大(小)鼠脑缺血再灌注模具体步骤及方法
大鼠脑缺血再灌注损伤模型造模方法
大鼠脑缺血再灌注损伤模型造模方法
方法简述：
体重230-260g雄性SD大鼠，禁食，自由饮水，麻醉，颈部去皮，仰卧位固定，颈正中线切口，沿胸锁乳突肌内缘分离肌肉和筋膜，分离左侧颈总动脉(CCA)、颈外动脉(ECA) 和颈内动脉(ICA)，在CCA 远心端和近心端及ECA处挂线备用。
用微动脉夹暂时夹闭ICA，然后近心端结扎CCA、ECA。
然后在距CCA分叉部4mm处剪一小口，将栓线插入到ICA, CCA远心端的细线轻轻系牢栓线，用眼科镊轻推栓线，从血管分叉处开始算距离，当插入深度在18mm时，结扎固定好栓线及ECA血管，后拔除栓线至ECA，再次扎紧ECA，缝合，术后给予青霉素抗炎。
注意事项：
1. 保温:60W白炽灯高度为37cm，直接照射能使肛温保持在37℃。
2. 推栓线时，要将血管放松至原来状态,且保证标记点在分叉处。
3. 栓线事先剪好。
4. 栓线不能在血管里反复进退，否则极容易造成蛛网膜下腔出血。
5. 插入线栓要轻柔熟练，速度尽可能快，以避免时间长了血管内血栓形成。
小鼠灌注取脑
成年小鼠心脏灌流及取脑组织步骤实验步骤：1、小鼠麻醉后立即将其用针头固定在泡沫板上（用针头插住四肢）。
用镊子扯起胸部皮肤，另一只手用剪刀剪开胸腔的皮肤和肋骨，暴露出心脏和肝脏。
2、将注射针头插入小鼠左心室，同时将小鼠肝脏减掉，以使血液流出。
灌注生理盐水，时间维持在1min （10~20ml ）灌注液左右，血液排除后四肢、肝脏和舌头会变白。
3、待小鼠四肢、肝脏和舌头变白之后，用4%PFA灌流固定，当PFA 流至大脑处可能会使小鼠尾巴略有反射现象（有时可能没有），此时可将灌流速度下调，以使固定更加充分。
整个PFA灌流时间约为5min。
（固定原理：多聚甲醛可以使蛋白质交联）4、将导管始端从PFA中拿出，待管中液体流尽后，将心脏上的针头拔下，如果固定的较好，可发现小鼠眼球呈现白色。
将托盘中的血液倒至废液桶内，并准备下一步的取脑操作。
取脑及脱水:1、剪开头部皮肤，露出白色头盖骨。
将延髓上包被的软骨剪开，除去多余的结缔组织。
需要注意的时，眼睛要由剪刀剪下，不能够直接扯下来，因为眼睛后部连着视神经，如果扯的话有可能会损坏视交叉上核等其他脑部组织。
2、将头盖骨小心剥开，露出白色的脑部，在剥嗅球部位时要格外小心，必要的话可以先将嗅球前部的碎骨留着待进一步固定之后再去除。
3、将头盖骨剥开后，将脑下部连接的神经逐条剪短（可看到视神经交叉），待全部剪断后将脑整个剥离出来。
4、将剥离出来的脑浸泡在4%PFA中，过夜固定。
5、将PFA液换为30%蔗糖进行脱水（防止冷冻切片时形成冰晶和孔洞），初始脱水时脑会浮在蔗糖上面，待完全脱水后脑会沉底。
此时可将脑取出进行冷冻切片。
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大鼠脑缺血模型制作
大鼠脑缺血模型制作大鼠脑缺血是一种神经病理学状态，常用于研究脑缺血和再灌注相关的疾病，如中风和心脑血管疾病。
制作大鼠脑缺血模型可以帮助研究者深入了解脑缺血的机制，并探索治疗方法。
下面将介绍一种常用的大鼠脑缺血模型制作方法。
材料准备：1.正常健康的大鼠（约250-300g）2.异氟醚（用于麻醉大鼠）3.氧化氮（用于麻醉大鼠）4.0.9%氯化钠溶液（生理盐水，用于预先裂解血栓）5.弹簧夹（用于阻断大脑供血）6.血管夹（用于再灌注）7.生理盐水或PBS（用于清洗伤口和冲洗大脑）操作步骤：1.麻醉大鼠-以适当的浓度向氧化氮罩中送气，让大鼠吸入异氟醚麻醉。
-确定大鼠是否处于麻醉状态，如失去帕金森反射。
-为了确保大鼠的安全性和麻醉质量，要定期监测大鼠的许多生理参数，如呼吸频率、血氧饱和度和体温。
2.颅窗手术-将大鼠固定在手术台上，用5%碘伏消毒实验区域的皮肤。
-在头部进行剃发和消毒。
- 用手术刀在头部切开皮肤，在颅骨上切开一个直径约 1 cm的圆洞。
-清除头骨上的组织，暴露出颅骨。
-用电动开骨钻在颅骨上进行微抖动，直到打开一个圆洞。
通过控制速度和钻头的压力来避免损伤脑组织。
-用细钳将头皮撕开，暴露出脑膜。
3.制作脑缺血-用生理盐水或PBS洗涤脑膜，以确保大脑的清洁。
-用弹簧夹仔细阻断大脑的供血。
通常选择大脑的前动脉（MCA）或双侧MCA，使大脑区域发生缺血。
-检查大鼠是否出现神经功能缺陷，如软瘫、不对称性和意识丧失等。
-记录缺血时间，通常在20-30分钟之间。
-选择再灌注时间，通常是60分钟。
4.再灌注-在再灌注前，用生理盐水或PBS冲洗大脑。
通过防止缺血时间和再灌注时间的太长，以减少实验操作引起的伤害。
-用血管夹将阻断的血管解除，实现再灌注。
-观察大鼠是否恢复神经功能，例如排尿、动作和体位等。
-保持大鼠体温适宜，定期监测大鼠身体参数。
5.实验后处理-在实验结束后，用生理盐水或PBS冲洗伤口。
-给大鼠提供足够的水和食物，让其恢复。
大鼠脑干缺血再灌注模型制备—脑干缺血再灌注损伤病理和脑干血流变化
大鼠脑干缺血再灌注模型制备—脑干缺血再灌注损伤病理和脑干血流变化目的：脑干缺血再灌注模型的建立对于脑干缺血损伤及再灌注损伤的病理，病生理及药理学研究具有重要意义。
目前国内外文献对此模型的研究鲜有报道，以往对于脑干缺血的研究只停留在脑干持续缺血后一系列病生理，电生理及生化等方面，并且多集中于犬、猴等大型动物。
因此我们尝试应用大鼠制作脑干缺血再灌注模型，对再灌注后早期的病理，病生理进行了观察，并且观察了夹闭前后和再灌注前后脑干血流的变化。
方法：雄性wistar大鼠，分为再灌注组，夹闭组和假手术组。
于大鼠基底动脉(BA)第一无分支区和第二无分支区分别应用微型动脉夹夹闭若干时间后再行开放来制作缺血再灌注模型；缺血组只夹闭BA不予开放；而假手术组只暴露BA。
观察大鼠BA夹闭再通后的神经症状。
应用TTC(2，3，5-氯化三苯基四氮唑)染色确定缺血范围及程度。
分别在BA 夹闭后0.5h，1h，2h，3h，6h及再灌注1h后取脑干组织进行光镜观察。
应用激光多普勒技术测量基底动脉夹闭前后以及再通后的血流值。
应用统计软件SPSS(10.0版)对相关数据进行统计学处理及分析。
结果：两点夹闭基底动脉后大鼠出现不同程度的呼吸不规则、抽搐、呃逆、瞳孔扩大或缩小、对光反应减弱、肢体瘫痪及昏睡等症状，随着血管的再通，这些症状并没有减轻。
TTC染色显示于第一、第二无分支区夹闭基底动脉后，缺血范围主要集中在脑桥和延髓上部。
基底动脉闭塞后，脑干组织血流量较闭塞前明显减少，再通后血流量与闭塞前基线值并不一致，夹闭时间0.5h、1h和1.5h组的血流量较基线值高，而2h和3h组的再通后血流量较基线值低。
光镜结果：夹闭0.5h未见组织缺血，可见组织出血，再灌注后可见明显的血管扩张充血及血管周围出血；夹闭1h未见组织缺血损伤；夹闭2h，可见缺血分界区，缺血区可见组织水肿，染色浅淡，部分神经元胞膜增厚、皱缩、核仁浓染，轻度髓鞘脱失，再灌注后，浅染区较闭塞组减少，髓鞘脱失不明显，但有明显的血管扩张出血和少量组织出血；夹闭3h，可见明显的缺血分界区，缺血中心区组织水肿、浅染、间隙增大，神经元有明显的缺血损伤，胞体出现空泡现象，尼氏体减少或消失，细胞皱缩等，可见轻度髓鞘脱失，再灌注后缺血损伤程度减轻，可见明显的出血现象；夹闭6h，缺血区明显扩大，有时可由腹侧延伸至背侧，缺血中心区出现神经元固缩和变性坏死，边缘区可见神经元胞体皱缩、尼氏体减少，髓鞘脱失严重，再灌注后缺血范围未见明显减小，并可见组织出血，髓鞘脱失严重，部分缺血区内可见白细胞浸润。
小鼠缺血再灌注
小鼠缺血再灌注（实用版）目录1.小鼠缺血再灌注的背景和意义2.小鼠缺血再灌注的实验方法和操作步骤3.小鼠缺血再灌注的实验结果和分析4.小鼠缺血再灌注的结论和展望正文一、小鼠缺血再灌注的背景和意义小鼠缺血再灌注是指在小鼠体内某一部位发生缺血后，再通过灌注使其恢复血流。
这一过程在生物医学研究中具有重要意义，因为它可以模拟人类某些疾病的发生过程，如心肌梗死、脑卒中等。
通过研究小鼠缺血再灌注，可以深入了解缺血后再灌注对组织和器官的影响，为临床治疗提供理论依据。
二、小鼠缺血再灌注的实验方法和操作步骤1.实验动物选择：选用健康成年小鼠，分为实验组和对照组。
2.制备缺血模型：将实验组小鼠放入灌注装置中，通过调整灌注流量和时间，使小鼠某一部位（如心肌、脑组织等）发生缺血。
3.观察缺血程度：通过检测相关生理指标（如心率、血压、血氧饱和度等），评估小鼠缺血程度。
4.再灌注操作：在观察到缺血程度达到预设值后，恢复灌注流量，使缺血部位重新获得血流。
5.观察再灌注效果：通过检测生理指标，评估再灌注对小鼠的影响。
三、小鼠缺血再灌注的实验结果和分析实验结果显示，在缺血发生后，小鼠的心率、血压、血氧饱和度等指标会发生明显变化。
再灌注后，这些指标会逐渐恢复到正常水平。
但不同缺血时间和程度的小鼠，再灌注后的恢复情况有所不同。
通过对实验结果的分析，可以得出以下结论：1.缺血再灌注对小鼠的组织和器官具有一定的保护作用，能够减轻缺血带来的损伤。
2.缺血时间和程度的不同，再灌注的效果有所差异，提示再灌注治疗需要个体化。
四、小鼠缺血再灌注的结论和展望总之，小鼠缺血再灌注实验为研究缺血后再灌注的生物学效应提供了一个有效模型。
通过对这一模型的深入研究，可以为临床治疗缺血性疾病提供理论依据和技术支持。
全脑缺血再灌注动物模型建立方法
全脑缺血再灌注动物模型建立方法引言全脑缺血再灌注是一种临床上常见的危重症，常见于心脏骤停、溺水等情况下，出现全脑缺血缺氧，随后通过复苏措施进行再灌注。
建立全脑缺血再灌注动物模型对于深入研究相关疾病的发病机制，评估治疗方法具有重要意义。
本文将介绍一种常用的全脑缺血再灌注动物模型的建立方法。
动物模型选择建立全脑缺血再灌注模型时，主要选择小鼠或大鼠作为实验动物。
一般情况下，小鼠更为常用，因其易于操作、成本较低，且其脑血管结构与人类相似，因此具有较高的可比性。
对于大鼠，其相对较大的体积能够更好地模拟人体情况，但操作相对较为复杂。
手术操作准备在进行全脑缺血再灌注动物模型的建立前，需要进行手术操作的准备工作。
首先需要进行动物的麻醉和固定，确保手术操作的安全性。
其次需要准备全脑缺血再灌注模型所需的仪器和设备，包括导管、监测仪器等。
在手术操作前，还需要对实验动物进行术前处理，包括禁食、定时给予抗生素等。
手术操作步骤1. 麻醉和固定：将实验动物置于麻醉箱内，使用合适的麻醉药物使其达到麻醉状态。
随后将其固定在手术台上，以确保手术操作的稳定性。
2. 手术部位暴露：在麻醉状态下，对实验动物进行皮肤消毒，随后进行手术部位的切开，暴露出颅骨表面。
3. 血管结扎：通过显微外科手术操作，对实验动物的颅骨表面的动脉和静脉进行结扎，以模拟全脑缺血的状态。
4. 缺血时间控制：根据实验设计的需要，控制全脑缺血的时间，一般为15至20分钟。
5. 再灌注：在全脑缺血一定时间后，通过解开血管结扎，使血液重新灌注至大脑。
6. 术后处理：对实验动物进行术后处理，包括给予液体、保暖、饲养等。
检测指标和评价方法建立全脑缺血再灌注模型后，需要对实验动物进行一系列的检测和评价，以评估其神经功能恢复情况。
常用的评价指标包括神经行为学评分、脑组织病理学检测、神经元凋亡检测、脑组织炎症因子检测等。
通过对这些指标的检测和评价，可以全面地评估全脑缺血再灌注模型的建立效果，为后续的实验研究提供可靠的依据。
小鼠脑缺血再灌注损伤药理实验研究技术路线图
Western blot 检测
Bax 、 Bcl-2 、
CytC
、
Caspase-9 、
Caspase-3 、
PARP-1 蛋白表达
小鼠脑缺血ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ灌注损伤药理实验研究技术路线图
ICR 小 鼠 (雄 ) 性 ） (xuxing
空白对照 组：假 手术组
局灶性脑缺血损 伤模型组
模型+阳 性药物 （×××）组
模型+ ×× ×（ 高、 中、低剂量）组
连续给予受试药物 5天
线栓法复制大脑中动脉阻塞（MCAO）局灶性脑缺血损伤模型：缺血 2h，再灌注 24h（缺血前 1h 给药一次，再灌注后 12h 再给药一次） 依 Bederson 法进行神经功能缺陷评分
取缺血区脑组织检测
1、T TC 染色 法测 定 脑梗死 面积 2、干湿 重法 检测 脑 水肿程 度 3、 HE 染 色 法进 行组织病理 学观 察
1 、 分光 光 度法 检 测 Caspase-3 活性 2 、 原 位末 端 标 记 （TUNEL）法检测细 胞凋亡 3 、 免疫 荧 光法 测 定 Bax 、 Bcl-2 、 Caspase-3、Cyt C 阳 性细胞数目
线栓法制备不同体重KM小鼠局灶性脑缺血再灌注模型的建立及评价
二、材料与方法
1、实验材料
1、实验材料
成年雄性SD大鼠，体重250-300g；线栓（直径0.27mm，长度4-6cm）；显微 镜；手术器械等。
2、实验方法
2、实验方法
（1）大鼠术前处理：SD大鼠术前禁食12小时，自由饮水。10%水合氯醛 （0.3ml/100g）腹腔注射麻醉，固定于脑立体定位仪上。
四、结论
四、结论
线栓法制备SD大鼠局灶性脑缺血再灌注损伤模型是一种操作简便、可重复性 好的方法，为研究脑缺血再灌注损伤的机制提供了良好的实验基础。然而，该模 型也存在一定的局限性，如不能完全模拟临床上的脑缺血再灌注损伤情况。因此， 在未来的研究中需要进一步改进和完善该模型，提高其模拟真实情况的能力。
摘要
结果：造模后，各组小鼠神经功能评分较造模前显著降低（P<0.05），脑梗 死体积较造模前显著增加（P<0.05），血清炎症因子水平均较造模前显著升高 （P<0.05）。与对照组比较，轻组和重组小鼠神经功能评分、脑梗死体积和血清 炎症因子水平均存在显著差异（P<0.05）。与轻组比较，重组小鼠神经功能评分、 脑梗死体积和血清炎症因子水平均存在显著差异（P<0.05）。
2、实验方法
（5）缺血和再灌注：缺血时间一般为90分钟。在缺血期间，密切观察大鼠的 行为表现及心电图的变化。缺血结束后，拔出线栓，实现再灌注。
2、实验方法
（6）术后处理：术后给予抗生素预防感染，并观察大鼠的行为表现及心电图 的变化。
三、结果与讨论
三、结果与讨论
通过线栓法成功制备SD大鼠局灶性脑缺血再灌注损伤模型。在缺血期间，大 鼠的行为表现及心电图的变化显示脑组织缺血的迹象；而再灌注期间，脑组织的 血液供应恢复脑组 织的损伤加重。这种模型为研究脑缺血再灌注损伤的机制提供了良好的实验基础。
小鼠缺血再灌注
小鼠缺血再灌注
小鼠缺血再灌注（I/R）是一种实验模型，用于研究组织缺血引起的损伤以及血液再灌注对损伤的影响。
这一模型通常用于心血管疾病、脑卒中、肝脏和肾脏等器官的研究。
操作步骤通常包括以下几个阶段：
1.缺血阶段：通过暂时封闭（结扎）或阻断（通过其他方法）血
管，以模拟组织缺血。
这可以在不同的器官中进行，比如通过
结扎冠状动脉来模拟心肌缺血，或者结扎肾动脉来模拟肾脏缺
血。
2.再灌注阶段：在一定时间后，重新开通或恢复血液供应，模拟
组织再灌注。
这一步骤旨在模拟血流的恢复，但在一些情况下，
再灌注本身也可能导致组织损伤。
3.取样和分析：小鼠通常在不同的时间点被处死，组织样本被取
出以进行各种生化、组织学和分子生物学分析，以评估缺血再
灌注对组织的影响。
小鼠缺血再灌注模型可以用于研究相关疾病的机制、开发治疗策略以及评估药物的疗效。
例如，这个模型可以用于研究心肌梗死、脑卒中、肾功能损伤等疾病。
在进行这种类型的实验时，需要确保符合伦理和动物福利的要求，并遵循实验室和国家的相关规定和指南。
研究人员应该采取适当的措施来减少动物的痛苦和苦恼。
大鼠全身性缺血-再灌注损伤模型的建立
大鼠全身性缺血-再灌注损伤模型的建立[摘要] 目的:建立大鼠全身性缺血-再灌注损伤模型。
方法:30只大鼠快速放血至平均动脉压(MAP)40 mmHg,慢速放血维持20 min,室温放置1 h,全部失血回输。
3 h后将大鼠处死,期间监测大鼠MAP、心率、肛温、心电图,并检测大鼠放血前及再灌注后3 h血浆天冬氨酸转氨酶(AST)、丙氨酸转氨酶(ALT)、乳酸脱氢酶(LDH)值。
取心、肾、脑、肺标本作组织病理检测。
结果:放血结束时及再灌注前MAP、心率、肛温符合正态分布。
再灌注后3 h血浆AST、ALT、LDH活性均显著高于放血前(P＜0.01)。
大鼠失血后心电图发生缺血样改变。
再灌注后3 h 心电图显示损伤加重。
心、肾、脑、肺组织均显示明显再灌注损伤样病理学改变。
结论:成功建立了重复性较好的大鼠全身性缺血-再灌注损伤模型。
［关键词］缺血-再灌注损伤；休克；大鼠；疾病模型，动物［Key words］ischemia-reperfusion injury；shock；rats；disease models, animal缺血-再灌注损伤是临床常见的失血性休克后血容量复苏的并发症。
单个器官缺血-再灌注损伤模型已经比较成熟,国内外有大量相关文献报道［1-2］,但单个器官缺血-再灌注损伤模型往往不能反映临床失血性休克后血容量复苏造成的全身多系统器官损伤,尤其是不适合于评价全身给药对多系统器官缺血-再灌注损伤的防治作用。
本实验中我们选用费用低廉、易于饲养的Wistar大鼠,建立了全身性缺血-再灌注损伤的模型,现报道如下。
1 材料与方法1.1 材料1.1.1 试验动物雄性Wistar大鼠30只,体质量200～250 g,由军事医学科学院动物实验中心提供。
1.1.2 试剂天冬氨酸转氨酶(AST)、丙氨酸转氨酶(ALT)、乳酸脱氢酶(LDH)检测试剂盒购自北京中生生物工程技术公司。
1.1.3 仪器美国Biopac公司MP100多道生理记录仪；法国Secoman公司半自动生化分析仪。
线栓法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的手术操作
线栓法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的手术操作线栓法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的手术操作1 切口位置的选择恰当切口位置的选择,可以使血管暴露充分,有利操作,节约手术时间,减少对动物的刺激,提高术后生存率。
目前国内外学者[ 1 ,2 ]多采用颈部正中切口,国内一些学者[ 3 ,4 ] 经改良后采用颈部旁侧手术入路。
我们在操作中发现,采用颈部旁侧切口不用切开颈阔肌,出血少,便于肌肉分离,手术视野暴露较好,颈内外动脉及其分支的分离易于进行,尤其是分离深在鼓泡处的颈内动脉( ICA) 分支翼腭动脉( PPA) ,如果采用颈部正中切口由于距切口处远而难以分离另外颈部旁侧入口对气管刺激性小,呼吸道分泌物少, 不易出现呼吸道分泌物过多和气管痉挛,手术大鼠病死率低。
我们体会采用颈部旁侧手术入路应注意几点,一是中间稍偏015 cm 即可,切口线正好在颈阔肌和胸锁乳突肌夹隙上方,如果太靠外侧会给分离肌肉带来难度;二是用手术刀切开皮肤时不宜用力太猛,颈侧部静脉血管丰富,切入太深容易引起出血,给手术操作带来一定难度,以刚刚切开皮肤为度,并且切口从上到下稍微斜向内侧,并且切口尽量靠上一些,有利于分离颈外动脉。
2 寻找血管的方法大鼠颈总动脉(CCA) 位于颈阔肌和胸锁乳突肌之间,上升至甲状腺水平高度分出颈内动脉ICA 和颈外动脉( ECA) 。
ECA 在下颌角平面以下分出枕动脉、甲状腺上动脉、咽升动脉、腭升动脉和上颌外侧动脉,在耳下方分出终末支即耳后动脉、颞浅动脉和舌动脉。
ICA 在鼓泡和枕骨之间入颅,在鼓泡内侧发出颅外分支PPA(相当于人类上颌动脉) ,主干继续沿鼓室内侧延伸,进入鼓室与枕骨基板之间的后破裂孔进入颅腔。
选择旁侧手术入路,切开皮肤暴露组织后,用止血钳钝性分离表层软组织和脂肪组织,然后用止血钳插入颈阔肌和胸锁乳突肌之间,并分离之,用镊子翻开颈阔肌即可看到CCA ,仔细向远心端分离出颈内外动脉的分叉处, 朝上走行的是ECA ,朝下内方走行的是ICA ,继续沿ICA 分离,位于鼓泡的后缘可分离出PPA。
脑缺血模型制备
脑缺血模型制备方法一、以往学生实验方案：1.4方法1.4.1造模：制备双血管阻断大鼠全脑缺血实验模型：按10%水合氯醛0.35ml/g的量麻醉大鼠，按仰卧位固定大鼠；将需要暴露切口附近的毛剪去；做颈部正中切口，其下组织有胸骨舌骨肌、胸锁乳突肌；在胸骨舌骨肌、胸锁乳突肌与下颌骨组成的三角里找颈总动脉，用手术线从下穿过颈总动脉结扎；在手术区撒上磺胺粉以消毒，缝合伤口，禁食两天，给予糖水；一周后再结扎另一侧颈总动脉。
实验动物苏醒后1h，参考Zealonga 等[1]的报道，进行神经功能缺损体征评分:0 级,无功能障碍;1 级,不能伸展对侧前肢;2 级,向对侧旋转;3 级,向对侧倾倒;4 级,无自主活动伴意识抑制;5 级,死亡.1-4分为模型成功。
1.4.2实验动物给药结扎一侧颈总动脉后，将“大椎”、“气海”、“命门”穴（参照新世纪全国高等中医药院校规划教材《实验针灸学》常用实验动物针灸穴位）部位用8%硫化钠脱毛（1cm×1cm），随即将巴布剂敷贴以上穴位并固定，1次6h，每天1次，连续治疗7天，并连续给药直至大鼠处死前24h。
针刺组治疗时间同穴贴组，采用电针，每次留针10min，缺血组及正常组相应时段给予捉抓。
1.4.3大鼠脑组织灌注实验脑缺血模型成功后分别于6h、12h、24h后进行脑组织灌注。
实验器材：粗剪刀，输液管，多聚甲醛，止血钳，输液针，输液瓶2个，生理盐水等实验步骤：a、麻醉大鼠b、固定大鼠c、打开胸廓在腹部剪一切口，沿腹部中线剪至胸骨剑突，再沿肋骨向两边剪至适当位置向上剪，翻起胸廓剪断。
d、分离出主动脉用镊子打开心包，分离出主动脉（将心脏向左上方提起可见主动脉），用线穿过以备结扎灌注针。
e、用组织钳固定心脏，将灌注针插入左心室并送至主动脉内，夹闭组织钳，使之不能退出，打开调节阀，灌注生理盐水，灌注时的灌流量约20 ml/分钟。
同时，剪开右心耳，使血液排出。
观察肝脏逐渐变为白色为止。
脑缺血模型的建立及预算
脑缺血模型实验的建立1.小鼠急性脑缺血模型的建立[1,2]1.1方法：昆明小鼠，60只，雌雄各半，分成6组每组10只。
分别为模型组,假手术组,阳性对照组，受试药高、中、低剂量组。
阳性对照组每天腹腔注射舒血宁注射液5．2ml／kg，假手术组及模型组腹腔注射等剂量的生理盐水，受试药高、中、低剂量组分别腹腔注射等量的相应药物，连续给药5d。
于末次给药30min后．各组小鼠用乙醚麻醉，暴露双侧颈总动脉及迷走神经，并用细手术线结扎该动脉及神经．缝合皮肤．假手术组除不结扎血管神经外均同于受试药组。
小鼠结扎10min后立即断头取脑（保留大脑及间脑），称重。
用4℃生理盐水冲洗．并用4℃生理盐水制成10％的脑组织匀浆（约取0.1或0.3g）。
此匀浆液4℃3000r／min离心10min，取其上清液。
1.2观察指标：（脑指数=脑湿重/体重×100%）、小鼠脑组织匀浆中LDH、SOD、MDA活性和Ca2=-ATPase、Na=-K=- ATPase的含量。
2．线栓法建立MCAO脑缺血模型的建立[3,4]2.1方法：SD大鼠120只，雄性，分成6组每组20只。
分别为模型组,假手术组,阳性对照组，受试药高、中、低剂量组。
阳性药物组及受试药物组每天腹腔注射(ip)给药1次．连续给药3d，术后持续给药3d后处死。
假手术组及模型组术前3d及术后3d给予腹腔注射生理盐水。
MCAO 脑缺血模型制备：各组大鼠用10%水合氯醛（0.4-0.5ml/100g）腹腔注射麻醉，大鼠固定于手术台上，颈部正中作2cm长切口，逐层暴露左侧颈总动脉（CCA）、颈内动脉（ICA）、颈外动脉（ECA）。
在ECA深面穿二条细线，近心端打一活结，并推向ECA根部，远心端结扎ECA及其分支，分离ICA主干至翼腭动脉（PPA），并在其根部小心结扎PPA，同时夹闭CCA，在ECA残端剪0.2mm小口，然后将用浓度为2.4×106/L肝素钠溶液浸泡好的栓线（4-0尼龙线）插入，轻推尼龙线尾端经CCA分叉部沿ICA入颅，至大脑前动脉（ACA）（约19～20mm），再往回拉约2mm 即至大脑中动脉口，以阻断大脑中动脉（MCA）及颅内反流来源的血流。
大鼠脑缺血模型及缺血再灌注模型.docx
大鼠全脑缺血模型制备方法评价二血管阻断法阻断双侧颈总动脉（ common该法手术简便易于操作，成功carotid artery ， CCA ）率高。
加动脉放血造成低血压而形缺点：仅形成不完全脑缺血，成前脑缺血。
若单纯结扎造成的低血压严重干扰其双侧 CCA 而不降低血压，则他器官的血供及实验结果；不难以使脑血流量（ cerebral能在动物清醒状态下进blood flow ， CBF ）降低至缺行，无法进行神经行为学的观血和能量代谢紊乱的程度。
察。
因此，该模型对探讨缺血性脑损伤的发病机制、评价抗脑缺血药物的疗效更有价值。
颅内加压法小脑延池内注入人工脑脊液，使颅内压升高超过动脉血压 2.7~9.3 kPa （ 1 kPa≈0.133 mmHg ），同时给予神经节阻滞剂三甲噻方，防止颅内高压反射性引起高血压。
颈部加压法麻醉动物，颈部套一止血带，加压至 80~93 kPa，减少脑血流量，造成脑缺血。
断头法断头造成全脑不可逆缺血，取下脑组织冰冻贮存，常用于生化和代谢分析。
低氧法结扎单侧 CCA 合并全脑缺氧， PaO2 维持在 2.8 kPa。
由于脑部不是真正的缺血，采用这一模型得到的结论不适用于脑缺血，但可比较缺氧与脑血流量减少引起效应的不同。
胸内血管夹闭法开胸，夹闭左侧 CCA 、头臂干、左侧锁骨下动脉，造成全脑缺血。
大鼠局灶性脑缺血模型制备方法栓塞法颈动脉注射血凝块栓复制栓塞性脑卒中模型的方法过去只用在中型体积动物，现已在大鼠中应用。
Kudo 等［ 12］采用 <100 μm 的同源血凝块栓悬液，注入CCA ，在颈外动脉（externalcarotid artery ， ECA ）的颈内动脉（ internal carotid artery ，ICA ）开口处置一可逆性插管，栓子则由 ICA 进入 MCA ，导致同侧大脑皮层、海马、深层灰质结构的梗塞。
也有人用碳素颗粒、花生四烯酸钠作为栓塞剂制成脑梗塞模型。
缺血再灌注的实验原理
缺血再灌注的实验原理缺血再灌注是指在一段时间内，组织或器官遭受缺血（血液供应不足）后，再次供应血液的过程。
这个过程中会引起一系列的病理生理学变化，对于研究机体的对缺血和再灌注的适应和损伤机制具有重要的意义。
缺血再灌注的实验原理主要包括以下几个方面：1. 缺血模型的建立：缺血再灌注实验的第一步是建立缺血模型。
常用的方法包括结扎、缩窄或堵塞供应血管等手段，使组织或器官在一段时间内得不到足够的血液供应。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠和兔子等。
2. 缺血时间的控制：缺血的时间是实验中的关键因素之一，不同的缺血时间会引起不同程度的损伤。
通常情况下，短时间的缺血（如15分钟）可以模拟暂时性缺血，而长时间的缺血（如1小时以上）则会导致严重的缺血损伤。
在实验过程中，可以通过监测血流或组织氧分压等指标来控制缺血的时间。
3. 再灌注的时间和方式：在缺血一定时间后，再灌注是恢复组织或器官正常功能的关键步骤。
通常，再灌注可以通过解除结扎、放松或恢复供应血管等方式进行。
再灌注的时间和方式也会对实验结果产生影响，因此需要根据实验目的进行合理选择。
4. 生理指标的监测：在缺血再灌注实验过程中，可以通过监测一系列生理指标来评估实验结果。
包括血流量、血液氧分压、血液乳酸水平、组织或细胞损伤指标（如丙氨酸氨基转移酶、肌酸激酶等）等。
同时，还可以通过组织病理学检查来观察组织结构的变化和损伤程度。
5. 病理生理学变化的分析：通过对实验结果的分析，可以了解缺血再灌注对组织和器官的损伤程度以及机体的适应能力。
例如，长时间的缺血再灌注可以引起严重的组织坏死和炎症反应，而短时间的缺血再灌注则可以触发组织保护性的适应机制，如激活细胞凋亡、抗氧化反应等。
综上所述，缺血再灌注实验是一种常用的研究手段，通过建立缺血模型及控制缺血时间和再灌注方式来模拟缺血再灌注损伤，通过监测各种生理指标和分析病理生理学变化来研究机体对缺血再灌注的适应和损伤机制。
实验性慢性糖尿病大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的制作
实验性慢性糖尿病大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的制作刘磊;朱梅佳【期刊名称】《中国现代神经疾病杂志》【年(卷),期】2005(005)001【摘要】目的建立合适的实验性慢性糖尿病大鼠局灶性脑缺血再灌注模型,并比较分析影响模型制备成功的因素.方法140只体质量为180～220g的雄性Wister大鼠禁食12h后,于腹腔内一次性注射链脲霉素55mg/kg,普通饮食饲养42～47d,在饲养过程中每7d饮水中给予2次庆大霉素(6.4×104U/只).选择体质量为240～310g、血糖水平13.5～25.6mmol/L的成模实验性慢性糖尿病大鼠制作脑缺血再灌注模型;另选择70只体质量为240～310g的同种雄性大鼠制作单纯脑缺血再灌注模型作为对照.采用Longa线栓法制作糖尿病脑缺血再灌注及单纯脑缺血再灌注大鼠模型,并用Longa神经功能评分标准,比较两组大鼠模型制备成功率,分析两组大鼠模型制备失败及死亡原因.结果(1)糖尿病模型制备:慢性糖尿病大鼠模型制备成功标准为血糖水平＞13.5mmol/L,糖尿病组模型制备成功90只;淘汰50只,其中因衰竭而死亡19只,血糖水平未达标31只.在实验过程中,糖尿病组大鼠的血糖水平升高、体质量降低,与对照组相比差异有显著性意义(P＜0.05或P＜0.01).(2)脑缺血再灌注模型制备:单纯脑缺血再灌注组大鼠神经功能评分低于糖尿病脑缺血再灌注组(P＜0.05).两组模型制备成功大鼠的大体标本与组织病理学变化相近,仅程度略有不同;糖尿病脑缺血再灌注组大鼠仅脑组织中线结构移位时间早于单纯脑缺血再灌注组.(3)模型制备失败的原因:慢性糖尿病组主要为不能耐受链脲霉素(19只13.57%)和胰岛功能恢复使血糖水平降至正常范围(31只,22.14%);单纯脑缺血再灌注组以颅内出血(5只41.67%)为首要原因;慢性糖尿病脑缺血组则以脑水肿(14只,48.28%)为主.结论此项研究为探索糖尿病与脑血管病变的关联提供了一种较为理想的动物模型.【总页数】6页(P45-50)【作者】刘磊;朱梅佳【作者单位】250014,济南,山东大学临床医学院山东省千佛山医院神经内科;250014,济南,山东大学临床医学院山东省千佛山医院神经内科【正文语种】中文【中图分类】R5【相关文献】1.实验性大鼠糖尿病高脂血症模型制作方法的改进 [J], 李卫红;孔晓平;李青钊2.改良线栓法制作SD大鼠局灶性脑缺血再灌注模型 [J], 孙念霞;高维娟;易忠良;3.改良线栓法制作SD大鼠局灶性脑缺血再灌注模型 [J], 孙念霞;高维娟;易忠良4.线栓法制作大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的研究及体会 [J], 张亚敏;徐虹;孙华;陈素辉;王富明5.改良法制作大鼠局灶性脑缺血再灌注模型 [J], 杜郭佳;朱国华;范雁东;苏日青;党木仁因版权原因，仅展示原文概要，查看原文内容请购买。
改良线栓法建立SD大鼠局灶性脑缺血再灌注模型
zhizuchangle1964
1. Department of Hyperbaric Oxygen, Shenzhen People’s Hospital, Shenzhen 518020, China; 2. Department of
@
Hyperbaric Oxygen, The Second People’s Hospital of Longgang District, Shenzhen 518112, China
脑卒中具有高发病率、高致残率、高死
近心端、远心端或距离来表示线结结扎位
亡率及高复发率的特点，其中缺血性脑卒中
置，导致结扎部位不明确，不利于模型的重
约占 80% 。药物溶栓或机械取栓是治疗急
复性和稳定性。针对上述问题，本研究对
性缺血性脑卒中的有效治疗方法，但脑缺血
Longa 等[3-9]建模方法进行优化，明确了颈总
establishment, improved the stability and increased the success rate of the model.
Keywords cerebral ischemia-reperfusion; external carotid artery; Evans blue staining; TTC staining
注：①线栓头直接从颈外动脉残端插入；②调整栓头的方
向，
使其进入颈内动脉；
③用系线镊夹住线栓，
缓慢推进线栓。
4-0 丝线，暂不结扎。
图 3 线栓头直接从颈外动脉残端进入
图 1 颈总动脉分离、预结扎
1.2.2.3
颈外动脉分离、结扎
沿颈总动脉逐步分离，
1.2.2.5
基于NMR代谢组学研究脑脉通复方提取物对大鼠脑缺血再灌注模型的影响
5、作用机制分析：根据差异表达的代谢产物，结合相关文献，分析醒脑静 注射液对脑缺血再灌注的作用机制。
参考内容二
摘要
目的：研究脑脉通联合骨髓间充质干细胞（BMSCs）移植对脑缺血再灌注大 鼠神经细胞再生的影响。
方法：将40只大鼠随机分为4组，每组10只。对照组：假手术组，不进行脑 缺血再灌注损伤；脑脉通组：仅给予脑脉通灌胃；BMSCs组：分离BMSCs，移植到 大鼠脑部；联合组：给予脑脉通灌胃并进行BMSCs移植。各组大鼠均于移植后7 d、 14 d、28 d进行神经功能评分，并检测血清中细胞因子含量。
3、2.2模型制备采用改良Zea-Longa线栓法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模 型。术后采用神经行为学评分法进行评分，评分在8～12分之间的鼠可用于实验。
4、2.3治疗方法对照组不进行任何治疗。联合组在模型制备后立即给予脑脉 通灌胃，并分离BMSCs进行移植。具体步骤如下：（1）将BMSCs在无菌条件下接 种于培养瓶中；（2）将培养瓶置于37℃、5%CO2培养箱中培养；（3）
当细胞生长至融合度达80%～90%时，进行传代；（4）将传代后的BMSCs用生 理盐水洗涤3次；（5）将洗涤后的BMSCs通过尾静脉注入大鼠体内；（6）每天观 察大鼠行为学表现，并对死亡的大鼠进行统计；（7）于移植后7 d、14 d、28 d 进行神经功能评分。
参考内容三
脑缺血再灌注损伤（CIRI）是一种严重的神经系统疾病，其特征在于脑组织 在缺血后的恢复过程中出现进一步的损伤。在此过程中，兴奋性氨基酸（EAA） 的含量及代谢组学变化起着重要作用。芎芪合剂是一种中药复方制剂，
2、保护神经细胞：脑脉通复方提取物能显著增加大鼠脑组织中N-乙酰天冬 氨酸（NAA）、肌酸（Cr）和胆碱（Cho）等神经细胞代谢相关化合物的含量 （P<0.05），同时降低肌醇（mI）和谷氨酸（Glu）等化合物的含量（P<0.05）。 这表明脑脉通复方提取物具有保护神经细胞的作用。