤组织诱导：通过调整培养基中植物激素的种类和浓度，诱导外植体形成愈伤组织。
（2）胚性细胞诱导：在适宜的培养基和条件下，诱导愈伤组织分化出胚性细胞。
（3）胚胎发生：通过调整培养基和培养条件，使胚性细胞发育成胚胎。
（4）植株再生：将胚胎转移到生根培养基上，待其生根后进行移栽。
四、实习过程1. 实习初期，我首先学习了植物组织培养的基本原理和操作技术，了解了实验所需材料和设备。
2. 在导师的指导下，我参与了外植体的消毒、接种、培养等实验操作。
在实验过程中，我严格遵守操作规程，注意观察实验现象，并及时记录实验数据。
组培实验报告结果(3篇)
第1篇一、实验简介实验名称：植物组织培养实验实验目的：通过植物组织培养技术，探究植物细胞分裂、分化和再生能力，掌握植物组织培养的基本操作流程，并观察培养过程中植物组织的生长变化。
实验材料：水稻、玉米、小麦等植物叶片、茎段、愈伤组织等。
实验方法：采用植物组织培养技术，对植物叶片、茎段、愈伤组织进行体外培养，观察其在不同培养基、激素浓度、光照条件下的生长和分化情况。
二、实验结果与分析1. 培养基对植物组织生长的影响实验结果表明，不同培养基对植物组织的生长和分化具有显著影响。
其中，MS培养基（Murashige and Skoog培养基）对植物组织的生长和分化效果较好，愈伤组织诱导率和再生植株数量较高。
（1）MS培养基在MS培养基中，水稻叶片愈伤组织诱导率为80%，玉米叶片愈伤组织诱导率为75%，小麦叶片愈伤组织诱导率为70%。
再生植株数量分别为：水稻40株，玉米30株，小麦20株。
（2）改良MS培养基在改良MS培养基中，水稻叶片愈伤组织诱导率为70%，玉米叶片愈伤组织诱导率为65%，小麦叶片愈伤组织诱导率为60%。
再生植株数量分别为：水稻25株，玉米20株，小麦15株。
2. 激素对植物组织生长的影响实验结果表明，激素对植物组织的生长和分化具有显著影响。
其中，生长素（IAA）和细胞分裂素（KT）对植物组织的生长和分化效果较好。
（1）生长素和细胞分裂素浓度对愈伤组织诱导率的影响当生长素和细胞分裂素的浓度分别为0.5mg/L和0.1mg/L时，水稻叶片愈伤组织诱导率达到最高，为80%。
玉米叶片愈伤组织诱导率达到最高，为75%。
小麦叶片愈伤组织诱导率达到最高，为70%。
（2）生长素和细胞分裂素浓度对再生植株数量的影响当生长素和细胞分裂素的浓度分别为0.5mg/L和0.1mg/L时，水稻再生植株数量为40株，玉米再生植株数量为30株，小麦再生植株数量为20株。
3. 光照条件对植物组织生长的影响实验结果表明，光照条件对植物组织的生长和分化具有显著影响。
组织培养的实验报告
一、实验目的1. 掌握植物组织培养的基本原理和方法。
2. 熟悉植物组织培养中培养基的配制、消毒和接种技术。
3. 学习植物组织培养过程中愈伤组织的诱导、继代培养和器官分化等关键技术。
4. 了解植物组织培养在植物育种、种质资源保存等方面的应用。
二、实验原理植物组织培养是指将植物的器官、组织或细胞在人工控制的条件下，通过脱分化、再分化等过程，使其生长、发育成完整植株的技术。
植物组织培养技术具有操作简便、繁殖速度快、不受季节限制等优点，在植物育种、种质资源保存、生物工程等领域具有广泛的应用。
三、实验材料1. 植物材料：小麦种子、胡萝卜切块、番茄叶片等。
2. 培养基：MS培养基、1/2 MS培养基、1/4 MS培养基等。
3. 试剂：氯化钙、氯化钠、磷酸二氢钾、硫酸镁、琼脂、蔗糖、吲哚乙酸（IAA）、6-苄基氨基腺嘌呤（6-BA）等。
4. 仪器设备：超净工作台、高压灭菌锅、电炉、移液管、培养皿、剪刀、镊子等。
四、实验步骤1. 培养基的配制（1）称取适量氯化钙、氯化钠、磷酸二氢钾、硫酸镁等试剂，加入少量蒸馏水溶解。
（2）将溶解后的试剂溶液加入适量琼脂，搅拌至溶解。
（3）将溶解后的琼脂溶液加入蔗糖，搅拌均匀。
（4）将溶液加热至沸腾，持续搅拌，使琼脂完全溶解。
（5）待溶液冷却至50℃左右，加入适量IAA和6-BA，搅拌均匀。
（6）将溶液分装至培养皿中，待凝固后，置于高压灭菌锅中灭菌30分钟。
2. 植物材料的消毒（1）将植物材料用流水冲洗干净。
（2）用75%乙醇消毒30秒。
（3）用无菌水冲洗3-5次。
3. 植物材料的接种（1）将消毒后的植物材料切成小块或叶片。
（2）将植物材料接种至培养基中。
4. 培养与观察（1）将接种后的培养皿置于培养箱中，温度控制在25℃左右，光照时间为12小时/天。
（2）定期观察愈伤组织的形成、生长和分化情况。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织的形成经过一段时间培养，小麦种子、胡萝卜切块、番茄叶片等植物材料在培养基上形成了愈伤组织。
初代培养_实验报告
实验名称：植物组织培养初代培养一、实验目的1. 理解植物组织培养的基本概念和原理。
2. 掌握植物组织培养初代培养的操作技术。
3. 学习植物组织培养在植物繁殖、育种和基因工程中的应用。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过人工控制环境条件，使植物细胞、组织或器官在离体状态下生长、发育，最终形成完整植株的一种技术。
初代培养是指将植物外植体（如叶片、茎段、根段等）接种到培养基中，使其在无菌条件下生长、分化，形成愈伤组织或胚状体。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：紫苏叶片、无菌水、无菌滤纸、70%乙醇、氯化汞、无菌镊子、解剖刀、剪刀、移液枪、培养皿、超净工作台、恒温培养箱等。
2. 培养基：MS培养基（含有生长素和细胞分裂素）。
四、实验步骤1. 外植体消毒：将紫苏叶片用70%乙醇浸泡30秒，然后用无菌水冲洗3次，再用氯化汞消毒5分钟，最后用无菌水冲洗3次。
2. 外植体切割：用解剖刀将消毒后的紫苏叶片切成0.5cm×0.5cm大小的外植体。
3. 接种：将切割好的外植体接种到MS培养基中，每个培养皿接种5个外植体。
4. 培养条件：将接种后的培养皿放置在超净工作台，恒温培养箱中，温度25℃，光照强度1000lx，光照时间12小时/天。
5. 观察与记录：每隔3天观察外植体生长情况，记录愈伤组织形成时间、生长速度等数据。
五、实验结果与分析1. 外植体生长情况：接种后的紫苏叶片在3天后开始生长，5天后部分外植体开始形成愈伤组织，10天后愈伤组织开始增多，15天后愈伤组织达到最大值。
2. 愈伤组织特征：愈伤组织呈白色、质地柔软，细胞排列疏松，含有大量水分。
3. 培养基对愈伤组织形成的影响：通过对比不同培养基中愈伤组织形成的情况，发现MS培养基对愈伤组织形成有较好的促进作用。
六、实验结论1. 本实验成功实现了紫苏叶片的初代培养，为后续的植物组织培养实验奠定了基础。
2. MS培养基对愈伤组织形成具有较好的促进作用，可以作为植物组织培养的常用培养基。
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告实验报告：植物组织培养一、实验目的掌握植物组织培养的实验技术，培养植物组织，研究其生长过程和生理生化特性。
二、实验原理三、实验步骤1.提取组织：从植物器官中提取叶片、茎段等组织。
2.消毒处理：将提取出的组织进行消毒处理，浸泡在含有消毒剂的溶液中，达到杀灭外界微生物的目的。
3.培养基准备：配置适合植物组织培养的培养基，包括基础培养基和添加剂。
4.培养条件：将消毒处理后的组织置于培养基中，放置在恒温恒湿的培养箱中，设置适宜的光照和温度条件。
5.观察记录：观察组织在培养基上的生长情况，记录其形态变化、增殖情况等。
6.提取代表性样本：根据需要，提取生长良好、代表性的样本进行下一步的分析。
四、实验结果经过数天的培养，观察到了组织的形态发生了变化。
最初的组织经过消毒处理后放置在培养基上，经过一段时间的培养，发现组织逐渐增殖。
最初的组织形态变得模糊，开始出现小芽的形成。
随着时间的推移，这些小芽逐渐长大，发展成幼苗，并开始生长根系。
同时，观察到培养基的颜色也发生了变化，由最初的无色逐渐变为淡黄色。
五、实验分析由实验结果可知，植物组织培养可以通过一系列的人工控制，使植物细胞和组织在无菌条件下繁殖和发育。
通过调节培养基的配方、光照和温度等条件，可以控制生长的速度和分化程度。
实验中观察到的小芽和根系的形成表明植物组织在培养基上能够继续分化和增殖，这为后续的植物繁殖和基因改造提供了基础。
六、实验总结本次实验通过植物组织培养的方法，成功地培养出了植物幼苗，并观察到了其生长过程。
通过实验我们了解到了植物组织培养的基本原理和操作技术，并对植物的细胞分化和增殖有了更深入的了解。
植物组织培养作为一种重要的生物技术手段，不仅可以用于植物繁殖和育种，还可以应用于植物基因工程和药物研究等方面。
1.张三，李四，王五.植物组织培养技术的应用[A].植物生长与发育研究进展[C].北京：科学出版社。
2. Liu K，Liu G F.植物组织培养与应用研究进展[J]. 中国园艺科技.八、附录实验操作记录：日期操作内容观察结果XX月XX日提取叶片叶片消毒漂白后变白XX月XX日放置培养基出现小芽的形成.........注意事项：实验过程中需要严格遵守无菌操作规范，保持培养箱的洁净，避免外界微生物的污染。
组培综合实验报告
一、实验简介实验名称：组培综合实验实验目的：通过本实验，了解组织培养的基本原理和操作流程，掌握植物组织培养技术，并应用于植物繁殖和育种。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过离体培养的方法，使植物细胞或组织在人工控制的环境下生长、发育，最终形成完整的植株。
本实验主要涉及以下原理：1. 细胞全能性：植物细胞具有全能性，即具有发育成完整植株的潜力。
2. 培养基：培养基是植物组织培养的基础，提供植物生长所需的营养物质、激素等。
3. 灭菌：灭菌是防止微生物污染的关键环节，保证培养过程的顺利进行。
4. 光照：光照是植物进行光合作用的必要条件，有利于植物生长。
三、实验材料与仪器1. 材料：（1）植物材料：选用健康、无病虫害的植物器官或组织。
（2）培养基：MS培养基、1/2MS培养基等。
2. 仪器：（1）超净工作台：用于无菌操作。
（2）接种针：用于接种植物材料。
（3）培养箱：用于培养植物材料。
（4）显微镜：用于观察植物细胞形态。
（5）剪刀、镊子、酒精灯、烧杯等。
四、实验步骤1. 材料准备：选取健康、无病虫害的植物器官或组织，用自来水冲洗干净，然后用无菌水浸泡一段时间。
2. 灭菌：将准备好的植物材料放入70%酒精中浸泡30秒，然后用无菌水冲洗干净，再用0.1%氯化汞溶液浸泡5分钟，最后用无菌水冲洗干净。
3. 接种：将灭菌后的植物材料用接种针接种到培养基上。
4. 培养基配制：根据实验需求，配制MS培养基或1/2MS培养基。
5. 培养过程：将接种后的培养基放入培养箱中，控制温度、光照等条件，观察植物材料的生长情况。
6. 观察与记录：定期观察植物材料的生长情况，记录生长状态、植株高度、叶片数量等。
7. 数据分析：对实验数据进行整理、分析，得出结论。
五、实验结果与分析1. 植物材料在培养基上的生长情况良好，部分材料分化出芽和根。
2. 通过观察和记录，发现不同植物材料的生长速度和分化能力存在差异。
3. 分析实验数据，得出以下结论：（1）植物组织培养技术可以成功应用于植物繁殖和育种。
组培实训报告体会(3篇)
第1篇一、引言随着生物技术的飞速发展，植物组织培养技术作为一种重要的生物技术手段，在植物育种、繁殖、遗传转化等领域发挥着越来越重要的作用。
为了深入了解和掌握植物组织培养技术，我参加了为期两周的组培实训课程。
通过这次实训，我对植物组织培养技术有了更加深刻的认识，以下是我对组培实训的体会。
二、实训目的与内容1. 实训目的本次组培实训旨在让我掌握植物组织培养的基本原理、操作技能和实验方法，提高我的实践能力和创新意识。
2. 实训内容（1）植物组织培养的基本原理：了解植物组织培养的起源、发展、意义及其在农业、医药、环保等领域的应用。
（2）植物组织培养技术：学习植物外植体消毒、愈伤组织诱导、芽分化、根分化、试管苗移栽等操作技能。
（3）植物遗传转化技术：了解基因工程的基本原理，掌握农杆菌介导的植物遗传转化方法。
（4）实验室安全操作规范：熟悉实验室安全知识，掌握实验室仪器设备的使用方法。
三、实训过程与体会1. 实训过程（1）理论学习：在实训开始前，我们系统地学习了植物组织培养的基本原理、操作技能和实验方法。
（2）实验操作：在实训过程中，我们亲自操作了植物组织培养的各个步骤，包括外植体消毒、愈伤组织诱导、芽分化、根分化、试管苗移栽等。
（3）实验记录：在实验过程中，我们详细记录了实验数据，对实验结果进行分析和讨论。
（4）实验总结：在实训结束后，我们对实验结果进行了总结，分析了实验过程中存在的问题和改进措施。
2. 体会（1）理论联系实际：通过本次实训，我深刻体会到理论联系实际的重要性。
在理论学习的基础上，亲自操作实验，使我更加深入地理解了植物组织培养技术的原理和操作方法。
（2）严谨细致：在实验过程中，我认识到严谨细致是保证实验成功的关键。
每一个步骤都需要严格按照操作规程进行，确保实验结果的准确性。
（3）团队协作：在实训过程中，我们分工合作，共同完成实验任务。
这使我明白了团队协作的重要性，提高了我的团队协作能力。
（4）创新意识：在实验过程中，我尝试改进实验方法，寻找新的实验思路。
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植物组织培养实验报告 Revised as of 23 November 2020院(系、部) 化学与生物工程学院专业生物技术（师范）年级13级学号姓名组别第二组课程名称植物细胞工程学实验日期指导老师实验名称植物组织培养综合实验一、实验目的1.熟悉MS培养基的组成，掌握贮备液的配制方法2.学习、掌握植物组织固体培养基的配制和灭菌方法；3.掌握超净工作台上的接种方法与注意事项，了解接种室的灭菌方法；4.了解组织培养的基本程序；5.掌握接种的方法和材料的培养过程；6.掌握无菌操作技术，包括外植体除菌和接种技术；7.观察外植体的生长状况、染菌状况，剔除染菌外植体；8.了解MS培养基和1/2MS培养基的区别二、实验原理1.植物细胞的全能性一切植物都由细胞构成，细胞是构成植物体的基本结构与功能单位。
植物细胞含有全套遗传信息，具有形成完整植物的潜能。
2.植物细胞表现出全能性的条件1.离体状态；2.有一定的营养物质，激素和其他外界条件（无菌、温度、pH）；3.选择性能优良、细胞全能性表达充分的基因型3.无菌条件把植物的组织、器官等，使其在人工控制的无菌条件下，使植物在人工培养基上繁殖。
用于进行组织培养的组织、器官和细胞称为外植体。
在组培中外植体都死带菌的，在接种前必须进行表面消毒，这时取得培养成功的最基本和重要的前体。
组织培养的主要过程都是在无菌条件下进行的，所以所有的器材、植物体、接种室都应是无菌的。
4.脱分化与愈伤组织已有特定结构与功能的植物组织，在一定条件下，其细胞被诱导改变原来的发育途径，逐步逆转其原有的分化形态，转变为具有分生能力的胚细胞的过程称为脱分化。
脱分化所用的化学物质与MS培养基的区别是需要激素诱导。
所以脱分化培养需在MS培养基上添加激素进行愈伤组织诱导。
5.培养基植物组织培养常用的培养基为MS培养基。
常用的凝固剂是琼脂,它的主要作用是使液体培养基凝固，琼脂本身并不提供任何营养，它只是一种高分予的碳水物从海藻中提取出来，仅溶解于热水，成为溶胶，冷却后(40℃以下)即凝固为固体状凝胶。
琼脂的用量一般在4—10克／升之间。
琼脂的凝固能力除与原料、厂家的加工方式等有关外，还与高压灭菌时的温度、时间、pH值等因素有关，长时间的高温会使凝固能力下降，过酸过碱加之高温会使琼脂发生水解而丧失凝固能力，存放时间过久，琼脂变褐，也会逐失去凝固能力。
MS培养基属于富盐平衡培养基，特点是：无机盐浓度较高，元素间的比例适当，离子平衡性好，具有较强的缓冲性，因而在培养的过程中可维持较好的稳定性；营养丰富，在一般培养中无须额外加入复杂的有机成分；微量元素种类全，浓度高。
这类培养基是目前使用最广泛的培养基。
6.生长调节物质包括天然植物激素额人工激素类似物。
植物激素是一类植物自身合成、同时对其生长发育具有重要调节作用的有机化合物。
生长调节物质对于离题培养中的细胞分裂分化、器官形成和个体再生等均起着重要而明显的调节作用。
一般来说，基本培养基只能保证培养物的生存，维持其最低的生理活动，而只有植物激素的配合使用，才能完成离体培养物中按照需要设计的各个调节环节。
常用的植物组培激素种类主要有生长素类、细胞分裂素类、赤霉素。
1)生长素的生理作用主要是促进细胞分裂和生长，有利于外植体脱分化并启动细胞分裂，有利于形成愈伤组织。
同时生长素和细胞分裂素的协调作用，对于培养物的形态建立十分必要。
在离体培养的分化调节中，生长素促进不定根的形成而抑制不定芽的发生。
在液体培养中，生长素还有利于体细胞胚胎发生。
常用的生长素有吲哚乙酸（IAA）、奈乙酸（NAA）、二氯苯氧乙酸（2，4-D）和吲哚丁酸（IBA）等。
在使用2，4-D时，必须严格控制使用浓度和培养时期，因为高浓度的2，4-D常常抑制器官的发生，在分化培养时不能使用2，4-D代替其他生长素。
2)细胞分裂素的主要作用是促进细胞的分裂，调节器官分化，延迟组织衰老，增强蛋白质合成等。
此外，它还能显着改善其他激素。
离体培养中，细胞分裂素能够促进不定芽的发生，与生长素协调使用能有效调控培养物的生长与分化。
常用的细胞分裂素包括6-卞基嘌呤（6-BA）、激动素（KT）、异戊烯氨基嘌呤（2ip）、玉米素（ZT）等。
3)赤霉素（GA）是一类广泛存在于植物体内的激素，目前已发现的天然赤霉素有20多种。
自然界植物体内的赤霉素具有促进细胞伸长生长、诱导花芽形成、打破种子休眠及诱导单性结实等生理功能。
在离体培养条件下，赤霉素的主要作用时促进细胞伸长生长，与生长素协同作用对形成层的分化具有一定影响，同时还能刺激体细胞胚进一步发育成植株。
三、实验材料、试剂和仪器设备1.植物材料：马齿苋、番茄种子诱导的无菌苗、外植体（盘龙参、波斯菊、金叶女贞、黄花苜蓿、菊花、香樟、杜鹃、月季）2.实验药品（试剂）：甲醛、MS培养基母液（见表1）、蔗糖、琼脂、1%升汞、酒精（75%和90%）、NaOH、HCl、6-BA、NNA、无菌水；3.仪器设备和实验用具：高压灭菌锅、天平、pH计、超净工作台、电炉、酒精灯、镊子、解剖刀、剪刀、烧杯、培养瓶、量筒、烧杯、玻璃棒、广口试剂瓶、牛皮纸、滤纸、培养皿、药勺、支架、打火机等。
四、实验步骤(一)培养基母液的配制(2016/3/4)1.MS培养基贮备液配制表11)每种母液中的几种成分称量完毕后，分别用少量的蒸馏水彻底溶解，然后再将它们混溶，定容。
2)贮备液III需加热溶解。
混合后调至，定容，保存在棕色玻璃瓶内。
3)6-BA：1 mg/mL(溶于少量1N盐酸后以蒸馏水定容）。
NAA：1 mg/mL（先用少量95%乙醇溶解后以蒸馏水定容）。
4)各种母液配制完成后，分别用玻璃瓶贮存，贴上标签，注明母液号、配制倍数、日期等，放入冰箱冷藏室保存。
一般无机物质的母液在冰箱中可保存半年以上，有机物质的母液保存时间在半年以内，但若发现有沉淀或霉变,应立即需重新配制。
2.其他试剂的配置1)1 mol/L 的NaOH：1瓶2)1 mol/LHCL ：1瓶3)%的升汞或2%次氯酸钠：每个超净工作台一瓶（用时处理5-30min)4)70~75%酒精：每个超净工作台一瓶5)95%酒精：每个超净工作台一瓶6)75%酒精棉球：每个超净工作台一瓶(二)培养基的配制与灭菌1.培养基配制1)配制培养液（MS培养液）：按每次配制500 mL培养基计，用量筒或者移液管从各种母液中分别取出贮备液I 25 mL、贮备液II、Ⅲ、Ⅳ各5 mL；2)溶化琼脂：用粗天平分别称取5g琼脂、15g蔗糖放入500 mL搪瓷缸中，加入蒸馏水400 mL，用用电炉加热，边加热边用玻璃棒搅拌，直到液体呈半透明状。
然后再将配好的混合培养液加入到煮沸的琼脂中，最后加蒸馏水定容至500 mL，搅拌均匀。
3)调pH：用滴管吸取物质的量浓度为1 mol/L的NaOH溶液，逐滴滴入溶化的培养基中，边滴边搅拌，并随时用精密的pH试纸（～）测培养基的pH，一直到培养基的pH为为止（培养基的pH必须严格控制在）。
4)培养基的分装溶化的培养基应该趁热分装。
分装时，先将培养基倒入烧杯中，然后将烧杯中的培养基倒入组培瓶（50 mL或100 mL）中。
注意不要让培养基沾到瓶口和瓶壁上。
组培瓶中培养基的量约50mL 。
每500 mL培养基，可分装10～15瓶。
5)培养基分装完毕后，应及时封盖瓶口。
最后在组培瓶外壁贴上标签。
2.培养基灭菌（高压灭菌）1)放培养瓶。
将装有培养基的培养瓶直立于金属小筐中，再放入高压蒸气灭菌锅内。
如果没有金属小筐，可以在两层锥形瓶之间放一块玻璃板隔开。
2)放置其他需要灭菌的物品。
将其他需要灭菌的物品也放入高压蒸气灭菌锅内，如装有蒸馏水的锥形瓶、带螺口盖的玻璃瓶、烧杯、广口瓶（以上物品都要用牛皮纸封口），用牛皮纸包裹的培养皿、剪刀、解剖刀、镊子、滤纸、铅笔等。
3)待需要灭菌的物品码放完毕，盖上锅盖。
在98 kPa、℃下，灭菌20min。
灭菌后取出培养瓶，让其中的培养基自然冷却凝固。
最好放置1d后再使用。
3.其他灭菌1)不耐热的物质将采用过滤灭菌如赤霉素、玉米素、脱落酸、尿素和某些维生素等。
过滤灭菌的原理：溶液通过滤膜后，细菌的细胞和孢子等因大于滤膜孔径而被阻。
2)玻璃器皿及耐热用具等可采用干热灭菌即利用烘箱加热到160-180℃的温度来杀灭微生物。
3)用于无菌操作的器械采用灼烧灭菌(三)接种室和超净工作台的灭菌处理1.接种室熏蒸灭菌长期不用的培养室或接种室要进行熏蒸。
方法：甲醛、高锰酸钾熏蒸。
甲醛的用量通常按每立方米空间2-6毫升计算，高锰酸钾的用量是甲醛的一半。
室内准备妥当后，把称好的高锰酸钾放在瓷碗或烧杯内(最好在碗或杯下面铺一张报纸，以利清洗)，然后将甲醛也倒入碗或杯内，立即出屋关门。
几秒钟后，甲醛溶液即沸腾挥发。
高锰酸钾是一种氧化剂，当它与一部分甲醛作用时，由氧化反应产生的热可使其余的甲醛挥发为气体。
甲醛熏蒸接种室应至少在使用前24小时进行，熏蒸后密闭保持4小时以上再进入室内工作。
甲醛对人的眼、鼻有强烈刺激作用。
因此，可在使用前用氨进行中和。
取与甲醛等量的氨水，倒在另一个烧杯里，迅速放入熏蒸室内，使甲醛和氨水发生中和反应，以消除甲醛味，减少对人体的刺激作用。
使用氨水应在工作前2小时进行。
对有材料的培养室，也可以采用乙二醇加热熏蒸2.准备组培室将组培室打扫干净，调至适宜温度3.超净工作台处理1)材料准备用75%酒精擦拭，准备好超净工作台内物品，包括酒精棉球、75%和90%酒精、废液缸、打火机、酒精灯、支架、镊子、解剖刀、解剖剪等2)灭菌处理实验开始前先用75%酒精擦拭工作台面，然后开启紫外灯，紫外照射20min-30min。
关闭紫外灯，开启风机10min后打开日光灯。
用70－75％的酒精拭擦台面并消毒双手。
试验用具也应该用酒精消毒。
点燃酒精灯，将金属器械在其火焰上灼烧，冷却待用。
注意：所有操作应在火焰近处并经过灼烧进行。
金属器械不能过度灼烧，以防退火。
移液管不能灼烧，培养瓶口、塑料材料、橡胶材料过火焰不能时间太长。
(四)无菌苗的培养(2016/3/11)1.培养基配制（方法同（二）培养基的配制与灭菌）种子的萌发采用1/2MS培养基2.马齿苋（番茄）种子处理1)洗去浮尘和上漂的种子，挑选饱满种子，置于培养瓶中流水冲洗30min后倒掉水备用；2)将种子置于培养瓶中，用75%酒精消毒灭菌30~60s，用无菌水冲洗干净；3)用1%升汞处理8~10min，然后用无菌水冲洗3~4次，放入无菌培养皿中，置于酒精灯火焰下方，用无菌接种器械进行分离接种。
3.接种及培养1)用酒精擦洗工作台和手，对接种器具进行灼烧灭菌；2)打开培养瓶，瓶口在灯焰处旋转灼烧，用镊子（90%酒精浸泡并灼烧）将培养材料置于培养基上，灼烧瓶口，盖上瓶塞。