电转细胞实验转染细胞方法
细胞电转染
细胞电转染电转的简介 (1)电穿孔转染的基本原理及过程 (1)电穿孔转染条件的选择 (1)1 电参数 (1)2脉冲时程 (2)3 脉冲次数 (2)4 细胞因素 (3)5 质粒因素 (3)6 温度 (4)7．缓冲液以及培养液的成 (4)仪器常用键区介绍 (5)Neon TM电转染一般流程 (7)电转的简介电穿孔转染，作为物理方法的一种，出现于20世纪80年代中。
这种方法不仅能够将DNA、RNA，还能将抗体、酶及其他生物活性分子转入细菌、酵母、动物细胞和植物细胞。
它是一种高效、简便的基因转移系统，具有其它转移方法无可比拟的优越性，如操作简便、快捷，可重复性强，臻染率高，适用谱广等。
尤其对目前一般认为难转染的悬浮培养细胞也能获得较高的转染。
电穿孔转染的基本原理及过程电穿孔法是通过电场作用于细胞几微秒到几毫秒之后，在细胞膜上暂时形成小孔或开口，把大分子如DNA等导入细胞并最终进入胞核的技术。
其过程简述如下：首先在电击过程中，细胞膜上出现穿孔，质粒在电泳力的作用下与细胞膜接触，并与细胞膜上电穿孔的区域形成一种可转移的复合物。
再次电击后，质粒脱离复合物并扩散至胞质内，开始瞬转；同时小部分质粒进入核内与染色体整合，开始稳转。
一旦DNA扩散进入细胞，细胞膜上的小孔可自动重新闭合。
电穿孔转染条件的选择1 电参数电场强度E与电压V有以下关系：V=E×d，在电穿孔实验中，d为两电极之间的距离，是一个定值，故本文所指的电场强度的选择即电压的选择。
对于动物细胞来说，电场强度通常选择1～1000V／cm，并遵循低电场长时程的原则。
电场强度的大小对DNA摄入量的影响主要有：在阈电场强度Ec (Ec=Uc／1．5R)以下无R)以下无DNA摄入；适中的场强下DNA的摄入呈电场依赖型，随场强的升高而增大；高场强下，DNA的摄入进入平台期，与电场的大小无关。
电场强度的大小对细胞存活率的影响主要有：在阈电场强度以下存活率无变化；在适中的场强下，存活率呈电场依赖型，随场强的升高而下降；存活率在高场强下降为0。
lonza和伯乐电转方法
lonza和伯乐电转方法Lonza和伯乐电转方法是两种与细胞工程和基因编辑相关的技术。
本文将分别介绍这两种方法的原理和应用。
我们来了解一下Lonza电转法。
Lonza电转法是一种常用的细胞转染技术，用于将外源DNA导入到目标细胞中。
其原理是利用高压电脉冲破坏细胞膜，从而使DNA能够穿透细胞膜进入细胞质，并在细胞内表达。
这种方法通常适用于多种细胞类型，包括哺乳动物细胞和真核生物细胞。
Lonza电转法的操作相对简单，一般分为三个步骤：细胞培养、DNA转染和筛选。
首先，需要将目标细胞培养至适当的密度和状态。
然后，将外源DNA与转染试剂混合，形成复合物。
接下来，将复合物加入目标细胞中，并施加高压电脉冲。
这些电脉冲会破坏细胞膜，使得DNA能够进入细胞质。
最后，通过选择性培养基或标记基因等方式筛选出成功转染的细胞。
Lonza电转法在生物医学研究和生物制药领域有广泛应用。
例如，科学家们可以利用这种方法将外源基因导入到细胞中，从而研究该基因在细胞功能和疾病发生机制中的作用。
此外，这种方法还可以用于生产重组蛋白、病毒载体等生物制品。
接下来，我们来了解一下伯乐电转方法。
伯乐电转方法是一种基因编辑技术，用于改变细胞中的基因组。
其原理是利用CRISPR-Cas9系统，通过设计特定的引导RNA和Cas9核酸酶，精确地切割目标DNA，从而导致基因组的改变。
伯乐电转方法的操作相对复杂，主要包括设计引导RNA、合成引导RNA和Cas9核酸酶、转染和筛选等步骤。
首先，需要设计合适的引导RNA，使其能够与目标DNA序列特异性结合，并指导Cas9核酸酶切割该DNA序列。
然后，将合成的引导RNA和Cas9核酸酶转染到目标细胞中。
在细胞内，Cas9核酸酶会与引导RNA结合，形成CRISPR-Cas9复合物，进而识别和切割目标DNA。
最后，通过PCR、测序等方法筛选出成功编辑的细胞。
伯乐电转方法在基因编辑研究和基因治疗等领域有着广泛的应用。
各种转染方法比较
各种转染方法比较不同的实验室转染方法选择会依赖于多个相关因素，如目标细胞类型、转染效率、细胞毒性、需求的表达时间、实验的规模和预算等。
以下是一些常见的转染方法的比较：1. 离子交换法（Calcium phosphate transfection）离子交换法是最早开发和使用的转染方法之一、它使用磷酸钙和DNA或RNA的复合物在细胞表面形成凝析沉淀物。
该方法简单、经济且较为普遍，适用于许多细胞类型。
然而，它的转染效率较低，存在较多的细胞毒性。
2. 迷走转染法（Lipofection）迷走转染法是当前最常用的转染技术之一，通过磷脂体（例如Lipofectamine）与质粒DNA形成复合物。
该方法转染效率高，而且适用于许多类型的细胞，包括哺乳动物和非哺乳动物。
然而，迷走转染法存在一些限制，如细胞毒性、稳定性较差，和细胞特异性。
3. 电穿孔法（Electroporation）电穿孔法是通过应用电场使细胞膜暂时性孔化来实现转染效果。
它可以用于转染各种类型的细胞，包括哺乳动物、鸟类和植物。
电穿孔法的转染效率高，但存在一定的细胞毒性和细胞损伤风险。
此外，电穿孔设备的成本较高，需要专门训练的技术人员来操作。
4. 病毒载体转染法（Viral vector transfection）病毒载体转染法使用经修饰的病毒作为转染载体，可实现高效的基因传递和表达。
常用的病毒载体包括腺病毒、衣壳病毒和逆转录病毒。
这些病毒对于不同类型的细胞具有不同的亲和力和转染效率。
然而，病毒载体转染法的主要限制是细胞对病毒的感染能力，以及在临床应用中可能引发的安全性问题。
5. 直接注射法（Direct microinjection）直接注射法是一种机械刺伤细胞膜直接将DNA注入细胞的方法。
这种方法对于特定的细胞类型具有高效转染的能力，如哺乳动物受精卵和干细胞。
它可以实现精确控制和单细胞水平的转染，但需要昂贵的设备和专业技能。
总结起来，转染方法的选择应根据实验的具体需求来进行。
细胞的脂质体转染法和电穿孔法
细胞的脂质体转染法和电穿孔转染法（一）脂质体转染一、实验试剂及器材Lipofectamine® 3000 Transfection Reagent，质粒DNA(0.5-5 μg/μL储液)，Opti-MEM®减血清培养基，培养板，酒精灯，离心机，微量移液器，离心管等。
二、实验步骤1. 接种细胞至70－90%汇合度时转染；2. 使用Opti-MEM®减血清培养基稀释Lipofectamine® 3000试剂（2管），充分混匀（6孔板Opti-MEM®培养基为125 μL× 2，Lipofectamine® 3000为3.75和7.5 μL）；3. 在每管已稀释的Lipofectamine® 3000试剂中加入稀释的DNA（用P3000TM试剂稀释）（1:1比例）；4. 室温孵育5分钟；5. 加入DNA－脂质体复合物至细胞中；6. 37°C(PK-15在39°C下培养)孵育细胞2–4天，然后分析转染细胞。
三、注意事项1. 在无血清培养基（如Opti-MEM®减血清培养基）中制备DNA－Lipofectamine® 3000脂质体复合物，直接将其加入含细胞培养基的细胞中（在血清／抗生素存在或不存在时均可）；2. 转染后无需去除转染复合物或者更换／添加培养基；3. Lipofectamine® 3000试剂用量各有不同，测试推荐的两种浓度的Lipofectamine® 3000试剂，以确定最佳用量，开始新的转染；4. Lipofectamine® 3000试剂应放在4℃储存（切勿冷冻）。
附上Lipofectamine 3000 REagent Protocol：（二）电穿孔转染法一、实验试剂及器材BTX ECM2001®2001细胞电融合仪，细胞，胰蛋白酶，电转液，DMEM，培养板，离心机等。
电穿孔法转染细胞原理
电穿孔法转染细胞原理
电穿孔法转染细胞是一种常用的基因转染技术，它利用高压电脉冲破坏细胞膜，使外源DNA进入细胞内。
其原理如下：
1. 电场诱导细胞膜孔洞形成
电穿孔法转染细胞的第一步是利用高压电脉冲产生强电场，电场的作用下，细胞膜内部的离子和分子会发生移动，形成孔洞。
这些孔洞的大小和数量取决于电场的强度和持续时间。
2. DNA进入细胞内
一旦细胞膜形成了孔洞，外源DNA便可以通过孔洞进入细胞内。
这些DNA分子可以是裸露的质粒DNA，也可以是DNA与载体复合物。
3. 细胞修复孔洞
在电穿孔的过程中，细胞膜受到了破坏，但细胞会尽快修复这些孔洞。
细胞膜修复的过程中，外源DNA可能会被稳定地整合到细胞基因组中，从而实现基因转染。
总的来说，电穿孔法转染细胞利用高压电脉冲破坏细胞膜，使外源DNA进入细胞内，然后通过细胞修复孔洞的过程，使外源DNA整合到细胞基因组中。
这种技术可以用于基因敲除、基因表达、基因编辑等多种研究应用。
细胞电转实验基本原理及步骤
细胞电转实验基本原理及步骤转染，是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术，是我们完成项目的最基本方法。
转染大致可分为3种途径：物理介导（电穿孔法、显微注射、基因枪）、化学介导、生物介导（病毒介导）。
细胞电转染一、实验原理：细胞电转染（电转），也叫细胞电穿孔，是用短暂的高场强电脉冲处理细胞，沿细胞膜的电压差异会让电流可逆地击穿细胞膜形成瞬时的水通路或膜上小孔促，从而使外源大分子物质DNA、RNA、蛋白质、一些小分子等进入细胞膜内部。
二、影响因素1. 细胞状态为保证电转后细胞的存活率，最好选取处于对数生长期的细胞。
因为处于对数生长期的细胞分裂更为旺盛，细胞膜表面结构的致密性与稳定期的细胞相比较差，因此在电转后，细胞膜的恢复能力更强，从而提高电转后的细胞存活率。
同时，处于有丝分裂期的细胞会更容易接受外源物质，有利于提高细胞的转染效率。
2.电转参数选择合适的电转参数对于电转实验非常重要，电转参数包括电压（500v-1900v）、脉冲（10 ms-45 ms）、次数（1-5），一般都分布在这一区间内。
参数过低，不能增加膜的通透性或在膜上形成小孔，外援物质无法进入细胞内达到转染的目的；参数过高，细胞膜发生不可逆破碎，细胞死亡率增加，转染失败，因此在电转染实验中合适的电转参数尤为重要。
不同细胞的形态、特性及耐受度等都不同，实验前需要我们先通过电转预实验来摸索出最合适的电转参数，而后再进行正式试验。
3.其他电击会对细胞造成一定程度的伤害，而具有细胞膜修复成分的电转缓冲液可以将电击对细胞的损伤降到最低，从而降低转染后细胞的死亡率，提高转染效率。
三、电转预实验实验目的：在开展正式实验前摸索出最合适的电转参数。
实验流程1.实验前准备：电转杯、电转枪、电转Tip头（无菌）；处于对数生长期的细胞（细胞状态良好，至少维持合适密度生长2代，未发生过汇合）；2.设置若干个实验组，贴壁细胞建议1×105个/组、悬浮细胞建议2×105个/组；以贴壁细胞为例：弃去培养上清，用PBS轻柔冲洗细胞，抽净PBS，加胰酶消化细胞，待细胞脱落后加完全培养基终止消化，轻柔的吹打细胞悬液，尽量形成单细胞悬液，计数，取细胞与1.5 EP管内，离心，PBS清洗一遍。
各种转染方法比较
各种转染方法比较转染是将外源DNA或RNA导入体细胞的一种常用技术，用于研究基因功能、疾病机制、基因治疗等领域。
常用的转染方法包括化学法、电穿孔法、病毒载体介导转染和生物矢量直接注射法等。
下面将对这些转染方法进行详细比较。
1.化学法：化学法是最简单、最常用的转染方法之一，主要通过化学试剂与DNA或RNA形成复合物，进而被细胞摄取。
常用的化学试剂有钙磷酸盐、聚乙烯亚胺（PEI）、脂质体、高分子聚合物等。
化学法的优势在于易操作、适用于不同细胞类型，且无需特殊设备。
但其转染效率相对较低，引起细胞毒性的风险较高。
2.电穿孔法：电穿孔法又称为电转染法，通过利用电场作用使细胞膜发生瞬时通透性，使外源DNA或RNA进入细胞。
这种方法可使用电脉冲仪或特殊转染设备进行操作，适用于多种细胞类型。
相比于化学法，电穿孔法的转染效率更高，但对细胞的毒性稍高。
3.病毒载体介导转染：病毒载体介导转染是一种高效的转染方法，常用的病毒载体有腺病毒（Adenovirus）、腺相关病毒（Adeno-associated virus，AAV）、逆转录病毒（Retrovirus）和慢病毒（Lentivirus）等。
这些病毒载体不仅能将外源DNA或RNA导入细胞，还能使其在细胞内稳定表达。
病毒载体介导转染的优势在于高转染效率、稳定表达，适用于许多细胞类型。
然而，为了避免潜在的致病性和免疫反应，需要选择无毒性、无致病性的病毒载体。
4.生物矢量直接注射法：生物矢量直接注射法是将外源DNA或RNA直接注射到体内，让其进入目标细胞。
这种方法适用于许多动物模型研究，如小鼠、斑马鱼等。
生物矢量直接注射法的优势在于转染效率高、实验操作简单，但对于人体病理研究等实验要求较高的场景，其应用范围较窄。
根据以上比较，选择适合自己研究需求和细胞类型的转染方法非常重要。
需要考虑的因素包括转染效率、细胞毒性、操作难度、成本等。
在实际应用中，有时也可结合多种方法，例如将化学法与电穿孔法相结合，能够提高转染效率。
siRNA的转染
siRNA的转染将制备好的siRNA，siRNA表达载体或表达框架转导至真核细胞中的方法主要有以下几种：1.磷酸钙共沉淀将氯化钙，RNA(或DNA)和磷酸缓冲液混合，沉淀形成包含DNA且极小的不溶的磷酸钙颗粒。
磷酸钙-DNA复合物粘附到细胞膜并通过胞饮进入目的细胞的细胞质。
沉淀物的大小和质量对于磷酸钙转染的成功至关重要。
在实验中使用的每种试剂都必须小心校准，保证质量，因为甚至偏离最优条件十分之一个pH都会导致磷酸钙转染的失败。
2.电穿孔法电穿孔通过将细胞暴露在短暂的高场强电脉冲中转导分子。
将细胞悬浮液置于电场中会诱导沿细胞膜的电压差异，据认为这种电压差异会导致细胞膜暂时穿孔。
电脉冲和场强的优化对于成功的转染非常重要，因为过高的场强和过长的电脉冲时间会不可逆地伤害细胞膜而裂解细胞。
一般，成功的电穿孔过程都伴随高水平（50%或更高）的毒性。
3.DEAE-葡聚糖和polybrene带正电的DEAE-葡聚糖或polybrene多聚体复合物和带负电的DNA分子使得DNA 可以结合在细胞表面。
通过使用DMSO或甘油获得的渗透休克将DNA复合体导入。
两种试剂都已成功用于转染。
DEAE-葡聚糖仅限于瞬时转染。
4.机械法转染技术也包括使用机械的方法，比如显微注射和基因枪（biolistic particl e）。
显微注射使用一根细针头将DNA，RNA或蛋白直接转入细胞质或细胞核。
基因枪使用高压microprojectile将大分子导入细胞。
5.阳离子脂质体试剂在优化条件下将阳离子脂质体试剂加入水中时，其可以形成微小的（平均大小约100-400nm）单层脂质体。
这些脂质体带正电，可以靠静电作用结合到DNA的磷酸骨架上以及带负电的细胞膜表面。
因此使用阳离子脂质体转染的原理与以前利用中性脂质体转染的原理不同。
使用阳离子脂质体试剂，DNA并没有预先包埋在脂质体中，而是带负电的DNA自动结合到带正电的脂质体上，形成DNA-阳离子脂质体复合物。
几种转染方法的比较
几种转染方法的比较
目前，基因转染技术已经发展为分子生物学、生物工程和基因治疗等
领域的重要实用工具，它可以极大地提高研究的效率和准确度，是许多重
要的基础实验的重要手段。
基因转染，就是把DNA片段植入受体细胞，使
其形成完整的外源基因，从而使其编码的蛋白质可以表达出来。
其中，质
粒转染（经典CaCl2转染）、电穿孔转染、膜融合转染、磁珠转染、膜膜
转染、管状细胞转染（cylinder-mediated gene transfer）、病毒转染
和小肠转染等转染方法，是目前比较常用的基因转染方法。
一、质粒转染
质粒转染是将外源DNA片段载体在质粒上，用极低的浓度CaCl2诱导
细胞膜的瞬时通透性，使外源基因可以通过通透的细胞膜进入细胞，这是
质粒转染的原理，也是最常用的一种质粒转染方法。
质粒转染的优点：
（1）操作简单，易于大批量高效率的实验。
（2）操作条件宽松，不受受体细胞类型的限制，可以适应多种宿主
细胞。
（3）转染效率高，可以达到百分之九十以上。
（4）可以通过有效的筛选系统，有效控制外源DNA的插入和表达量。
质粒转染的缺点：
（1）转染过程对细胞毒性较大，转染效率有限。
转染步骤及经验(精华)
转染步骤及经验（精华）一、基础理论转染是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术。
分类：物理介导方法：电穿孔法、显微注射和基因枪；化学介导方法：如经典的磷酸钙共沉淀法、脂质体转染方法、和多种阳离子物质介导的技术；生物介导方法：有较为原始的原生质体转染，和现在比较多见的各种病毒介导的转染技术。
理想细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞毒性小等优点。
病毒介导的转染技术，是目前转染效率最高的方法，同时具有细胞毒性很低的优势。
但是，病毒转染方法的准备程序复杂，常常对细胞类型有很强的选择性，在一般实验室中很难普及。
其它物理和化学介导的转染方法，则各有其特点。
需要指出的一点，无论采用哪种转染技术，要获得最优的转染结果，可能都需要对转染条件进行优化。
影响转染效率的因素很多，从细胞类型、细胞培养条件和细胞生长状态到转染方法的操作细节（见后文）。
二、转染操作流程（以常用的6孔板为例）(1) 细胞培养：取6孔培养板，以3x104/cm2密度铺板，37℃5%CO2培养箱中培养至70%～90%汇合。
(不同细胞略有不同，根据实验室优化的条件进行，汇合过分，转染后不利筛选细胞)。
(2) 转染液制备：在EP管中制备以下两液(为转染每一个孔细胞所用的量)A液：用不含血清培养基稀释1-10μg DNA，终量100μL，B液：用不含血清培养基稀释对应量的转染试剂，终量100μL；轻轻混合A、B液（1:1混匀），室温中置15分钟，稍后会出现微浊现象，但并不妨碍转染。
(3) 转染准备：用2mL不含血清培养液漂洗两次，再加入2mL不含血清及PS的培养液。
(4) 转染：把A/B复合物缓缓加入培养液中（缓慢滴加），轻轻摇匀，37℃温箱置6～8小时，吸除无血清转染液，换入正常培养液继续培养。
三、转染注意事项1. 血清A. DNA-阳离子脂质体复合物形成时不能含血清，因为血清会影响复合物的形成。
B．一般细胞对无血清培养可以耐受几个小时没问题，转染用的培养液可以含血清也可以不加，但血清一度曾被认为会降低转染效率，转染培养基中加入血清需要对条件进行优化。
细胞转染原理
细胞转染原理细胞转染是一种常用的实验技术，用于将外源DNA、RNA或蛋白质等分子引入细胞内，以实现基因敲除、过表达、信号转导研究等目的。
细胞转染技术的原理是利用化学、物理或生物学方法，使外源分子穿过细胞膜，进入细胞内部。
本文将介绍细胞转染的原理及常用的转染方法。
细胞转染的原理主要包括细胞膜渗透性增加、内吞作用和融合作用。
首先，细胞膜渗透性增加是指通过物理或化学手段使细胞膜通透性增加，使外源分子能够穿过细胞膜进入细胞内。
其次，内吞作用是指细胞通过吞噬囊泡将外源分子包裹起来，形成内吞泡，然后将其输送到细胞内部。
最后，融合作用是指外源分子与细胞膜融合，直接进入细胞内。
常用的细胞转染方法包括化学转染、电穿孔法、基因枪法和病毒载体法。
化学转染是利用化学试剂（如聚乙烯亚胺、脂质体等）破坏细胞膜，使外源分子进入细胞内。
电穿孔法是利用电场作用使细胞膜通透性增加，使外源分子进入细胞内。
基因枪法是将外源分子包裹在微粒上，通过高速射击使其穿过细胞膜进入细胞内。
病毒载体法是利用病毒载体将外源分子转染入细胞内。
细胞转染技术在基因工程、细胞治疗、药物筛选等领域具有广泛的应用。
通过转染技术，可以实现基因敲除、外源基因表达、蛋白质功能研究等多种实验目的。
在细胞治疗领域，细胞转染技术可以用于将修饰后的细胞注入患者体内，治疗一些遗传性疾病或癌症。
在药物筛选领域，细胞转染技术可以用于快速筛选药物的活性和毒性，加快新药研发的速度。
总之，细胞转染技术是一种重要的实验手段，可以帮助科研人员进行基因功能研究、新药筛选和细胞治疗等工作。
通过深入了解细胞转染的原理和常用方法，可以更好地应用这一技术，推动科学研究和医学进步。
电转感受态细胞的制备
电转感受态细胞的制备电转感受态细胞 (Electroporation-mediated transfection) 是一种通过电场作用将外源 DNA 或 RNA 导入细胞的技术，该技术广泛应用于基因功能研究、药物筛选、基因治疗等领域。
本文将介绍电转感受态细胞的制备方法、原理以及注意事项，帮助读者更好地理解该技术的应用和操作。
下面是本店铺为大家精心编写的5篇《电转感受态细胞的制备》，供大家借鉴与参考，希望对大家有所帮助。
《电转感受态细胞的制备》篇1一、电转感受态细胞的制备方法电转感受态细胞的制备方法主要包括以下步骤:1. 细胞培养：将细胞接种到培养皿或培养瓶中，利用含有营养物质的培养基进行培养，使其生长至适宜的细胞密度。
2. 构建表达载体：将目的基因或 siRNA 克隆至表达载体中，构建表达载体的过程需要考虑转染效率、选择合适的启动子、转录因子等。
3. 电转感受态细胞：将构建好的表达载体与细胞一起孵育，然后在一定强度的电场作用下将表达载体导入细胞内。
4. 筛选阳性细胞：通过抗生素抗性基因或荧光标记等方法筛选成功转染的细胞，获得电转感受态细胞。
二、电转感受态细胞的原理电转感受态细胞的原理是利用高强度电场作用下，细胞膜通透性增加，使得带电的分子 (如 DNA 或 RNA) 能够更容易地通过细胞膜进入细胞内部。
电转感受态细胞技术相比传统转染技术，具有高效、快速、简便等优点，且对细胞的毒性较小。
三、注意事项在进行电转感受态细胞制备时，需要注意以下几点:1. 细胞密度的控制：细胞密度过高或过低都会影响转染效率，一般适宜的细胞密度为 10^6-10^7 个/ml。
2. 表达载体的质量和浓度：表达载体的质量和浓度对转染效率有很大影响，通常需要在 1-10 μg/μl之间。
3. 电场强度和脉冲次数的控制：电场强度和脉冲次数对转染效率也有很大的影响，需要根据实验条件和细胞类型进行调整。
4. 细胞培养条件的控制：细胞培养条件对转染效率也有很大的影响，如温度、CO2 浓度、培养基成分等。
转染实验技巧DNA体外转染试剂如何准备转染所需的质粒DNA转染
转染实验技巧DNA体外转染试剂如何准备转染所需的质粒DNA转染效率受到诸多因素的影响，除了细胞、培养基和载体等影响因素外，另外一项非常重要的因素便是DNA的质量。
为了比较不同厂家的转染效率，我们分别从三家不同的供应商购买了质粒制备试剂盒来制备pEGFP-N3质粒DNA，并通过不同的方法将制备的pEGFP-N3质粒转运至NIH-3T3细胞。
pEGFP-N3质粒分别通过Endofree Maxi Piasmid Kit(Qiagen),PerfectPrep Endofree Piasmid Maxi Kit(5 PRIME,inc)及NucleoBond DNA Maxi Kit(MACHEREY-NAGEL GmbH&Co.KG)制备，我们测定了230,260,280及320nm的吸光值检测DNA的质量。
通过上述三种方法制备的DNA质量如下：MACHEREY-NAGEL ＞5Prime＞Qiagen。
pEGFP-N3由PolyJetDNA转染试剂运至NIH-3T3细胞。
转染效率的高低与DNA的质量相符，由MACHEREY-NAGEL纯化DNA对应的转染效率最高，而由Qiagen纯化DNA对应的转染效率最低。
因此，MACHEREY-NAGEL GmbH & Co.KG的质粒制备试剂盒被认为是制备转染级别DNA的最佳选择。
How to prepare transfection grade plasmid DNATransfection efficiencies are affected by a variety of different parameters. Besides factor such as cell culture, medium and vectors, one of most critical parameters is DNA quality. We prepared pEGF-N3 plasmid DNA by large plasmid preparation kits from three different vendors and tested transfection efficiencies by delivering pEGFP-N3 DNAs prepared by different methods to NIH-3T3 cells.We prepared pEGFP-N3 plasmid with Endofree Maxi Plasmid Kit (Qiagen), PerfectPrep Endofree Plasmid Maxi Kit (5 PRIME, Inc.) and NucleoBond DNA Maxi Kit (MACHEREY-NAGEL GmbH & Co. KG). The DNA quality was determined by measuring absorbance at 230, 260, 280 and 320 nm by spectrometry.The purity of DNA prepared by the three methods is as follows: MACHEREY-NAGEL > 5 Prime > Qiagen.Then pEGFP DNA was delivered with PolyJet™ (Cat # SL100688) DNA transfection reagent to NIH-3T3 cells per manufacturer’s protocol. In accordance with DNA purity results, we found that DNA from MACHEREY-NAGEL gave the best transfection efficiency while Qiagen DNA gave the worst efficiency. Therefore plasmid preparation kit from MACHEREY-NAGEL GmbH & Co. KG is confirmed to be the best choice to prepare tansfection grade DNA.表皮细胞的转染表皮细胞广泛遍布于身体，正常的表皮细胞较难转染，尤其是使用基于脂质体技术的转染试剂。
细胞转染技术
细胞转染细胞转染转染，是将外源性基因导入细胞内的一种专门技术。
随着基因与蛋白功能研究的深入，转染目前已成为实验室工作中经常涉及的基本方法。
转染大致可分为物理介导、化学介导和生物介导三类途径。
电穿孔法、显微注射和基因枪属于通过物理方法将基因导入细胞的范例；化学介导方法很多，如经典的磷酸钙共沉淀法、脂质体转染方法、和多种阳离子物质介导的技术；生物介导方法，有较为原始的原生质体转染，和现在比较多见的各种病毒介导的转染技术。
理想的细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞毒性小等优点。
病毒介导的转染技术，是目前转染效率最高的方法，同时具有细胞毒性很低的优势。
但是，病毒转染方法的准备程序复杂，常常对细胞类型有很强的选择性，在一般实验室中很难普及。
其它物理和化学介导的转染方法，则各有其特点。
需要指出的一点是，无论采用哪种转染技术，要获得最优的转染结果，可能都需要对转染条件进行优化。
影响转染效率的因素很多，从细胞类型、细胞培养条件和细胞生长状态，到转染方法的操作细节，都需要考虑。
常用转染方法一、脂质体转染法阳离子脂质体表面带正电荷，能与核酸的磷酸根通过静电作用，将DNA分子包裹入内，形成DNA-脂质体复合物，也能被表面带负电的细胞膜吸附，再通过融合或细胞内吞进入细胞。
脂质体转染适用于把DNA转染入悬浮或贴壁培养细胞中，是目前实验室最方便的转染方法之一，其转染率较高，优于磷酸钙法。
由于脂质体对细胞有一定的毒性，所以转染时间一般不超过24小时。
二、电穿孔转染法电流能够可逆地击穿细胞膜形成瞬时的水通路或膜上小孔促使DNA分子进入胞内，这种方法就是电穿孔转染法。
当遇到某些脂质体转染效率很低或儿乎无法转入时建议使用电穿孔法转染。
一般情况下，高电场强度会杀死50%-70% 的细胞。
现在针对电穿孔转染会引起大量细胞死亡而开发出了一种电转保护剂，可以大大的降低细胞的死亡率，同时提高电穿孔转染效率。
三、病毒感染对于脂质体转染与电穿孔转染都无法成功转染的细胞系建议用病毒感染，此法可以快速100%感染，检测成功率高。
细胞转染的方法和基本原理
细胞转染的方法和基本原理细胞转染是生物学研究中常用的实验技术，用于将外源DNA、RNA或蛋白质引入到靶细胞中。
本文将介绍细胞转染的方法和基本原理。
一、细胞转染的方法1. 化学法转染：化学法转染是最常用的细胞转染方法之一。
通过利用化学物质如聚乙烯亚胺（PEI）或脂质体等，将外源DNA或RNA 包裹成复合物，与细胞膜结合后进入细胞。
这种方法操作简单、成本低廉，适用于多种细胞类型。
但转染效率较低，对细胞有一定毒性。
2. 病毒载体转染：病毒载体转染是一种高效的细胞转染方法。
病毒载体可以将外源基因嵌入病毒基因组中，然后通过感染细胞的方式将基因导入细胞内。
常用的病毒载体有腺病毒、逆转录病毒等。
这种方法转染效率高，适用于多种细胞类型，但需要特殊设备和技术，同时也有一定的生物安全风险。
3. 电穿孔法转染：电穿孔法利用高压脉冲作用于细胞膜，破坏细胞膜结构，从而使外源DNA或RNA进入细胞。
这种方法操作简单，转染效率较高，但对细胞有一定的毒性，并且只适用于某些特定的细胞类型。
4. 基因枪法转染：基因枪法是一种生理穿孔法，通过利用高压气体或火药驱动基因枪，将外源DNA或RNA以微粒形式直接射入细胞。
这种方法适用于多种细胞类型，转染效率较高，但需要特殊设备和技术，并且对细胞有一定的毒性。
二、细胞转染的基本原理细胞转染的基本原理是通过一定的方法将外源DNA、RNA或蛋白质引入靶细胞，使其在细胞内表达或功能发挥。
转染后的细胞可以用于研究基因功能、蛋白质表达及相互作用等。
细胞转染的基本原理可以分为三个步骤：吸附、内化和表达。
1. 吸附：在化学法转染中，外源DNA或RNA会与载体相结合形成复合物，通过静电作用与细胞膜结合。
在病毒载体转染中，病毒载体会与细胞膜表面的受体结合。
吸附是转染的第一步，直接影响转染效率。
2. 内化：吸附后，外源DNA、RNA或蛋白质需要进入细胞内部。
在化学法转染中，复合物通过细胞膜的内吞作用或直接渗透进入细胞质。
细胞转染方法
细胞转染方法根据不同的试验目的，外源DNA导入哺乳细胞有两种类型：瞬时转染和稳定转染。
瞬时转染是指外源基因进入受体细胞后，存在于游离的载体上，不整合到细胞的染色体上，在外源基因导入细胞1-4天后收获细胞进行分析；稳定转染需要外源基因整合到细胞的染色体上，从而得到稳定的转染细胞株。
下面介绍几种转染方法：DEAE-葡聚糖：这是早在1965年出现的转染方法。
带正电的DEAE-葡聚糖或polybrene(多聚季胺)多聚体可以结合带负电的DNA分子，使得DNA复合物结合在带负电的细胞表面。
通过使用DMSO或甘油获得的渗透休克，也可能是细胞内吞作用使得DNA复合体进入细胞。
DEAE-葡聚糖仅限于瞬时转染，可重复性好，转染时要除掉血清。
磷酸钙共沉淀转染：最早在1973年开始采用。
氯化钙+DNA+磷酸缓冲液按一定的比例混和，形成极小的磷酸钙-DNA复合物沉淀黏附在细胞膜表面，借助内吞作用进入细胞质。
沉淀颗粒的大小和质量对于转染的成功至关重要，pH值、钙离子浓度、DNA浓度、沉淀反应时间、细胞孵育时间乃至各组分加入顺序和混合的方式都可能对结果产生影响，重复性不佳。
此法较易得到稳定转染，但转染原代细胞比较困难。
电穿孔法：通过短暂的高电场电脉冲处理细胞，沿细胞膜的电压差异会导致细胞膜的暂时穿孔。
DNA被认为是穿过孔扩散到细胞内的。
电脉冲和场强的优化对于成功的转染非常重要，因为过高的场强和过长的电脉冲时间会不可逆地伤害细胞膜而裂解细胞。
理论上说电穿孔法可用于各种细胞，且不需要另外采购特殊试剂，但需要昂贵的电转仪。
此法每次转染需要更多的细胞和DNA，因为细胞的死亡率高。
每种细胞电转的条件都需要进行多次优化。
脂质体法：中性脂质体是利用脂质膜包裹DNA，借助脂质膜将DNA 导入细胞膜内。
带正电的阳离子脂质体则不同，DNA并没有预先包埋在脂质体中，而是带负电的DNA自动结合到带正电的脂质体上，形成DNA-阳离子脂质体复合物，从而吸附到带负电的细胞膜表面，经过内吞被导入细胞。
细胞转染方法比较
细胞转染方法比较
细胞转染方法是指将外源基因转入细胞中的一种技术，是细胞基因学
研究的基础。
它具有非常重要的研究意义，可以将DNA、RNA或蛋白质引
入细胞，从而提高研究的准确性，发展基因治疗技术，还可以实现重组技术，在生物医药方面已经发挥了巨大的作用。
常用的细胞转染方法有电穿孔、热穿孔、化学转染、动力转染、质粒
载体转染等，下面就具体介绍这些方法的优缺点及适用条件。
一、电穿孔
电穿孔是将外源DNA用电压转染到细胞表面的一种方法，采用电穿孔
转染时，首先将目的基因与含有盐的溶液混合，然后在细胞上施加脉冲电压，使基因可以透过电穿孔进入细胞。
优点是转染效率高，可以较快地将
基因转染到细胞中，而不会造成细胞的死亡和损伤，并且不需要昂贵的设备。
缺点是转染的时间短，极易受环境条件的影响，转染率往往显著降低，另外，由于电压的作用，细胞表面可能受到副作用，效果不一定很理想。
二、热穿孔
热穿孔是通过改变细胞温度以及外源基因的溶液温度，使膜的稳定性
得到改变，有助于外源基因进入细胞。
优点是转染效率较高，能够获得比
较好的转染效果，且操作简单，易于掌握。
(完整word版)电转染标准步骤
电转染标准步骤
1.清洗电转杯，将电转杯置于75%酒精中浸泡2小时，然后在紫外灯下照射后即可使用。
2.电穿孔前一天，以合适密度传代细胞，使细胞在转染前出于对数生长期。
对于原代培养细胞，一般培养2-3天后，细胞单层融合度可以达到70-80%，即可开始试验。
3.PBS洗细胞2次后，胰酶消化细胞2min，待细胞变圆后，用完全培养基终止消化。
4.轻轻吹下细胞成单细胞悬液后，1200rpm室温离心5min。
5.完全弃去上清，根据细胞数量，加入适量的电转缓冲液重悬细胞（一般为0.5-0.6ml左右），并上下吹打均匀。
6.加入适量相应浓度的待转染核酸至相应的终浓度（质粒为20ug/ml，SiRNA的终浓度为100nM），上下吹打均匀。
若以0.5ml计算，所需质粒为0.5×20=10ug。
7.将含有相应浓度核酸的细胞悬液转移入相应规格的电转杯中，按照预定条件设置参数，进行电击操作。
（不同细胞电转前，需要进行预试验摸索电转的最佳条件，既要保证较高的转染效率，又要保证较高的细胞存活率。
经过实践摸索后得出，相应的最佳参数为：质粒：250V，10ms，1（最多2），0，4mm cuvette；SiRNA: 250V，5ms，1（最多2），0，4mm cuvette。
8.电击完成后，将电转杯置于恒温培养箱中8-12min，以使核酸充分进入细胞。
9.将电击杯从恒温培养箱中取出，接种细胞悬液于预热的培养基中，上下吹打均匀后，置于培养箱中正常培养。
10.正常培养4h，待细胞贴壁后，给细胞换新鲜的完全培养基，以去除上层的死细胞。
11.培养24h后，即可进行细胞转染效率的检测或是进行细胞的实验处理。
原代细胞电转染
原代细胞电转染
原代细胞电转染是一种常用的转染方法，具有转染效率高、毒性低、方法简单、省时省力等优点。
但需要注意的是，原代细胞转染难度较大，因为不同类别的真核细胞具有不同的生长状态、细胞大小和细胞膜结构，所以转染参数以及可获得的最大转染率也不尽相同。
电穿孔转染不同的细胞需进行个别优化选择，获得的最优转染参数也显著不同。
以下是原代细胞电转染的一般步骤：
1. 细胞接种：在转染前一天接种细胞，使细胞在转染时密度在30%\~50%。
2. 准备转染溶液：将目的基因和载体用无血清培养基稀释。
3. 混合：将目的基因和载体混合，室温孵育5\~10分钟。
4. 电穿孔：将混合物加入培养的细胞内，进行电穿孔。
5. 培养：将电穿孔后的细胞放入培养箱中培养，检测基因表达效果。
需要注意的是，电穿孔转染需要使用特定的仪器和试剂，操作时应遵循厂家提供的操作说明。
此外，不同的细胞类型和目的基因可能需要不同的电穿孔参数和培养条件，需要进行适当的调整和优化。
细胞转染电转仪 电容
细胞转染电转仪电容
细胞转染是一种将外源基因引入细胞内的方式，电转染是其中一种常用的方法。
电转染通过使用电转仪施加电场力，使细胞膜通透性增加，从而实现外源基因进入细胞内。
电转仪的电容是一个重要参数，它影响到电转染的效果。
电容在电转染过程中的作用主要是储存电能，调节电压和电流。
合适的电容值可以确保电转染过程中电流稳定，从而提高转染效率。
电容的大小与电转染效果之间的关系需要通过实验来确定，因为不同细胞类型和实验条件可能需要不同的电容值。
在使用电转仪进行电转染时，电容的选择应注意以下几点：
1. 电容值不能过高，否则可能导致细胞膜过度通透，增加细胞死亡率。
2. 电容值也不能过低，否则可能无法有效增加膜的通透性，影响转染效果。
3. 实验前应根据所转染细胞系的特点，测定最佳电容值。
4. 电容值应根据实验需求和电转仪的性能进行调整，以获得最佳转染效果。
总之，电容是电转染过程中一个重要的参数，合适的电容值可以提高电转染效率。
在实验过程中，根据细胞类型、实验条件和电转仪性能选择合适的电容值，有助于获得更好的转染效果。
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电转细胞实验转染细胞方法
1) 细胞铺板，使细胞在电转当天有70~90% 汇合率；
2) 配置RNP 反应体系
3) 20 分钟之内，用胰酶消化细胞，并洗去迹量的胰酶（胰酶残留
会造成其对Cas9 蛋白的降解），重悬细胞到10 mL 培养基中，
并计数；
4) 取5 倍于0.2~1×10 6 细胞量到新的EP 管中，500×g 离心5 分钟收集细胞，并用PBS 清洗一次细胞，重新离心；
5) 使用5 倍于30 μL 电转液重悬细胞；
6) 准备预先在24 孔（0.5 mL）或6 孔（2 mL）板中加入适量培养基，用于后期电转细胞培养；
7) 将30 μL 电转液重悬细胞加入到各RNP 反应EP 管中，并轻轻混合；
8) 取60 μL RNP 和细胞混合液到吉玛电转仪（96 孔电转），使用300V，电击6 次；
9) 立即将电转后细胞转移到培养板中，在细胞培养箱中培养48~72小时。