电转染操作流程

Neon电转染操作步骤

Protocol for Neon transfection system (100 μl Tips) 电穿孔技术的原理电穿孔技术是利用脉冲电场改变细胞膜的状态和通透性,达到将DNA导入细胞以及促使细胞发生融合的目的。

该技术目前一方面应用于细菌、真菌、植物、昆虫和哺乳动物细胞的基因转移,另一方面应用于细胞融合,制备杂交细胞和动物克隆等影响电穿孔效率的因素电场强度:电压太低时,细胞膜的改变不足以允许DNA分子通过,而电压过高时又会造成细胞的不可逆损害。

对于大多数哺乳动物细胞而言,250~2500V/cm的电压可获得有效转染[2,3]。

电脉冲形状和长度:电脉冲形状主要有指数衰减式和方波两种,一般需20~100毫秒。

缓冲液:通常使用甘露醇和蔗糖等非离子缓冲液,但有报道认为HEPES缓冲液的转染效率更高,血清也可以提高转染效率[4]。

其它诸如转染温度、DNA浓度和构象等均会对转染效果产生影响。

1.Cultivate the required number of cells (5×105-2×106 adhere cell per each 100ul Neon Tip),the cells should be 70-90% confluent on the day of experiment. 实验前培养足够量的细胞（对于100ul的tip，每个tip需要5×105-2×106 贴壁细胞，可以根据实际情况调整），并使其在实验当天达到70%-90%的汇合度。

2.Pre-warm an aliquot of culture medium containing serum, DPBS and so on.预热实验所需的culture medium，DPBS等。

3.Prepare 6-well plate by filling the wells with 2.0 ml of culture medium containing serum andsupplements without antibiotics and pre-incubate plate in a humidified 37℃/5% CO2 incubator. 准备6孔板，在每孔中加入2.0 mL 不含抗生素的正常培养基，放到倒培养箱中预热。

细胞电转染

细胞电转染电转的简介 (1)电穿孔转染的基本原理及过程 (1)电穿孔转染条件的选择 (1)1 电参数 (1)2脉冲时程 (2)3 脉冲次数 (2)4 细胞因素 (3)5 质粒因素 (3)6 温度 (4)7．缓冲液以及培养液的成 (4)仪器常用键区介绍 (5)Neon TM电转染一般流程 (7)电转的简介电穿孔转染，作为物理方法的一种，出现于20世纪80年代中。

这种方法不仅能够将DNA、RNA，还能将抗体、酶及其他生物活性分子转入细菌、酵母、动物细胞和植物细胞。

它是一种高效、简便的基因转移系统，具有其它转移方法无可比拟的优越性，如操作简便、快捷，可重复性强，臻染率高，适用谱广等。

尤其对目前一般认为难转染的悬浮培养细胞也能获得较高的转染。

电穿孔转染的基本原理及过程电穿孔法是通过电场作用于细胞几微秒到几毫秒之后，在细胞膜上暂时形成小孔或开口，把大分子如DNA等导入细胞并最终进入胞核的技术。

其过程简述如下：首先在电击过程中，细胞膜上出现穿孔，质粒在电泳力的作用下与细胞膜接触，并与细胞膜上电穿孔的区域形成一种可转移的复合物。

再次电击后，质粒脱离复合物并扩散至胞质内，开始瞬转；同时小部分质粒进入核内与染色体整合，开始稳转。

一旦DNA扩散进入细胞，细胞膜上的小孔可自动重新闭合。

电穿孔转染条件的选择1 电参数电场强度E与电压V有以下关系：V=E×d，在电穿孔实验中，d为两电极之间的距离，是一个定值，故本文所指的电场强度的选择即电压的选择。

对于动物细胞来说，电场强度通常选择1～1000V／cm，并遵循低电场长时程的原则。

电场强度的大小对DNA摄入量的影响主要有：在阈电场强度Ec (Ec=Uc／1．5R)以下无R)以下无DNA摄入；适中的场强下DNA的摄入呈电场依赖型，随场强的升高而增大；高场强下，DNA的摄入进入平台期，与电场的大小无关。

电场强度的大小对细胞存活率的影响主要有：在阈电场强度以下存活率无变化；在适中的场强下，存活率呈电场依赖型，随场强的升高而下降；存活率在高场强下降为0。

微生物电转染系统安全操作及保养规程

微生物电转染系统安全操作及保养规程前言微生物电转染系统是生物实验室中的一种基础设施，广泛应用于分子生物学、细胞生物学、遗传学等学科领域。

安全操作和保养微生物电转染系统非常重要，可避免不必要的事故、延长设备寿命、提高实验效率。

本文将详细介绍微生物电转染系统的安全操作和保养规程。

安全操作规程1. 确认设备完好在使用微生物电转染系统前，应确认设备完好无损。

若发现设备损坏或有异样，应及时联系设备维护人员进行维修。

2. 使用合适的电源微生物电转染系统应接入稳定、可靠的电源。

为保证设备安全运行，不要与其他高功率设备共用同一个电源插座。

另外，不得在通电状态下更换电源插头或电源线。

3. 操作前必须了解设备及试剂性质在操作微生物电转染系统前，应仔细了解设备及试剂性质。

操作人员应具有相关实验室操作技能，并熟知微生物电转染系统的使用方法。

4. 操作前应脱酒精或佩戴手套在进行微生物电转染系统操作前，应先进行手部消毒。

可使用70%的酒精在待消毒部位反复擦拭，或佩戴手套。

佩戴手套时应避免使用过期手套，以免产生渗透性或易破裂现象。

5. 禁止穿着不符合场所规定的衣物或饰品在使用微生物电转染系统时不得穿着开放式的衣物、高跟鞋，也不得佩戴任何类似项链、手镯、耳环、戒指等饰品。

如有长发，应把头发妥善束起，以免夹到设备中。

6. 操作过程中应专心、耐心在进行微生物电转染系统操作过程中，应专心、耐心，避免分心或走神。

如有特殊事项需要处理，应先停止操作并告知值班人员，等待处理完成后再继续操作。

7. 操作过程中注意安全在微生物电转染系统操作过程中，应随时注意周围环境，避免过于繁忙的操作、操作时翻倒试剂数、因手部滑动使设备脱离插座等情况发生。

8. 操作完成后及时关机和清洗在微生物电转染系统操作完成后，应及时关机、拆下电源、清洗台面。

如有特殊情况，需要将试剂和设备留存，应进行必要的标识，并告知后续使用操作人员。

保养规程1. 定期维护微生物电转染系统的各种零部件内部连接处松动、腐蚀等问题，可能会导致设备性能下降，使用寿命缩短，因此需要定期进行维护断路等工作。

thp1细胞电转方法

thp1细胞电转方法THP-1细胞是一种来源于人类单核细胞系的模型细胞，广泛用于炎症、免疫和肿瘤等相关研究中。

在研究过程中，需要对THP-1细胞进行电转染，以实现外源基因的转染和表达。

下面将介绍一种常用的THP-1细胞电转方法。

1. 购买所需试剂和试验器材：首先需要购买所需的试剂和试验器材，包括电转剂、细胞培养基、完整培养基、含抗生素的培养基、细胞培养器具（离心管、移液器、离心机等）等。

2. 预处理THP-1细胞：将THP-1细胞解冻后在完整培养基中培养至细胞密度达到80%以上，然后用含抗生素的培养基将细胞转移至新的培养皿中。

3. 调整细胞密度：在进行电转染前，需要将细胞密度调整至适宜的水平。

一般来说，细胞密度应在1×10^6至5×10^6之间。

4. 准备电转剂和DNA：根据电转剂的说明书，合适地稀释电转剂，并将要转染的质粒DNA溶解在含有电转剂的缓冲液中。

5. 进行电转染：将细胞培养皿放入离心管中，加入预先混合好的电转剂和DNA 溶液，轻轻摇动培养皿使其均匀分布，并将离心管置于电转仪中进行电转染。

6. 培养和筛选转染细胞：将进行电转染的THP-1细胞移至含抗生素的培养基中培养，并在接下来的培养过程中定期检查细胞的外观和生长情况，筛选出具有稳定表达目的基因的细胞株。

7. 验证转染效率：通过检测外源基因的表达水平、蛋白质水平或功能性实验等方法，验证转染效率和稳定性。

总结：以上就是一种常用的THP-1细胞电转方法的步骤。

通过合理地进行电转染实验，可以实现对THP-1细胞的基因转染和表达，为相关研究提供有力支持。

当然，在进行电转染实验时，需要注意操作规范，遵守相关实验守则，以确保实验结果的可靠性和准确性。

cho细胞的瞬时电转染方法

cho细胞的瞬时电转染方法
CHO细胞的瞬时电转染方法如下：
1. 以细胞密度、转染试剂的添加量、含目的基因的质粒的添加量为因素，以目的基因的表达量和转染效率为响应变量，进行三因子九水平的均匀设计，获得瞬时转染工艺参数。

2. 根据瞬时转染工艺参数，以质粒的添加量和转染试剂的添加量为因素，以目的基因的表达量和转染效率为响应变量，进行二因子的正交设计，获得包含CHO胞悬液的细胞密度、转染试剂的添加量以及质粒的添加量的瞬时转染条件。

3. 根据瞬时转染条件，向CHO细胞悬液中加入转染试剂和质粒进行瞬时转染，培养，得到重组CHO细胞。

以上方法仅供参考，具体步骤可能因实验条件和目的的不同而有所差异。

如需更多信息，建议阅读专业文献或请教专业人士。

转染步骤及经验(精华)

转染步骤及经验（精华）一、基础理论转染是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术。

分类：物理介导方法：电穿孔法、显微注射和基因枪；化学介导方法：如经典的磷酸钙共沉淀法、脂质体转染方法、和多种阳离子物质介导的技术；生物介导方法：有较为原始的原生质体转染，和现在比较多见的各种病毒介导的转染技术。

理想细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞毒性小等优点。

病毒介导的转染技术，是目前转染效率最高的方法，同时具有细胞毒性很低的优势。

但是，病毒转染方法的准备程序复杂，常常对细胞类型有很强的选择性，在一般实验室中很难普及。

其它物理和化学介导的转染方法，则各有其特点。

需要指出的一点，无论采用哪种转染技术，要获得最优的转染结果，可能都需要对转染条件进行优化。

影响转染效率的因素很多，从细胞类型、细胞培养条件和细胞生长状态到转染方法的操作细节（见后文）。

二、转染操作流程（以常用的6孔板为例）(1) 细胞培养：取6孔培养板，以3x104/cm2密度铺板，37℃5%CO2培养箱中培养至70%～90%汇合。

(不同细胞略有不同，根据实验室优化的条件进行，汇合过分，转染后不利筛选细胞)。

(2) 转染液制备：在EP管中制备以下两液(为转染每一个孔细胞所用的量)A液：用不含血清培养基稀释1-10μg DNA，终量100μL，B液：用不含血清培养基稀释对应量的转染试剂，终量100μL；轻轻混合A、B液（1:1混匀），室温中置15分钟，稍后会出现微浊现象，但并不妨碍转染。

(3) 转染准备：用2mL不含血清培养液漂洗两次，再加入2mL不含血清及PS的培养液。

(4) 转染：把A/B复合物缓缓加入培养液中（缓慢滴加），轻轻摇匀，37℃温箱置6～8小时，吸除无血清转染液，换入正常培养液继续培养。

三、转染注意事项1. 血清A. DNA-阳离子脂质体复合物形成时不能含血清，因为血清会影响复合物的形成。

B．一般细胞对无血清培养可以耐受几个小时没问题，转染用的培养液可以含血清也可以不加，但血清一度曾被认为会降低转染效率，转染培养基中加入血清需要对条件进行优化。

细胞电转仪操作流程

细胞电转仪操作流程
1. 细胞准备：
收集并洗涤细胞，调整细胞浓度至推荐范围，通常在10^6-10^7 cells/mL之间。

如果需要，对细胞进行特定处理，如饥饿或预热等。

2. 核酸准备：
根据实验要求准备好适量的DNA或RNA溶液，计算出每个样品所需的体积和浓度。

3. 混合细胞与核酸：
将细胞悬液与核酸溶液轻轻混匀，按照设备手册建议的比例加入到电转杯中。

4. 设置参数：
打开细胞电转仪，根据细胞类型、细胞数量以及所用仪器的操作手册设置合适的电压、脉冲长度、脉冲次数及脉冲间隔等参数。

5. 装载电转杯：
将含有细胞和核酸混合物的电转杯放入电极板之间，并确保电极接触良好。

6. 执行电击：
启动电转程序，按照预设的条件进行电转化。

7. 恢复培养：
电转完成后，迅速将电转杯中的细胞转移至预冷的含血清或其他营养成分的缓冲液中，以终止电穿孔效应，降低细胞毒性。

8. 孵育与检测：
继续将细胞在适宜温度下孵育一段时间，以便核酸整合入细胞内并表达。

在合适的时间点可以通过荧光显微镜观察、PCR扩增、Western Blot检测、流式细胞术分析等方式验证转染效率。

9. 后续处理：
根据实验目的，可以进一步进行细胞培养、基因表达功能研究、药物筛选等下游实验。

电穿孔转染质粒DNA

质粒的构建：1. 酶切反应按照1ugDNA需1-10u内切酶的用量，在反应体系中加入相应的10×缓冲液，内切酶的体积不得大于总体积的十分之一，ddH2O补足体系，如需长时间消化，还需加入适量的BSA 已稳定内切酶活性。

2. DNA片断的回收欲回收的DNA片断经琼脂糖凝胶电泳分离后，切下所需片断所在的凝胶（胶的体积尽可能小），加入3倍体积的BufferQX1,及适量的QIAXⅡ(Glassmilk),55℃10分钟，每隔2分钟涡旋1次，待凝胶完全溶解，12000转离心1分钟，BufferQX1洗涤沉淀1次以消除剩余凝胶.。

再用BufferB洗涤沉淀2次，将沉淀晾干，加入适当体积的ddH2O,离心后收集上清，琼脂糖凝胶电泳确定回收效率。

3. DNA片断3凹端的补平于Eppendorf管中依次加入DNA0.2-5ug,2mMdNTP2ul,人以一种酶切缓冲液（10×）2ul,加水至19ul。

然后加入1-5单位Klenow酶，混匀后室温下反应15分钟。

待补平反应结束后，于65℃水浴20分钟使Klenow酶失活，电泳定量后即可用于连接反应或-20℃保存备用。

4. DNA片断3凸端的补平于Eppendorf管中依次加入DNA0.2-5ug,2mMdNTP2ul,人以一种酶切缓冲液（10×）2ul。

,加水至19ul。

然后加入1-2单位T4噬菌体DNA聚合酶，12℃温育15分钟，于75℃加热10分钟，使T4噬菌体DNA聚合酶灭活。

5. 载体的脱磷酸化：载体质粒经内切酶酶切后可直接进行脱磷酸化处理。

40ul的酶切反应体系，景点永建车酶切完全后可加入10×CIAP（牛小肠碱性磷酸酶）缓冲液5ul,水4ul和适量CIAP进行脱磷酸化反应。

CIAP的用量依载体5端磷酸的摩尔数及末端性质而定，对于5突出的末端，每100pmol 5末端磷酸需1单位CIAP，对于5凹端或平末端，每2pmol 5端末端磷酸需1单位CIAP,一般2ug 5kb的线性化质粒DNA约翰1.4pmol 5端磷酸。

细胞电转染

细胞电转染电转的简介 (1)电穿孔转染的基本原理及过程 (1)电穿孔转染条件的选择 (1)1 电参数 (1)2脉冲时程 (2)3 脉冲次数 (2)4 细胞因素 (3)5 质粒因素 (3)6 温度 (4)7．缓冲液以及培养液的成 (4)仪器常用键区介绍 (5)Neon TM电转染一般流程 (7)电转的简介电穿孔转染，作为物理方法的一种，出现于20世纪80年代中。

这种方法不仅能够将DNA、RNA，还能将抗体、酶及其他生物活性分子转入细菌、酵母、动物细胞和植物细胞。

它是一种高效、简便的基因转移系统，具有其它转移方法无可比拟的优越性，如操作简便、快捷，可重复性强，臻染率高，适用谱广等。

尤其对目前一般认为难转染的悬浮培养细胞也能获得较高的转染。

电穿孔转染的基本原理及过程电穿孔法是通过电场作用于细胞几微秒到几毫秒之后，在细胞膜上暂时形成小孔或开口，把大分子如DNA等导入细胞并最终进入胞核的技术。

其过程简述如下：首先在电击过程中，细胞膜上出现穿孔，质粒在电泳力的作用下与细胞膜接触，并与细胞膜上电穿孔的区域形成一种可转移的复合物。

再次电击后，质粒脱离复合物并扩散至胞质内，开始瞬转；同时小部分质粒进入核内与染色体整合，开始稳转。

一旦DNA扩散进入细胞，细胞膜上的小孔可自动重新闭合。

电穿孔转染条件的选择1 电参数电场强度E与电压V有以下关系：V=E×d，在电穿孔实验中，d为两电极之间的距离，是一个定值，故本文所指的电场强度的选择即电压的选择。

对于动物细胞来说，电场强度通常选择1～1000V／cm，并遵循低电场长时程的原则。

电场强度的大小对DNA摄入量的影响主要有：在阈电场强度Ec (Ec=Uc／1．5R)以下无R)以下无DNA摄入；适中的场强下DNA的摄入呈电场依赖型，随场强的升高而增大；高场强下，DNA的摄入进入平台期，与电场的大小无关。

电场强度的大小对细胞存活率的影响主要有：在阈电场强度以下存活率无变化；在适中的场强下，存活率呈电场依赖型，随场强的升高而下降；存活率在高场强下降为0。

t细胞电转染流程

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Neon TM电转染一般流程1．电穿孔前一至两天，将细胞转移至装有新鲜培养基的培养皿中，保证实验当天细胞量达到70-90%。

2．加培养基（不含抗生素）到24孔板中，每孔500µl ，放于37℃培养箱预热。

（注：使用其他孔数培养板或者100µl 枪头时，加入培养基和质粒及细胞的数量见下表1） 3．将培养细胞取出，悬浮细胞直接取部分培养的细胞计数，确定细胞密度；贴壁细胞用2ml的PBS 冲洗细胞，吸出PBS ，加入约750µl 胰酶消化3min ，加入750µl 培养基，终止消化，取部分细胞悬液进行细胞计数，确定细胞密度。

4．将悬浮细胞转到离心管，室温下100-400g 离心力离心5min ，倒掉上清。

5．向细胞中加入2mlPBS 冲洗细胞，室温下100-400g 离心力离心5min 。

6．吸出PBS,用重悬缓冲液R 重新悬浮细胞沉淀，最终使细胞密度为2.0×107个/ml 。

轻轻吹打细胞，使其形成单细胞悬液。

（注：细胞悬液在室温时间不能超过15-30min ,否则将导致细胞活性和转染效率降低）7．将适量质粒加到1.5ml 离心管中，再加入细胞悬液，轻轻混匀。

所用细胞浓度、DNA 和接种体积见下表1）。

8．将装有3ml 电解缓冲液E 的Neon TM 管插入移液器架中。

9．在仪器上设置脉冲电压、脉冲宽度、脉冲数。

10．将枪头插入NeonTM 移液器中，用10µl 的枪头吸细胞混合液，枪头中必须无气泡。

将带有样品的NeonTM 移液器垂直插入NeonTM 管中。

11．选择电穿孔方案，并按下触摸屏上的Start （开始）键。

12．电脉冲释放后，触摸屏上会显示完成，提示电穿孔完成。

13．将脉冲好的样品立即转移至准备好的装有预热培养基的培养板中。

将培养板放到培养箱培养。

14．实验结束后，倒掉移液器中E 液，关闭电转仪。

注意：1．加R 液体积=四大格细胞总数/（4×104）×细胞液体积/（2.0×107）。

高效基因电转染仪安全操作及保养规程

高效基因电转染仪安全操作及保养规程基因电转染是一种基于电场作用力将外源DNA导入细胞内的技术。

而高效基因电转染仪则是目前应用较广泛的商用化基因转染设备之一。

在使用高效基因电转染仪时，我们需要注意安全操作及保养规程，以确保实验效果稳定，避免仪器损坏和人身伤害。

安全操作规程1. 仪器放置在使用高效基因电转染仪前，我们需要确保其放置在稳定的平面上，以防止仪器倾斜和跌落。

同时，需要注意其周围环境，保证周围空气畅通，避免发生安全事故。

2. 电源及电路连接在连接电源及电路时，需要保持电源干燥，电源输出稳定，以避免因电路短路或电源电压不稳定而导致的仪器损坏或火灾等事故。

3. 仪器使用在使用高效基因电转染仪时，需要遵循以下规程：•坚持佩戴防护手套和护目镜等防护用品；•严禁水或其它液体接触仪器内部及表面，以免引起短路等安全事故；•严禁使用过期、破损或不当储存的试剂等试剂，以免引起化学反应或其他不良后果；•在操作过程中，应遵循使用说明书，按照要求进行基因转染操作；•禁止操作人员离开实验室或离开高效基因电转染仪时，需要切断电源。

4. 电流控制在进行基因电转染操作前，需要仔细检查电流控制器的合法性，以确保电流的输出符合设定要求。

并确保系统的安全性。

保养规程除了注意安全操作规程外，高效基因电转染仪的保养也十分重要，可以有效延长仪器寿命，提升仪器性能。

保养时应遵循以下规程：1. 仪器清洁高效基因电转染仪在使用过程中，会有一定程度的污染或残留物。

因此，需要经常进行清洁和消毒，以确保实验结果的准确性和可靠性。

为避免影响仪器正常运转，我们可以使用专用清洁液将仪器各部分进行清洗。

2. 维护电路连接高效基因电转染仪的电路连接部分对其正常工作至关重要，在经常使用时，应定期检查电线，插头和接线板的连接情况，及时处理松脱、氧化等异常。

保护电线材料避免电线短路和过热。

3. 维护电源电源是高效基因电转染仪正常运行的核心，在平时使用时应避免电源过载，经常检查电源的电压、电流、稳定性等参数，确保其能够正常供电。

电击法转染的原理

电击法转染的原理
电击法转染是一种常用的基因转染技术，它通过应用电脉冲的方法将外源基因导入细胞内。

该技术可用于基因治疗、基因表达研究以及生物工程领域的实验中。

电击法转染的原理基于细胞膜的特性。

细胞膜是由脂质双分子层构成的，并且具有特定的电导性。

电击法转染利用外部电场作用于细胞膜，使其发生暂时性的通透性改变，从而使外源DNA能够进入细胞内。

具体步骤如下：
1. 收集目标细胞，并将其准备在适宜的培养基中。

2. 预先准备含有外源基因的转染剂（例如质粒DNA）溶液。

3. 将细胞和转染剂溶液混合，并将混合物装入一个特定的电击腔室。

4. 通过电极将电场施加到电击腔室中，产生电脉冲。

5. 电脉冲的作用使细胞膜发生短暂的通透性改变，允许外源基因进入细胞内。

6. 删除电极后，细胞膜恢复正常状态。

7. 细胞进一步培养，以确保外源基因成功表达。

电击法转染的关键是控制电场参数，包括脉冲幅度、脉冲宽度和脉冲频率等。

这些参数的选择取决于目标细胞的特性和所需的转染效率。

需要注意的是，电击法转染对细胞有一定的毒性，并且并非所有类型的细胞都适合该技术。

因此，在选择适用的细胞系和优化转染条件方面，需要进行相关的实验验证。

电转染过程和原理

电转染过程和原理
电转染是一种常用于对细胞进行基因转染的技术，它利用电场作用使DNA分子从胞外直接转移到细胞内。

电转染主要用于将外源的DNA或RNA导入到目标细胞中，实现基因转移、基因敲除或基因表达。

电转染的原理基于以下几个步骤：
1. 基质制备：将待转染的DNA或RNA溶解在缓冲液中，形成转染基质。

2. 细胞准备：将待转染的细胞收集并洗涤，使细胞悬浮于含有缓冲液的试管中。

3. 电转染：将经过洗涤的细胞与转染基质混合，然后放入电转染装置中。

电转染装置是由平行电极组成的装置，其中一个电极位于细胞上方，另一个电极位于细胞下方。

通常，细胞与电极之间的距离为0.2-2毫米。

4. 施加脉冲电场：在电转染过程中，施加一个短暂的高电压脉冲（通常为50-1500伏特），使细胞和转染基质之间产生电压差。

这个脉冲电场的作用是在细胞膜上形成孔隙，使外源DNA或RNA能够通过电荷间的相互作用直接进入细胞质。

5. 转染后的细胞处理：将细胞转移到培养基中，让其进行恢复和增殖。

此时，转染的DNA或RNA已经进入细胞质，并被细胞的基因表达系统识别和转录。

电转染原理的关键是脉冲电场的作用，它可以在短时间内创建一个临时微孔，使外源DNA或RNA通过穿越细胞膜，进入到细胞质中。

脉冲电场作用于细胞膜时，会产生电荷的电力作用，使细胞膜上的脂质疏水层分子破裂，形成通道，从而使DNA或RNA分子能够通过这些通道进入细胞内。

整个电转染过程通常在数毫秒到几十毫秒内完成，具有高效、可大规模转染、对不同类型的细胞适用等优点，因此在基因转染研究、基因治疗、基因工程等领域被广泛应用。

(完整word版)电转染标准步骤

电转染标准步骤
1.清洗电转杯，将电转杯置于75%酒精中浸泡2小时，然后在紫外灯下照射后即可使用。

2.电穿孔前一天，以合适密度传代细胞，使细胞在转染前出于对数生长期。

对于原代培养细胞，一般培养2-3天后，细胞单层融合度可以达到70-80%，即可开始试验。

3.PBS洗细胞2次后，胰酶消化细胞2min，待细胞变圆后，用完全培养基终止消化。

4.轻轻吹下细胞成单细胞悬液后，1200rpm室温离心5min。

5.完全弃去上清，根据细胞数量，加入适量的电转缓冲液重悬细胞（一般为0.5-0.6ml左右），并上下吹打均匀。

6.加入适量相应浓度的待转染核酸至相应的终浓度（质粒为20ug/ml，SiRNA的终浓度为100nM），上下吹打均匀。

若以0.5ml计算，所需质粒为0.5×20=10ug。

7.将含有相应浓度核酸的细胞悬液转移入相应规格的电转杯中，按照预定条件设置参数，进行电击操作。

（不同细胞电转前，需要进行预试验摸索电转的最佳条件，既要保证较高的转染效率，又要保证较高的细胞存活率。

经过实践摸索后得出，相应的最佳参数为：质粒：250V，10ms，1（最多2），0，4mm cuvette；SiRNA: 250V，5ms，1（最多2），0，4mm cuvette。

8.电击完成后，将电转杯置于恒温培养箱中8-12min，以使核酸充分进入细胞。

9.将电击杯从恒温培养箱中取出，接种细胞悬液于预热的培养基中，上下吹打均匀后，置于培养箱中正常培养。

10.正常培养4h，待细胞贴壁后，给细胞换新鲜的完全培养基，以去除上层的死细胞。

11.培养24h后，即可进行细胞转染效率的检测或是进行细胞的实验处理。

原代细胞电转染

原代细胞电转染
原代细胞电转染是一种常用的转染方法，具有转染效率高、毒性低、方法简单、省时省力等优点。

但需要注意的是，原代细胞转染难度较大，因为不同类别的真核细胞具有不同的生长状态、细胞大小和细胞膜结构，所以转染参数以及可获得的最大转染率也不尽相同。

电穿孔转染不同的细胞需进行个别优化选择，获得的最优转染参数也显著不同。

以下是原代细胞电转染的一般步骤：
1. 细胞接种：在转染前一天接种细胞，使细胞在转染时密度在30%\~50%。

2. 准备转染溶液：将目的基因和载体用无血清培养基稀释。

3. 混合：将目的基因和载体混合，室温孵育5\~10分钟。

4. 电穿孔：将混合物加入培养的细胞内，进行电穿孔。

5. 培养：将电穿孔后的细胞放入培养箱中培养，检测基因表达效果。

需要注意的是，电穿孔转染需要使用特定的仪器和试剂，操作时应遵循厂家提供的操作说明。

此外，不同的细胞类型和目的基因可能需要不同的电穿孔参数和培养条件，需要进行适当的调整和优化。

电转步骤

2.3.3.1 电转步骤
1. 感染前一天，将鸡胚胎成纤维DF1细胞接种到6孔板内，第二天细胞量需达到70-80%；
2. 从培养箱中取出细胞，PBS清洗后，胰酶37℃消化1min，用培养基吹打收集细胞，1200rpm 2min离心，去除上清；
3. 用电转液重悬细胞，离心去除上清；
4. 用电转液重悬再次细胞，按每个电转杯120μl体系分装细胞，加10μg质粒混匀。

将体系转移到电转杯中，小心不要有气泡。

DF-1细胞采用670mV 30ms电击。

电击后将细胞重新接板，8h后将死细胞吸掉，换新鲜培养基继续培养。

继续培养，24h后观察荧光蛋白的表达情况；
5. 48h后荧光强度最强，准备收集细胞TRIZOL法提取总RNA。