几种动物不同给药途径的常用注射量
动物药理实验各种给药途径给药体积与速度的控制
药理实验中对动物的各种给药途径给药体积与速度的控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。
动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。
是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。
下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。
一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。
特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。
表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
实验动物剂量换算
56.0
豚鼠
0.08
0.57
1.0
2.25 2.4 5.2
10.2
31.5
兔
猫
猴
0.04
0.03
0.016
0.25
0.23
0.11
0.44
0.41
0.19
1.0 1.08 2.4
0.92 1.0 2.2
0.42 0.45 1.0
4.5
4.1
1.9
14.2
13.0
6.1
狗
0.008
0.06
0.10
根据上述表格和原理，我们就可以来编制下面这样一个简表。这样，我们不必去翻阅厚重的药理实验参考书，就一目了然。这个表虽然是以体重的比来计算剂量，但实际上计算的是体表面积。这种换算关系的前提是：各种动物对某药的敏感程度是一样的。
见下表：
不同实验动物与人的等效剂量比值（注：剂量按mg/kg算）
动物
小鼠
大鼠
另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。
目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。表如下所示：
小鼠的折算系数＝（体型系数小鼠×W小鼠2/3）/（体型系数人×W人2/3）
＝（0.06×0.022/3）/0.1×702/3）×70×X/0.4
＝0.004364/1.723
＝0.00253
大鼠体型系数：0.09 标准体重：200g=0.2kg
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。
动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。
是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。
下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。
一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。
特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。
表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。
兽医临床基础知识
兽医临床基础知识一、畜禽的正确体温和呼吸、脉博次数二、给药方法（一）个体给药1、肌肉注射：部位：凡肌肉丰富的部位，均可进行注射，猪、羊多选择在颈侧部，大家畜在臀部和颈侧部，犬猫多在脊柱两侧的腰部肌肉或股部肌肉，禽多在胸肌。
方法：剪毛消毒后，将与吸好药的注射器连接好的针头刺入肌肉内，抽拔活塞确认无回血后，注入药液。
（2）静脉注射：部位：牛、马、羊、犬和猫在颈静脉沟上1/3与中1/3交界处，猪常选在耳大静脉、前腔静脉。
方法：剪毛消毒后，以手指压在（或以胶管勒紧）注射部位近心端静脉上，待血管膨胀后，选择与静脉相适宜的针头，以15~45度角刺入血管内，见回血后将针头顺血管走向推进，将药液徐徐注入。
注射完毕，左手拿酒精棉球压紧针孔，右手迅速拔出针头，为了防止针孔溢血，继续紧压局部片刻。
静脉输液多先照上述方法刺入针头；再连接输液器。
3、皮下注射：部位：马在颈侧，牛在颈侧或肩胛后方的胸侧，猪在耳根或股内侧，犬猫在颈侧或背部、股内侧，选择富有皮下组织、皮肤容易移动的部位。
方法：局部剪毛消毒后，用左手的拇指和中指捏起皮肤，食指压其顶点，使其形成三角凹窝，迅速将针头刺入凹窝中心的皮肤内，深2cm左右。
放开皮肤，抽动活塞时不见血，注入药液。
药液多时应该分点注射。
4、气管内注射：部位：颈腹侧上1/3下界的正中线上，于第四至第五或第五至第六气管环间。
方法：大家畜采用站立保定，小家畜作侧卧保定，固定头部，充分伸展颈部。
局部剪毛消毒后，右手持针垂直刺入气管深2~3cm，然后缓慢注入药液。
注意：（1）刺入气管则阻力消失，抽动活塞有气体。
（2）红霉素、油剂、糖类药液等不能作气管注射；（3）药量：大动物20ml以内，中小动物5ml以内；（4）将药液加温至接近体温。
5、胸腔注射：部位：马在右侧第六或第七肋间，左侧第七或第八肋间，胸外静脉上方2~5cm处。
牛在右侧第七或第八肋间，左侧第八或第九肋间，胸外静脉上方2~5cm。
猪在胸部倒数第五和第六肋间的任意点。
给药剂量换算
一.我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径：一种方法为查文献，参考别人使用的剂量。
有时有现成的，可直接用。
有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。
也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。
这样，我们就得进行换算。
另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。
二．不同动物给药剂量的换算：1.折算系数法：A.根据徐叔云教授主编的《药理实验方法学》中人和动物体表面积比值剂量表。
对此表说明：a.此表所得到的比值是根据体表面积计算出来。
b.所有的比值都是根据点对点的关系计算出来的，即质量完全按照蓝色数字计算出来的，如果质量有所改变时，对比值将会造成一定的偏差。
c.表中数据的值=横栏动物的重量*给药剂量/竖栏动物的重量*给药剂量。
d.给药剂量一般用mg/kg为单位，对于临床给药剂量有时单位为每天服用Xmg，要进行单位转换。
如：质量为70kg的人每天服用50mg药物，应该如下转化：50mg/70kg= 0.7mg/kgB.根据上表进行剂量换算的方法：如：人的临床剂量为Xmg/kg,换算成大鼠的剂量：大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg.C.以上述方法类推可得到其他动物与人的剂量换算关系，如下表：D.2.体表面积法：A.原理：根据能量代谢原理，人和动物的向外界释放的能量与体表面基本成正比的关系。
很多研究指出：基础代谢率、热卡、肝肾功能、血药浓度、血药浓度_时间曲线的曲线下面积（AUC）、肌酐（Cr）、Cr 清除率、血液循环等都与体表面积基本成正比，因此按照动物体表面积计算药物剂量比体重更为合理。
B.转换的公式为：a动物的体表面积/b动物的体表面积=a动物的给药剂量/b动物的给药剂量。
如：C.体表面积=体型系数*体重2/3.各动物的的体型系数如下表：（认为可能根据一定的经验数据总结出来）D.计算举例：体重为70kg人的临床剂量为Xmg/kg,换算成200g大鼠的剂量：人的体表面积为：＝0.1×(70)2/3=1.722大鼠的体表面积＝0.09×(0.2)2/3=0.0306体表面积比（大鼠／人）＝0.0306/1.722=0.0177~~=0.018（折算系数值就是用此种方法计算出来的）200g大鼠的给药剂量=70kg*X*0.018/200g=6.3Xmg/kg3.两种方法的比较：A.从结果的准确程度来说：应用体表面积法计算更加的准确。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定.（一)注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部;②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时,轻按针孔片刻，防药液逸出。
2。
皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0。
5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多.5。
静脉注射是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短.①小鼠、大鼠的静脉注射:常采用尾静脉注射.鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根,两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替），用75%酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
动物麻醉剂及麻醉剂量
动物麻醉方法及给药剂量一、动物麻醉的目的1. 清醒状态的动物虽然更加接近其生理状态，但是试验过程中的各种强刺激容易引起动物大脑皮质的抑制，使动物机体发生生理机能障碍影响到实验的结果。
甚至引起动物死亡或休克。
2. 防止动物伤害实验操作者。
3. 基于人道主义的考虑，麻醉是动物保护所必需采取的措施。
二、麻醉的类型和方法1. 全身麻醉的方法：吸入麻醉：吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体的麻醉剂经过动物的呼吸道进入体内产生麻醉的效果。
常见的麻醉剂有乙醚、安氟醚、三氟乙烷等，其中乙醚因麻醉深度容易掌握、安全、动物容易恢复等优点，使用最为广泛。
1）大鼠、小鼠、豚鼠的乙醚麻醉：将含有乙醚的棉球/ 纱布放在大烧杯中，将动物放入，封口。
动物先兴奋后抑制，自行倒下。
当动物角膜反应迟钝，肌肉紧张度降低时，即可取出动物。
如果动物逐渐恢复肌肉紧张（挣扎），可重复麻醉一次，待平静后即可开始试验。
如果试验时间较长，可将动物固定在其口鼻处放置含有乙醚的棉球或纱布，并在实验中注意动物的反应，适时追加乙醚的吸入量，以维持麻醉的深度和实践。
2）猫、兔的乙醚麻醉：将动物放进内装含有乙醚的棉球/ 纱布的麻醉瓶中，封口。
经过1~2min，从动物后腿依次出现麻痹现象，而后失去运动能力，表明动物进入麻醉状态。
4~6min 后可以将动物麻醉，如观察到动物倾斜不能站立、跌倒时，说明动物已经深度麻醉，立即取出动物，这时动物肌肉松弛、四肢紧张度降低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，可进行试验。
3）犬的乙醚麻醉：首先将犬用绳子绑定，根据犬的大小选择适合的麻醉口罩，将纱布/ 棉花放到口罩内，加入乙醚。
一人固定犬的前后肢，另一人用膝盖顶住犬的胸颈处，一手捏住头颈（注意力量，防止窒息），将口罩套在犬嘴上。
开始乙醚用量可大一些，之后逐渐减少。
犬开始兴奋后出现挣扎、呼吸不规则现象，而后呼吸逐渐平稳，肌肉紧张度逐渐消失，角膜反射迟钝，对皮肤刺激无反应，此时可开始试验。
等呼吸恢复后在继续吸入。
你不知道的AAV动物实验注射攻略
你不知道的AAV动物实验注射攻略在进行疾病治疗时，都需要将药物通过不同的方法递送到人体内才能发挥作用，药物进入人体通常有如下方法：∙口服；∙通过注射方法如静脉注射，肌肉注射，鞘内注射，皮下注射；∙舌下（舌下）或牙龈和面颊（口腔）之间；∙插入直肠（直肠）或阴道（阴道）；∙放置在眼睛（通过眼睛路线）或耳朵（通过耳朵路线）；∙喷入鼻腔并通过鼻膜吸收（鼻腔）；∙通过口腔（吸入）或口鼻（通过雾化）呼吸到肺部；∙施用于皮肤以获得局部或全身效果；∙通过贴片（透皮）经皮肤递送以产生全身效果而在我们日常的科学实验研究中，往往都需要使用吉凯基因提供的慢病毒，腺相关病毒等工具注射到动物体内研究动物机体功能及代谢路径等，以观察阐明疾病发生发展机制。
而这时就需要选择一定的注射方式，今天小编尽可能的罗列出动物实验中各种不同给药途径的方法步骤，供大家参考。
1、尾静脉注射（1）首先，提取小鼠尾巴，将其放在鼠笼盖或者手背上，并进行适当的安抚；（2）然后，将小鼠装入固定器中，盖紧盖子，并使尾巴朝外露出用酒精棉球擦拭小鼠尾巴或者用热水、浴霸加热，使其血管扩张；（3）将尾巴拉直，使其红色静脉清晰可见；（4）距离鼠尾尖1/3处进针，若进针畅通无阻，则说明针头在血管内；（5）检查针管内有无回血，如有，则可以注射；（6）用棉球按压注射点1min左右进行止血；（7）最后，将小鼠从固定器取下，放回鼠笼中。
补充说明：（1）大鼠尾静脉注射病毒量参考：文章“AAV9 supports wide-scale transduction of the CNS and TDP-43 disease modeling in adult rats”中给出：6周龄的年轻成年大鼠重约150g。
文中AAV9 TDP-43 or AAV9 GFP, 一个典型的剂量是每kg大鼠给药3 x 1013 - 1 x 1014v.g。
确保体积不超过标准建议注射量体积（250克大鼠250-500μL）。
实验动物麻醉药物使用指南
实验动物麻醉药物使用指南第一部分不同类型麻醉药物的一般特性一、镇静剂和安定剂镇静剂使用前动物的生理状态能显著影响镇静的程度。
给药前攻击性强的、不听话的、极其兴奋的动物会比较难处理，除非给予高剂量的呼吸抑制药物。
1.吩噻嗪类Phenothiazines⏹常用制剂：乙酰丙嗪acepromazine，氯丙嗪chlorpromazine，丙嗪promazine⏹理想疗效●增强麻醉剂、安眠药和麻醉性镇痛药的效果（包括减少药物剂量，延长作用时间和顺利地从麻醉中恢复）●止吐作用●促进骨骼肌松弛●引起兔耳静脉血管扩张⏹不良反应●中度低血压●导致低体温症⏹潜在的、与研究相关的并发症●基底神经节多巴胺阻塞●降低自发肌动活动●阻塞儿茶酚胺的外周作用●下丘脑儿茶酚胺耗尽引起的低体温症●高剂量阻碍FSH和LH的释放●提高鼠、绵羊和山羊的催乳素水平●发生肾上腺素通过肾上腺髓质释放引起的高血糖●应用于猫，小剂量可减小肾上腺素导致的血管加压作用，大剂量可翻转血管加压作用●减少动物的血细胞比容●拮抗阿朴吗啡诱发的犬呕吐●可能引起犬心律不齐●高剂量的氯丙嗪使猫产生颤动和僵硬●可能导致胎鼠产生唇裂和腭裂●长时间使用可产生眼部病变2.苯二氮平类药物Benzodiazepines⏹常用制剂：地西泮diazepam，咪达唑仑midazolam⏹理想疗效●镇静作用因物种而异（作用最小的是犬，最大的是兔子和鼠）●增强大部分麻醉药和麻醉镇痛药的药效●良好的松弛骨骼肌作用⏹不良反应●正常剂量下无不良反应●管制药物⏹潜在的、与研究相关的并发症●主要通过作用脑干网状结构抑制中枢神经系统●阻断脊髓多突触反射作用●减少大鼠脑和纹状体边缘区多巴胺的合成●增强GABA介导的中枢神经系统抑制●在犬静脉注射后产生瞬时的动脉降血压作用●人的腭裂的发生与怀孕期间母体摄入该药物有关⏹其他●应通过静脉注射地西泮，肌肉注射和皮下注射会引起全身不均一的吸收。
地西泮在溶液中不与其他药物相溶，因此不应与其他药物在同一注射器内混合（除氯胺酮）●咪达唑仑可以通过肌肉注射或皮下注射途径给药，也可与某些其他药物联合使用3.α-2-肾上腺素受体激动剂⏹常用制剂：美托咪定xylazine，甲苯噻嗪medetomidine，地托咪定detomidine⏹理想疗效●中枢神经系统抑制剂，镇痛肌肉松弛剂，非麻醉镇静剂●对大多数麻醉剂有增强作用⏹不良反应●当作为主要麻醉剂时，动物会出现疼痛反应●可产生高血糖和多尿症●心血管系统的影响多样，常见低血压现象●反刍动物需要的剂量是食肉动物的十分之一●引起缓慢性心律失常和心输出量减少⏹潜在的、与研究有关的并发症●由于直接刺激中枢神经系统的催吐中心，引起犬诱导性呕吐●抑制心肌收缩力，减少心输出量●增加心脏对肾上腺素的敏感性，导致室性心律失常，包括纤维性颤动●犬静脉注射后，动脉血压一过性升高，动脉血pH值，氧分压，二氧化碳分压不改变●对未经治疗的猪没有影响●犬的吞气症引发的气胀恶化●可能导致流产⏹其他●甲苯噻嗪（Xylazine）是一种强效的镇静药和中枢神经系统的抑制剂。
常用试验动物的给药途径和方法
常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。
由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
一经口给药法（一）灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。
灌胃量0.2〜0.5ml/10g。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。
灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
灌胃量10〜20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管（常用导尿管代替）从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10 —12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。
具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。
此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。
实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。
实验动物给药途径和方法
实验动物给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。
给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。
（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。
皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。
兔在背部或耳根部注射。
蛙可在脊背部淋巴腔注射。
（二）皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
（三）肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。
（四）腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
图1小鼠腹腔注射方法（五）静脉注射1．兔：兔耳部血管分布清晰。
兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。
内缘静脉深不易固定，故不用。
外缘静脉表浅易固定，常用。
先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图2），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
常用的麻醉剂和麻醉方法(人医和动物均有)
常用的麻醉剂和麻醉方法常用的麻醉剂大致分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。
麻醉方法一般分为吸入、注入（静脉、皮下、肌肉、腹腔等）、口服、灌胃等。
麻醉药物应用的方法和剂量如下：一最常用的挥发性麻醉药物为乙醚开放麻醉法是用脱脂棉浸湿乙醚后，小动物如大鼠、小鼠可将头部放入蘸有乙醚棉球的广口瓶内，4～6分钟后即处于麻醉状态。
适用于各种实验动物。
如实验过程较长，可在其鼻部放棉花或纱布，不时滴加乙醚维持，也可用乙醚先麻醉后再用非挥发性麻醉剂维持麻醉。
较大动物可用麻醉口罩滴药法。
封闭麻醉法是将小动物置于一封闭容器中，该容器中预先置于浸泡乙醚之棉球，乙醚挥发后使动物吸入而置麻醉。
在给药过程中必须随时观察动物的变化，如果发现动物的角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。
防止麻醉过深，引起死亡。
常用全身麻醉剂：乙醚乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各种动物都可应用。
其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。
但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动，并且容易引起窒息，在麻醉过程中要注意。
但总起来说乙醚麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比较安全，而且麻醉后恢复比较快。
其缺点是需要专人负责管理麻醉，在麻醉初期出现强烈的兴奋现象，对呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品(基础麻醉)，通常在麻醉前20－30分钟，皮下注射盐酸或硫酸吗啡(每公斤体重5～10mg)及阿托品(每公斤体重0.1mg)。
盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性，提高痛阈，还可节省乙醚用量及避免乙醚麻醉过程中的兴奋期。
阿托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞，或手术后发生吸入性肺炎。
进行手术或使用过程中，需要继续给予吸入乙醚，以维持麻醉状态。
慢性实验预备手术的过程中，仍用麻醉口罩给药，而在一般急性使用,麻醉后可以先进行气管切开术,通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。
实验动物给药途径和方法
实验动物给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。
给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。
（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。
皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。
兔在背部或耳根部注射。
蛙可在脊背部淋巴腔注射。
（二）皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
（三）肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。
（四）腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
图1小鼠腹腔注射方法（五）静脉注射1．兔：兔耳部血管分布清晰。
兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。
内缘静脉深不易固定，故不用。
外缘静脉表浅易固定，常用。
先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图2），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
药理实验中各类动物的给药剂量换算
动物实验给药剂量换算关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。
分以下几点来探讨这个问题。
第一、等效剂量系数折算法换算第二、体表面积法换算第三、系数折算法与体表面积法的比较第四、系数折算法的相对误差第五、小孩与成人的剂量换算第六、少常用实验动物剂量间的换算第七、不同给药途径间的剂量换算第八、LD50与药效学剂量间的换算我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径：一是查文献，参考别人使用的剂量。
有时有现成的，可直接用。
有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。
也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。
这样，我们就得进行换算。
这是我们今天要谈的这种方法。
另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。
一般参考数据是LD50。
至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。
这个我们再另题讨论。
下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。
目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。
在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。
这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。
表如下所示：请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。
把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。
试着换算一个。
如：人的临床剂量为X mg/kg , 换算成大鼠的剂量：大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg.这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。
在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。
还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。
将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位;③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射;⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时,轻按针孔片刻,防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是:将动物注射部位的毛剪去，消毒后,用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内,然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液.注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射.肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.4。
腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下,沿皮下向前推进约0。
5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液.此法大小鼠用的较多。
5。
静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定,故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替），用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
实验一不同给药途径对药物作用的影响
给药途径对药物作用的影响一、实验目的1.观察不同给药途径对药物作用的快慢和强弱的影响；2.学习小白鼠不同途径的给药方法。
二、实验原理采用不同的给药途径，会使药物发挥不同的作用，口服硫酸镁可导泻和利胆，注射则产生止痉、镇静和降低颅内压。
三、实验动物小白鼠四、实验药品及器材1.器材：1ML注射器四副，灌胃针头一个，天枰一台，250ML烧杯4个。
2.药物：10%硫酸镁。
五、实验方法1.取体重相近的小白鼠2只，甲鼠腹腔注射10%硫酸镁溶液0.6ML。
2.乙鼠口服（灌胃）10%硫酸镁溶液0.6ML。
3.观察并比较两只鼠的不同现象。
六、实验结果七、结果分析硫酸镁可因给药途径不同而产生不同的药理作用，硫酸镁腹腔注射给药时，会抑制中枢及外周神经系统，使骨骼肌、心肌、血管平滑肌松弛，从而发挥肌松作用和降压作用；而硫酸镁灌胃时，肠道很少吸收增加肠容积而促进肠道推进性蠕动，产生泻下作用，故甲鼠出现肌张力明显减弱，处于安静状态，乙鼠则出现轻微腹泻的现象。
八、实验结论给药途径不同所产生药物作用的快慢和强弱不同，硫酸镁腹腔注射使肌松弛，灌胃则出现轻微腹泻。
九、思考题1.给药途径不同，一般情况下对药物的作用产生什么影响？在哪些情况下可使药物的作用产生质的差异？不同给药途径的药物吸收速度不同，一般规律是静脉注射＞（快于）吸入＞肌肉注射＞皮下注射＞口服＞直肠＞贴皮。
如静脉注射，药物直接入血可立即生效，用于急救、昏迷病人；剂量易控制；刺激性药物可稀释后静注；大量注射时可静滴。
缺点为较易产生不良反应；要求技术熟练。
不同给药途径因吸收、分布方面产生的差异，影响药物的作用强度，甚至产生质的差异，如硫酸镁口服导泻，而肌注可产生中枢神经系统的抑制作用，用于抗惊厥。
为此，临床应按照病情、治疗需求和药物特性，选用合适的给药途径。
口服有首过消除效应，注射没有，所以生物利用率有区别，会有量的差异。
而体内再分布或作用有明显靶向性的药物，使药物体内分布不均，不同受体，作用不同，会有质的差异。