气管插管实验报告
吸痰法实验报告
吸痰法实验报告
引言：
吸痰法作为一种常见的护理方法，在医疗实践中被广泛应用于
呼吸道疾病患者的治疗中。本实验旨在探究吸痰法对呼吸道清除
效果的影响，以及不同吸痰方法的优劣之处。
材料与方法：
1. 实验装置：人工模型模拟者、气管插管、吸球、吸痰管等。
2. 实验组：健康志愿者10名。
3. 实验过程：每位志愿者进行一次气管插管，并接入实验装置，将吸痰管通过气管插管放置合适位置。志愿者自愿深呼吸，实验
者根据需要进行吸痰。
实验结果：
通过吸痰法进行吸痰后，我们观察到如下现象：
1. 痰液清除效果：在本实验中，吸痰法有效地清除了呼吸道中
的痰液。志愿者吸痰后，明显感觉到呼吸通畅，呼吸音逐渐恢复
正常。
2. 不同吸痰方法的优劣：实验中对比了吸球和负压吸引两种吸
痰方法。结果显示，负压吸引法可以更彻底地清除呼吸道中的痰液，达到更好的治疗效果。而吸球法由于吸力较小，清除痰液的
效果相对较差。因此，在实际应用中，负压吸引法更为推荐。
3. 安全性评估：吸痰法在实验过程中显示出较高的安全性。志
愿者在吸痰过程中未有明显不适或并发症。然而，需要注意的是，在实际操作中，应遵循正确的吸痰方法与操作规范，以确保患者
的安全。
讨论：
1. 吸痰法的机制：吸痰通过应用负压，可以有效清除呼吸道中
的痰液，减轻患者的不适感。这种负压作用能够通过改变呼吸道
内液体表面张力，形成能够吸附痰液的液体层，从而促进痰液的
排出。
2. 吸痰法的应用范围：吸痰法主要适用于气管插管或有痰液堆
积的病人，如慢性支气管炎、哮喘等呼吸道疾病患者。通过吸痰
法清除呼吸道的痰液，有助于改善患者的呼吸状态，预防并发症
气管插管实验报告
篇一：家兔气管插管实验
兔的固定方法
背位固定用棉绳拉住兔的上门牙齿固定于手术台柱上。也可用兔头架，先将兔颈嵌入半圆形铁圈，再将兔嘴套入可调节铁环。拧紧固定螺丝，再将长柄固定于手术台的定柱上
（四）常用手术的基本操作
1.备皮
（1）剪毛法：常用于急性实验。用一般弯剪刀贴皮肤依次将手术围的皮毛剪去。勿用手提起毛剪之，以免剪破皮肤。
（2）拔毛法：适用于大、小白鼠和家兔耳缘静脉，以及后肢皮下静脉的注射、取血等。（3）剃毛法：用于大动物的慢性实验，用电剃刀顺着毛方向剃毛。
（4）脱毛法：用于无菌手术野备皮。小动物脱毛，脱毛剂配方：硫化钠8g，淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼酸1g，水75g，调成糊状。用法：先将手术野的毛剪短，后用棉球涂一薄层脱毛剂，2～3分钟后用温水洗净，擦干，涂一薄层油脂。鼠类亦可不用剪毛，直接涂脱毛剂。狗等大动物脱毛，配方：硫化碱10g，生石灰15g，加水至100ml拌匀。用法：术者戴耐酸手套，用纱布涂之，使狗毛浸透，等2～3分钟后洗净擦干，涂一薄层油脂。注意切不可在脱毛前用水弄湿脱毛部位，以免脱毛剂渗入毛根造成炎症。
2.消毒
常用于慢性实验，一般用3%碘酊和75%乙醇常规法消毒。
（五）常用动物的给药方法及采血方法
1.常用动物的给药方法
（1）淋巴囊注射法常用于蟾蜍。注入药物易于吸收。方法为左手取动物，右手持注射器以150角斜挑刺入尾骨两侧皮下淋巴囊，缓慢推入，量宜小于0.5ml，因动物皮薄，弹性差，拔针后应用棉球按压针孔片刻。
（2）皮下注射法常用于鼠类、兔、猫、狗等。鼠类注射法为左手提起其头部皮肤，右手握注射器，以约15o角刺入皮下，缓缓注入药液，拔针后轻压针孔。小白鼠注入量应小于0.4ml 药液。大白鼠、豚鼠要用大号针头。鼠类亦可从背部皮下注射，但需两个人合作完成。兔、狗、猫常在背部或大腿侧等皮下脂肪少的部位进行皮下注射，禽类常选翼下注射。（3）肌肉注射法鼠类常选后肢外侧肌肉。兔、猫、狗多选臀部肌肉，鸟类选胸肌和腓肠肌。方法为左手固定动物，右手持注射器，垂直刺入肌肉，缓慢注射，注射完毕用手轻轻按摩注射部位，以利药物吸收。
呼吸运动调节 实验报告
呼吸运动调节实验陈述之袁州冬雪创作
课程：机能学实验临床医学系2017 级01 班组员：
【实验目标】
掌握实际：
1.缺O2、CO2增多、增大无效腔、不完全窒息、切断迷走神经、刺激迷走神经中枢端对呼吸运动的影响.
2.肺牵张反射的生理意义.
掌握操纵：
1.家兔实验的基本方法和技术（静脉麻醉、气管插管、分离神经等）.
2.呼吸运动生物信号收集与处理系统的使用.
【实验原理】
呼吸，是指机体与外界环境之间的气体交换过程，机体摄取02，排出代谢过程中发生的CO2.呼吸运动，是指呼吸肌收缩和舒张引起胸廓的节律性扩大和缩小，是在中枢神经系统的调节下，呼吸中枢节律活动的反应.
呼吸运动是包管血液中气体分压稳定的重要机制.机体表里环境改变的刺激可以直接或通过感受器反射性地作用于呼吸中枢，影响呼吸运动的深度和频率，以适应机体代谢的需要.机体通过呼吸运动调节血液中的O2，CO2和H+水平，血液中的PaO2，PaCO2和[H+]的变更又可以通过中枢化学感受器/外周化学感受器反射性调节呼吸运动，从而维持内环境中PaO2，PaCO2和[H+]的相对稳定.
肺牵张反射是包管呼吸运动节律的机制之一.肺牵张反射是其感应器主要分布于支气管和细支气管平滑肌.吸气时，肺扩大，当肺内气量达一定容积时，肺牵张感受器兴奋，发放冲动沿迷走神经传入至延髓，抑制吸气中枢活动，停止吸气而呼气.呼气时，肺缩小，感受器刺激减弱，使传入冲动减少，吸气中枢再次兴奋，使呼气停止，再次发生吸气，开端一个新的呼吸周期.
在正常麻醉状态下、实验动物坚持平稳的呼吸节律，其中上升之为吸气，下降支为呼吸；曲线疏密反映呼吸频率，曲线高度反映呼吸幅度.动物节律性呼吸的基本中枢位于延髓，在肺牵张反射和呼吸调整中枢的共同作用下，坚持平稳的节律性呼吸.
实验十二 家兔手术技术训练实验报告
实验十二家兔手术技术训练
一．实验目的
1．学习和掌握家兔的常用手术技术和麻醉技术；
2．掌握家兔的气管插管术
3．实践家兔的腹部手术技术，并找到输尿管
4．学习家兔的开颅术。
二．实验原理
1．麻醉
在慢性实验或急性在体实验中，施行手术之前必须将动物麻醉。麻醉可使动物在手术或实验过程中减少疼痛，保持安静，保证实验的顺利进行。麻醉剂的种类繁多，作用原理不尽相同，在应用时需根据动物的种类以及实验或手术的性质慎重加以选择。麻醉必须适度，过深或过浅均会给手术或实验带来不良影响。麻醉的深浅可从呼吸，某些反射的消失，肌肉的紧张程度和瞳孔的大小加以判断。常用刺激角膜以观察角膜反射。适宜的麻醉状态是呼吸深慢而平稳，角膜反射与运动反应消失，肌肉松弛。
本实验中家兔的麻醉采用耳缘静脉注射法。兔耳的外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。
注射前需在注射部位剪毛，用左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端，使其充血（亦可用动脉夹夹住），并用左手拇指和无名指固定兔耳。用右手持注射器将针头顺血管方向刺入静脉，刺入后再将左手食指和中指移至针头处，协同拇指将针头固定于静脉内，便可缓缓注射。如注射阻力过大或局部肿胀，说明针头未刺入血管，应拔出重新刺入。首次注射应从静脉的远心端开始，以便进行反复注射。
2．动物的固定
急性在体实验的手术过程中，必须将麻醉动物固定，以限制动物的活动，保证实验或手术的顺利进行。实验中最常使用的动物固定方法有两种：背位固定法和腹位固定法，其中关键性的固定部位是头部和四肢。
本次家兔的实验使用背部固定法：
（1）头部的固定
因为无动物头夹，取线绳代替，即将线绳拉紧动物的门齿，固定于手术台前端的直棒上，以达到固定头部的目的。
呼吸运动的调节实验报告结论
呼吸运动的调节实验报告结论
呼吸运动调节实验报告
家兔呼吸运动的调节实验
[目的要求]
1 学习记录家兔呼吸运动的方法。
2观察并分析肺牵张反射及不同因素对呼吸运动的影响。
[基本原理]
人体及高等动物的呼吸运动所以能持续地、节律性地进行，是由于体内调节机制的存在。体内、外的各种刺激，可以直接作用于中枢或不同部位的感受器，反射性地影响呼吸运动，以适应机体代谢的需要。肺的牵张反射参与呼吸节律的调节。
[动物与器材]
家兔、兔体手术台，手术器械、张力传感与滑轮或动物呼吸传感器、生物机能实验系统、20ml与50ml注射器、橡皮管、20%或25%氨基甲酸乙酯、生理盐水、0.5%KCN装有CO2的气袋、装有纳石灰的气袋。
[方法与步骤]
急性动物实验时，记录呼吸运动的方法有三种，一种是通过压力传感器与气管插管连接记录；另一种是通过系在胸(或腹)部、装有压力传感器的呼吸带记录；第三种是通过张力传感器记录隔肌运动。
先将动物麻醉、固定、进行颈部气管、动脉及神经分离术，插
入气管插管，分离出一侧颈总动脉和双侧迷走神经，穿线备用。
1、剑突软骨分离术
切开胸骨下端剑突部位的皮肤，再沿腹白线切开长约2ml的切口。细心分离表面的组织(勿伤及胸骨),暴露出剑突与骨柄，用金冠剪剪去一段剑突软骨的骨柄，使剑突软骨于胸骨完全分离，但必须保留附于其下方的隔肌片，并使之完好无损。此时隔肌的运动可牵动剑突软骨。
2、将系有长线的金属钩钩住游离的剑突软骨中间部位，线的另一端通过万能滑轮系于张力传感器的应变梁上。
3、开启计算机采集系统，接通张力传感器的输入通道，调节记录系统，使呼吸曲线清楚地显示在显示器上。
实验：气管插管的应用解剖
鼻腔与咽（凸向后）咽与喉（凸向前）
二、气管插管经喉与气管颈部的解剖
重点复习和观察以下内容 1.喉的软骨：甲状软骨、环状软骨、会厌软骨
杓状软骨 2.喉的连结：甲状舌骨膜、弹性圆锥、方形膜 3.喉腔：前庭襞、前庭裂；声襞、声门裂；
实验十 气管插管通道的应用解剖
一、气管插管经口、鼻、咽的解剖 二、气管插管经喉与气管颈部的解剖 三、气管插管路径的应用解剖小结（P125）
一、气管插管经口、鼻、咽的解剖
重点复习和观察以下内容Fra Baidu bibliotek1.口腔：咽峡 2.鼻腔：鼻中隔、易出血区（Little区）
两个夹角 ：鼻前庭和固有鼻腔112.3° 固有鼻腔和鼻咽部 106.9°
喉前庭、喉中间腔、声门下腔 4.气管颈部 气管隆嵴
自上切牙至气管隆嵴的距离（男26-28cm、 女性24-26cm、婴儿约10cm）
气管插管实验报告
气管插管实验报告
《气管插管实验报告》
实验目的：通过对气管插管的实验，探究气管插管对呼吸系统的影响，以及在临床上的应用。
实验方法：在实验中，我们使用了模拟人体呼吸系统的模型，通过将气管插管插入模型中，观察其对呼吸系统的影响。我们记录了插管前后的呼吸频率、氧气饱和度等数据，并进行了对比分析。
实验结果：实验结果显示，气管插管可以有效地维持呼吸通畅，提高氧气饱和度，并且可以通过调节插管的深度和角度来达到最佳效果。同时，我们也观察到了插管可能带来的一些不良反应，如呼吸道刺激、喉咙疼痛等。
实验结论：气管插管是一种常见的临床操作，对于呼吸系统疾病的治疗和急救具有重要意义。通过本次实验，我们对气管插管的应用和影响有了更深入的了解，为临床实践提供了一定的参考价值。
总结：气管插管实验为我们提供了宝贵的实验数据和经验，对于呼吸系统的研究和医学实践具有重要意义。我们将继续深入研究气管插管的机理和应用，为临床医学的发展做出更多的贡献。
犬的气管实验报告模板
犬的气管实验报告模板
实验报告模板：犬的气管实验
实验目的：观察犬的气管结构和功能，并了解其生理特点。
实验原理：
犬的气管是连接喉部和支气管的管道，主要功能是传导空气，使其进入肺部。气管由脆弱的软骨环组成，同时内壁有纤毛和黏液，可以防止异物进入肺部。犬的气管直径和长度与呼吸频率和肺容量密切相关。
实验器材：
1. 犬尸体
2. 手术工具：手术刀、剪刀、镊子等
3. 显微镜
实验步骤：
1. 取得犬尸体并放置在实验台上。
2. 使用手术工具将头部固定，便于操作。
3. 使用手术刀剖开颈部皮肤，暴露出气管。
4. 用镊子小心地将软组织移开，以便更好地观察气管。
5. 使用手术刀切开气管，注意避免切伤内部结构。
6. 通过放大镜观察气管内部的纤毛和黏液，了解其作用。
7. 观察气管的直径和长度，记录数据。
8. 注意观察气管的形态和颜色，注意任何异常。
实验结果：
观察气管内部可见纤毛和黏液，黏液可以防止异物进入肺部，保护呼吸道的通畅。犬的气管直径和长度与呼吸频率和肺容量有关，不同犬种的气管结构可能有所差异。
实验结论：
犬的气管是呼吸系统的重要组成部分，通过观察气管的结构和功能，可以更好地了解犬的呼吸特点和生理状况。实验结果表明，犬的气管内部有纤毛和黏液，能够防止异物进入肺部，保护呼吸道的通畅。犬的气管直径和长度与呼吸频率和肺容量密切相关。
临床技能课实验报告评分标准临床技能中心【模板】
临床技能课实验报告评分标准临床技能中心【模板】
临床技能课
实验报告评分标准
临床技能中心
2016年3月
目录
一、心脏体格检查实验报告评分标准 (1)
二、常用穿刺术实验报告评分标准 (2)
三、清创术实验报告评分标准 (3)
四、妇科病史和体格检查实验报告评分标准 (5)
五、产前检查实验报告评分标准 (6)
六、儿科病史采集实验报告评分标准 (7)
七、现场心肺复苏术实验报告评分标准 (8)
八、气管插管术实验报告评分标准 (9)
九、静脉输液术实验报告评分标准 (11)
十、胃管植入术实验报告评分标准 (12)
十一、导尿术实验报告评分标准 (13)
十二、穿脱隔离衣实验报告评分标准 (14)
心脏体格检查实验报告评分标准
一、实验目的：0.5分
二、实验用具：0.5分
三、实验步骤：8分
（一）实验前准备：0.5分
1.准备和清点用物
2.检查者的准备
3.被检查者的准备
（二）实验过程：7.5分
1.心脏的视诊（1.5分）：心前区有无隆起、凹陷（0.5分）、心前区有无异常搏动（0.5分）、心尖搏动的位置、强度、范围（0.5分）
2.心脏的触诊（2分）：心前区和心尖搏动（0.5分）、心脏震颤（0.8分）、心包摩擦感（0.7分）
3.心脏的扣诊（2分）：先扣左界（0.8分）、再扣右界（0.7分）、测量距离（0.5分）
4.心脏的听诊（2分）：听诊内容（1分）、听诊顺序（1分）
实验结束后协助受检者整理衣物,感谢其配合。
四、实验小结：1分
常用穿刺术实验报告评分标准
一、实验目的：0.5分
二、实验用具：1.0分
无菌穿刺包（0.25分）、消毒用品（0.25分）、麻醉剂（0.25分）、标本瓶或玻片（0.25分）
家兔气管插管实验报告
家兔气管插管实验报告
家兔气管插管实验报告
引言：
气管插管是一种常见的医疗技术，用于维持患者的呼吸道通畅。在临床实践中，家兔常被用作实验动物，因其结构与人类相似，且易于管理。本实验旨在探究
家兔气管插管的操作方法和效果，以期为临床操作提供参考依据。
实验材料与方法：
1. 材料：家兔、气管插管器、氧气供应装置、麻醉药物、消毒液等。
2. 方法：
a. 准备工作：将实验器材进行消毒处理，保证操作环境的无菌。
b. 家兔麻醉：采用适量的麻醉药物对家兔进行麻醉，确保其处于无痛状态。
c. 插管操作：将家兔固定在手术台上，使用消毒液清洗家兔口腔和喉部区域。然后，将气管插管器插入家兔口腔，经过喉部，直至气管。确认插管位置后，
连接氧气供应装置，确保气道通畅。
d. 监测与记录：实时监测家兔的呼吸频率、心率和血氧饱和度等指标，并记
录相关数据。
实验结果与讨论：
在本次实验中，我们成功地将气管插管器插入家兔的气管，并确保了气道通畅。通过实时监测，我们发现家兔的呼吸频率和心率在插管后有所变化，这可能是
由于插管过程中的刺激所致。此外，我们还观察到家兔的血氧饱和度在插管后
有所下降，这可能是由于插管引起的气道阻塞或通气不足所致。
针对这些结果，我们可以得出以下结论和讨论：
1. 气管插管对家兔的生理指标有一定影响。插管过程中的刺激可能导致呼吸频率和心率的变化，而气道阻塞或通气不足可能导致血氧饱和度下降。
2. 在临床实践中，医务人员应谨慎操作，以减少插管过程中对患者的刺激和不良影响。
3. 在插管后，应及时监测患者的生理指标，并采取相应的措施，以确保气道通畅和患者的安全。
气管插管实验报告
篇一：家兔气管插管实验
兔的固定方法
背位固定用棉绳拉住兔的上门牙齿固定于手术台柱上。也可用兔头架，先将兔颈嵌入半圆形铁圈，再将兔嘴套入可调节铁环。拧紧固定螺丝，再将长柄固定于手术台的定柱上
〔四〕常用手术的根本操作
1.备皮
〔1〕剪毛法：常用于急性实验。用一般弯剪刀贴皮肤依次将手术围的皮毛剪去。勿用手提起毛剪之，以免剪破皮肤。
〔2〕拔毛法：适用于大、小白鼠和家兔耳缘静脉，以及后肢皮下静脉的注射、取血等。〔3〕剃毛法：用于大动物的慢性实验，用电剃刀顺着毛方向剃毛。
〔4〕脱毛法：用于无菌手术野备皮。小动物脱毛，脱毛剂配方：硫化钠8g，淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼酸1g，水75g，调成糊状。用法：先将手术野的毛剪短，后用棉球涂一薄层脱毛剂，2～3分钟后用温水洗净，擦干，涂一薄层油脂。鼠类亦可不用剪毛，直接涂脱毛剂。狗等大动物脱毛，配方：硫化碱10g，生石灰15g，加水至100ml拌匀。用法：术者戴耐酸手套，用纱布涂之，使狗毛浸透，等2～3分钟后洗净擦干，涂一薄层油脂。注意切不可在脱毛前用水弄湿脱毛部位，以免脱毛剂渗入毛根造成炎症。
2.消毒
常用于慢性实验，一般用3%碘酊和75%乙醇常规法消毒。
〔五〕常用动物的给药方法及采血方法
1.常用动物的给药方法
〔1〕淋巴囊注射法常用于蟾蜍。注入药物易于吸收。方法为左手取动物，右手持注射器以150角斜挑刺入尾骨两侧皮下淋巴囊，缓慢推入，量宜小于0.5ml，因动物皮薄，弹性差，拔针后应用棉球按压针孔片刻。
〔2〕皮下注射法常用于鼠类、兔、猫、狗等。鼠类注射法为左手提起其头部皮肤，右手握注射器，以约15o角刺入皮下，缓缓注入药液，拔针后轻压针孔。小白鼠注入量应小于0.4ml药液。大白鼠、豚鼠要用大号针头。鼠类亦可从背部皮下注射，但需两个人合作完成。兔、狗、猫常在背部或大腿侧等皮下脂肪少的部位进展皮下注射，禽类常选翼下注射。〔3〕肌肉注射法鼠类常选后肢外侧肌肉。兔、猫、狗多项选择臀部肌肉，鸟类选胸肌和腓肠肌。方法为左手固定动物，右手持注射器，垂直刺入肌肉，缓慢注射，注射完毕用手轻轻按摩注射部位，以利药物吸收。
兔子气管插管实验报告
兔子气管插管实验报告
实验报告格式范例
实验名称：兔子气管插管实验报告
实验目的：
1. 了解兔子气管插管的操作过程和操作技巧。
2. 掌握兔子气管插管的注意事项和插管成功的标志。
3. 探究兔子气管插管在临床应用中的作用和重要性。
实验设备：兔子、气管插管器、手术器械、麻醉仪、监护仪等。实验方法：
1. 选取健康的兔子作为实验对象，并对其进行麻醉和监护。
2. 将兔子置于仰卧位，并用消毒物清洗兔子口腔、鼻腔和咽喉部，准备插管操作。
3. 使用气管插管器，将插管器插入兔子口腔并向下移动，找到气管入口。
4. 插入气管插管器，注意观察兔子响应和插管位置，调整插管深度和呼吸机设置。
5. 对兔子进行监护，记录知觉、呼吸、血氧饱和度等指标。
实验结果：
1. 在操作过程中，我们从安徽养殖场选取了两只健康的兔子作为实验对象。
2. 在进行麻醉和监护后，我们成功地插入了气管插管器，并进行了调整和监测。
3. 在监测过程中，我们发现兔子的呼吸和血氧饱和度都保持在正常水平，没有出现异常反应。
实验结论：
1. 兔子气管插管是一项技术要求较高的操作，需要有专业的医护人员进行实施，并且要注意监测和调整。
2. 在临床应用中，兔子气管插管可以用于进行气管切开术、气管内异物取出等手术操作，具有重要的临床意义。
3. 实验结果表明，兔子气管插管可以通过规范的操作流程和监控手段实现准确、可靠的插管，为临床应用提供了一定的技术支持。
参考文献：
1. 临床神经外科学. 瑞典: 科价出版社, 2013.
2. 徐兆福等. 临床气管插管技术. 北京: 人民军医出版社, 2008.
气管内插管实验报告doc
气管内插管实验报告
篇一：呼吸运动调节实验报告
家兔呼吸运动的调节实验
[目的要求]
1学习记录家兔呼吸运动的方法。
2 观察并分析肺牵张反射及不同因素对呼吸运动的影响。
[基本原理]
人体及高等动物的呼吸运动所以能持续地、节律性地进行，是由于体内调节机制的存在。体内、外的各种刺激，可以直接作用于中枢或不同部位的感受器，反射性地影响呼吸运动，以适应机体代谢的需要。肺的牵张反射参与呼吸节律的调节。
[动物与器材]
家兔、兔体手术台，手术器械、张力传感与滑轮或动物呼吸传感器、生物机能实验系统、20ml与50ml注射器、橡皮管、20%或25%氨基甲酸乙酯、生理盐水、0.5%KCN装有CO2的气袋、装有纳石灰的气袋。
[方法与步骤]
急性动物实验时，记录呼吸运动的方法有三种，一种是通过压力传感器与气管插管连接记录；另一种是通过系在胸（或腹）部、装有压力传感器的呼吸带记录；第三种是通过张力传感器记录隔肌运动。
先将动物麻醉、固定、进行颈部气管、动脉及神经分离术，插入气管插管，分离出一侧颈总动脉和双侧迷走神经，穿线备用。
1、剑突软骨分离术
切开胸骨下端剑突部位的皮肤，再沿腹白线切开长约2ml的切口。细心分离表面的组织（勿伤及胸骨），暴露出剑突与骨柄，用金冠剪剪去一段剑突软骨的骨柄，使剑突软骨于胸骨完全分离，但必须保留附于其下方的隔肌片，并使之完好无损。此时隔肌的运动可牵动剑突软骨。
2、将系有长线的金属钩钩住游离的剑突软骨中间部位，线的另一端通过万能滑轮系于张力传感器的应变梁上。
3、开启计算机采集系统，接通张力传感器的输入通道，调节记录系统，使呼吸曲线清楚地显示在显示器上。
气管插管应急处置报告
气管插管的应急处置情况报告
一、事件概述
患者：女性，55岁，于2023年12月06日，在插管全麻下行腔镜下左半结肠癌根治术+回肠造瘘术的患者。术毕于13：50转入室麻醉科复苏，体查：体温36.5℃，脉搏80次/分，12次/分，血压110/78mmHg。待患者清醒、肌力恢复后遵嘱予气管导管拔除，拔管35分钟后患者突发意识障碍、指脉氧下降的状况。护士立即配合医生进行重新气管插管应急处置。
二、事件处理过程
1.现场评估
突然发现患者呼之不应，指脉氧下降。立即予进行初步评估，并判断患者可能出现了麻醉引起呼吸抑制的突发状况。
2.给予氧气和紧急呼叫医生
患者发生病情变化后立即给予氧气，简易呼吸器辅助呼吸，提高血氧饱和度。同时呼叫麻醉医生，并将患者的状况告知医生，医生迅速对患者进行详细评估，确认为因麻醉引起呼吸抑制。
3.准备抢救物品、药物
立即准备气管导管、导芯、喉镜、负压吸引器等物品、药物和仪器，配合医生行气管插管术，予呼吸机辅助呼吸。
4.监测和观察
对患者进行严密的生命体征监测和观察，包括血氧饱和度、呼吸频率、心率、血压等指标的监测，注意血气分析的结果。妥善管理气管插管，注意导管深度，确保气管导管在位，保持呼吸通畅。同时，密切观察患者的病情变化，及时向医生汇报。
5.家属沟通
医生及时与患者的家属进行沟通，告知患者的病情和治疗进展，解答家属的疑问和担忧，提供必要的支持和安慰。
6.病情观察和护理记录
密切观察患者的病情变化，并做好详细的护理记录，包括治疗过程、医嘱执行情况、患者病情观察和护理措施等，以便于医生随时了解患者的状况。并向护士长报告患者发生病情变化和抢救过程。
生理因素及药物对呼吸运动及膈神经放电的影响实验报告（完整版）
生理因素及药物对呼吸运动及膈神经放电的影响实验报告（完
整版）
家兔呼吸运动的调节
实验目的：
1.用气管插管描记呼吸流量间接反映家兔呼吸运动（呼吸频率、节律、幅度）的方法，研究吸入二氧
化碳、静脉注射乳酸溶液、增大解剖无效腔以改变血液中二氧化碳浓度、氧气浓度、[H+]和气道阻力、切断颈部迷走神经、电刺激迷走神经中枢端对呼吸运动的影响并初步探讨其作用部位，并分析机制。
2.掌握气管插管术和神经血管分离术。
实验材料：
对象：家兔；
试剂：20g/L 乳酸溶液，氨基甲酸乙酯；
仪器：RM6240生物信号采集系统，手术器械一套，兔手术台，T 型气管插管，注射器，50cm长橡皮管一条，CO2气袋，丝线，铁架台，婴儿秤，呼吸换能器，电刺激连线。
实验方法：
1.麻醉固定：家兔称重后，将氨基甲酸乙酯以5ml/kg 的体重剂量由兔耳缘静脉内缓慢注入，注意观察家兔的反应。待麻醉后，将家兔仰卧固定于兔手术台上，先后固定四肢及兔头。
2．手术：剪去家兔颈部的被毛，沿颈部正中线作一长6～7cm的切口，用止血钳钝性分离皮下组织，暴露并游离气管，并于气管下穿线备用。在气管两侧肌肉深面颈动脉鞘内分离迷走神经，并在其下穿线备用。在甲状软骨下第4～5个气管软骨处作一“⊥”形切口。将T 型气管插管向肺的方向插入气管内，用预留备用线线结扎固定。手术完毕后用纸巾擦拭手术伤口部位。
3．观察准备：用皮管连接气管插管和呼吸换能器。打开呼吸换能器，启动计算机RM6240生物信号采集系统，点击“实验”菜单，选择“呼吸运动调节”，双击一通道，调节增益、采样参数，使基线归
肺水肿实验报告
实验性肺血容量增高性肺水肿
一、实验目的
1.复制家兔实验性肺水肿
2.观察肺水肿的表现，并探讨其有关的发病机理。
二、实验药品与器材
生理盐水、乌拉坦、气管插管和与之配套的呼吸描记装置（二道生理记录仪）或生物信号采集系统、血气分析仪。静脉导管和静脉输液装置，颈部小手术器械，婴儿秤，天平，听诊器，兔固定台，1ml、2ml注射器各2具，丝线，纱布，滤纸，烧杯等。
三、实验步骤
本实验分为实验组和对照组。
1、将实验组家兔准确称重后，麻醉、仰卧固定于兔台上，剪去颈前部手术视野被毛，切开颈部前部皮肤，然后分离气管及一侧颈外静脉和二侧颈总动脉并穿线备用。切开气管，插入气管插管，用丝线结扎固定后将呼吸描记装置与之相连，以描记呼吸。结扎颈外静脉远心端，在近心端靠近结扎处剪一小口，插入静脉导管，结扎固定后将输液装置与之相接并试行滴注，通畅后暂停输液。
2、由颈总动脉插入动脉插管以描记血压，由颈外静脉插入静脉插管并连接输液装置缓慢滴人0．9％的生理盐水以保持管道通畅
3、描记一段正常呼吸，用听诊器听肺的呼吸音。
4、用lml肝素化注射器从耳朵动脉抽血0．5m1，立即将针头插入橡皮塞中以防空气进入。经血气分析仪测定血液的pH、PaC02、Pa02、K+、Na+、Cl-等，作为实验前对照。
5、然后输入37℃(摄氏度)生理盐水，输入量按100ml/㎏（体重）计算，输液速度180-200滴/min。
6、输药液过程中密切观察机体的变化：
①呼吸曲线有否变化，有否呼吸急促，困难。
②肺部是否出现罗音。
③气管插管口是否有粉红色泡沫液体溢出。如果上述情况变化不明显可重复使用肾上腺素，
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篇一：家兔气管插管实验
兔的固定方法
背位固定用棉绳拉住兔的上门牙齿固定于手术台柱上。也可用兔头架，先将兔颈嵌入半圆形铁圈，再将兔嘴套入可调节铁环内。拧紧固定螺丝，再将长柄固定于手术台的定柱上
（四）常用手术的基本操作
1.备皮
（1）剪毛法：常用于急性实验。用一般弯剪刀贴皮肤依次将手术范围内的皮毛剪去。勿用手提起毛剪之，以免剪破皮肤。
（2）拔毛法：适用于大、小白鼠和家兔耳缘静脉，以及后肢皮下静脉的注射、取血等。（3）剃毛法：用于大动物的慢性实验，用电剃刀顺着毛方向剃毛。
（4）脱毛法：用于无菌手术野备皮。小动物脱毛，脱毛剂配方：硫化钠8g，淀粉7g，糖
4g，甘油5g，硼酸1g，水75g，调成糊状。用法：先将手术野的毛剪短，后用棉球涂一薄层脱毛剂，2～3分钟后用温水洗净，擦干，涂一薄层油脂。鼠类亦可不用剪毛，直接涂脱毛剂。狗等大动物脱毛，配方：硫化碱10g，生石灰15g，加水至100ml拌匀。用法：术者戴耐酸手套，用纱布涂之，使狗毛浸透，等2～3分钟后洗净擦干，涂一薄层油脂。注意切不可在脱毛前用水弄湿脱毛部位，以免脱毛剂渗入毛根造成炎症。
2.消毒
常用于慢性实验，一般用3%碘酊和75%乙醇常规法消毒。
（五）常用动物的给药方法及采血方法
1.常用动物的给药方法
（1）淋巴囊内注射法常用于蟾蜍。注入药物易于吸收。方法为左手取动物，右手持注射器以150角斜挑刺入尾骨两侧皮下淋巴囊，缓慢推入，量宜小于0.5ml，因动物皮薄，弹性差，拔针后应用棉球按压针孔片刻。
（2）皮下注射法常用于鼠类、兔、猫、狗等。鼠类注射法为左手提起其头部皮肤，右手握注射器，以约15o角刺入皮下，缓缓注入药液，拔针后轻压针孔。小白鼠注入量应小于
0.4ml药液。大白鼠、豚鼠要用大号针头。鼠类亦可从背部皮下注射，但需两个人合作完成。兔、狗、猫常在背部或大腿内侧等皮下脂肪少的部位进行皮下注射，禽类常选翼下注射。（3）肌肉注射法鼠类常选后肢外侧肌肉。兔、猫、狗多选臀部肌肉，鸟类选胸肌和腓肠肌。方法为左手固定动物，右手持注射器，垂直刺入肌肉，缓慢注射，注射完毕用手轻轻按摩注射部位，以利药物吸收。
（4）腹腔注射法除蛙类外，几乎所有动物都可使用此法给药。
（5）静脉注射法
1）鼠类：常选用尾静脉。先将鼠固定于特制的鼠筒内或倒置的玻璃罩下，使鼠尾外露，用75%乙醇擦之使血管扩张。左手拉住尾端，右手持注射器（4～4.5号针头），以约15o角刺入扩张最明显的血管内，轻推药液，阻力不大，血管变色，说明已注入静脉内，如果阻力大，局部变白，应重新刺入注射部位先从远端开始，以便失败后逐步上移注射部位。
2）狗：常选用前肢内侧的皮下头静脉和后肢外侧的小隐静脉。剪毛消毒，在血管近心端先扎一条绷带，使血管充盈，左手握肢体，拇指向远端轻轻绷紧皮肤，右手持注射器，顺血管方向向心性刺入皮下，沿血管外平行走约0.5cm后，再刺入血管，有回血后即表明进入血管，放松近心端绷带，缓慢注入药液。
3）兔：常选用耳缘静脉。先拔毛，左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端，使血管充盈；拇
指和无名指固定耳朵，并与食、中指绷紧注射部位，右手持注射器，顺血管方向刺入静0.5～1cm，左手固定针头，右手缓慢注射。如阻力大或局部肿胀苍白，说明针头在血管外，
应重新注射。应从血管远心端开始，以便逐次向近心端重复注射。
2.常用的采血方法
（1）剪尾采血常用于小白鼠和大白鼠。小量
采血时用本法。固定动物并露出鼠尾，将尾部浸于45o的温水中数分钟（也可用二甲苯棉球擦拭或用灯光照射片刻），使尾部血管扩张，擦干后，用手术剪剪去尾尖0.3～0.6cm，，让血液滴入盛器或直接用吸管吸取。
（2）耳缘静脉取血常用于家兔。将家兔放在固定箱内，拔毛或用二甲苯棉球擦拭耳廓，使耳部血管扩张，用粗针头刺破耳缘静脉，或用刀片在血管上切口（方向可与血管平行或垂直）。血液自然流出。采血完毕，用干棉球压迫止血。
（3）心脏取血常需两人合作。一人将动物背位固定，一人持配7号针头的10ml注射器，于胸壁心跳最明显处，将针头刺入心脏，直至取够血量，迅速拔出针头。
实验 abo血型的鉴定
实验目的
1.学会abo血型的鉴定方法
2.掌握abo血型的分型依据
实验原理
根据抗原抗体反应来进行的。红细胞表面存在的特异性抗原决定了血型，而血清中存在着与红细胞本身相对应的抗体，如a 型血的人其红细胞膜表面存在a 抗原，而血清中则存在b抗体，因此不会发生血液凝集现象。血型是由先天遗传决定的，因此血型的鉴定在鉴定血源关系中有着重要作用。如果同种抗原和抗体同时存在，就会发生抗原抗体的凝集反应，使血细胞凝集，进而出现溶血反应，危机生命。因此，在临床上，输血前必须进行血型鉴定和交叉配血试验，以确保输血安全。应用标准血清鉴定未知者的血型。
实验对象：人
实验器材及药品：abo标准血清、玻璃片、采血针、75%酒精等。
实验方法：
1.将抗a与抗b标准血清各一滴滴于玻璃片两侧，分别标明“抗a”与“抗b”字样。
2.用75%酒精消毒左手无名指端，用一次性采血针刺破皮肤，用平玻璃片两对角分别取血
分别放置“抗a”与“抗b”侧血清中并混合均匀。
3.室温静止5～10分钟后观察结构。
实验结果
实验讨论与分析
八、注意事项：抗a与抗b血清绝对不能混合；务必辨别清楚是否有凝集现象
影响血液凝固的因素
目的和原理
通过测定不同条件下的血液凝固时间，了解血液凝固的一些影响因素。血液凝固是一种发生在血浆中有许多因子参与的复杂的生物化学连锁反应过程。其最终结果是血浆中的纤维蛋白原变成纤维蛋白，即血浆由流体状态变成胶冻状态。根据激发凝血反应的原因和凝血酶原复合物形成途径的不同，可将血液凝固分为内源性凝血系统和外源性凝血系统。内源性凝血系统是指参与凝血过程的全部因子存在于血浆中，而外源性凝血系统是指在组织因子的参与下的血凝过程，凝血时间较前者短。
本实验采用颈动脉放血取血，血液几乎未与组织因子接触，其发生的凝血过程基本上可以看作是由血浆中凝血因子启动的内源性凝血。肺组织浸液含有丰富的组织因子，在血液中加入肺组织浸液时，可以观察外源性凝血系统的作用。
血液凝固过程受许多因素的影响，除凝血因子可直接参与血凝过程外，还受温度、接触面光滑度等得影响。
器材与药品
兔手术台，哺乳动物手术器械1套，动脉夹，动脉插管，20毫升注射器，试管8支，50毫升小烧杯2个，滴管，竹签1支，冰块，棉花。石蜡油，肝素，草酸钾，生理盐水，
0.025mol/l cacl2，20%氨基甲酸乙酯，肺组织浸液。
实验对象