电转染实验过程中注意事项(Entranster)
【VIP专享】电转化注意事项
电转化注意事项作者: global.wun(站内联系TA)发布: 2009-10-20一、制备感受态的菌液收集时间：1、准确测定OD值：OD在1.2～1.5之间。
1）为了准确测定OD值，建议将菌液稀释不同浓度测定（1、2、4、8、16倍稀释，看其OD值是否呈线性关系）。
每个倍数做3－5个重复，应该可以大致推断OD值是否准确！菌液看上去浑浊，但OD值不高，很可能OD稀释倍数不够！2）OD值是否测准也可以这样估算：OD600为40左右时，菌体湿重（6000rpm离心5min ）约0.95g/10ml。
高密度发酵时菌体湿重将相应下降。
2、75ml的菌，经18h左右的培养，最后sorbital洗涤完毕后，50ml离心管里所剩菌体特别浓，需要1ml sorbitol才可溶解为糊状。
正常培养的OD在1.2～1.5之间的500ml菌液，收集的感受态也用1ml稀释的，没那么粘稠。
可以看看降低培养温度（27摄氏度）或缩短培养时间（12h）。
3、甚至不用转接,直接挑单克隆在50－100mlYPD中摇过夜，效果也很好二、制备感受态的菌液量如果只转一个样品，50ml就够了，一般50ml的培养液如果OD值正常的话够做10管感受态的，其他的按比例缩小。
用大试管摇5ml菌液，然后取1ml毫升在1.5mlEP管中制感受态，每一步的离心时间30秒就行。
整个流程时间短，制备好的感受态用来做转化的效率很高。
山梨醇离心，洗涤的过程之后的重悬的时候注意浓度，不要过于粘稠和稀释。
三、感受态的保存感受态细胞做好后由于电转化杯还没有处理好等原因，在冰上放几个小时再做可能有一定的影响，尽量马上制备马上转化。
如果感受态细胞要保存，不需要加甘油，一般80ul EP 管分装，-70 或-80 摄氏度保存。
另附：酵母GS115点种分离纯化接种GS115于5ml YPD液体培养基，30℃，200rpm振荡过夜，涂布YPD平板，30℃培养48 小时，用YNB基本培养基和含His的补充培养基作点种分离纯化，挑选在补充培养基生上生长而在基本培养基上不生长的单菌落划YPD平板，4℃保存。
电转染实验注意事项
电转染实验注意事项
1. 选择合适的电场强度
合适的电场强度对于电转染实验非常重要，电场强度不能过高，过高会增加细胞的死亡率；也不能过低，过低不能增加膜的通透性或在膜上形成小孔。
不同细胞系具有不同的最佳场强值，实验前应测定所转染细胞系的最佳电场强度。
2. 细胞的选择
用于电转的细胞一般选取处于对数生长期的细胞（15代以内，传代后2d）。
因为处于对数生长期的细胞分裂旺盛，表面结构致密比稳定期的细胞差，电转后，细胞膜的恢复能力强，而且处于有丝分裂期的细胞更容易接受外源DNA.
3. 质粒的质量
应选择纯度高的质粒，首先DNA／RNA应该超纯(A260／A280>1．8)，其次应不含内毒素，同时质粒应溶于双蒸水而不是TE 缓冲溶液。
另外，DNA浓度不宜过高。
4. 选择合适的电转染试剂
电击会对细胞造成一定程度的伤害，在转染试剂的选择上要注意，应选择具有细胞膜修复成分的电转染试剂，如engreen的Entranster-E，可将电击对细胞的损伤降到最低。
并且，Entranster-E可适用于lonza、Bio-rad、BTX等多种电转仪。
电转化注意事项
电转化注意事项作者: global.wun(站内联系TA)发布: 2009-10-20一、制备感受态的菌液收集时间：1、准确测定OD值：OD在1.2～1.5之间。
1）为了准确测定OD值，建议将菌液稀释不同浓度测定（1、2、4、8、16倍稀释，看其OD值是否呈线性关系）。
每个倍数做3－5个重复，应该可以大致推断OD值是否准确！菌液看上去浑浊，但OD值不高，很可能OD稀释倍数不够！2）OD值是否测准也可以这样估算：OD600为40左右时，菌体湿重（6000rpm离心5min ）约0.95g/10ml。
高密度发酵时菌体湿重将相应下降。
2、75ml的菌，经18h左右的培养，最后sorbital洗涤完毕后，50ml离心管里所剩菌体特别浓，需要1ml sorbitol才可溶解为糊状。
正常培养的OD在1.2～1.5之间的500ml菌液，收集的感受态也用1ml稀释的，没那么粘稠。
可以看看降低培养温度（27摄氏度）或缩短培养时间（12h）。
3、甚至不用转接,直接挑单克隆在50－100mlYPD中摇过夜，效果也很好二、制备感受态的菌液量如果只转一个样品，50ml就够了，一般50ml的培养液如果OD值正常的话够做10管感受态的，其他的按比例缩小。
用大试管摇5ml菌液，然后取1ml毫升在1.5mlEP管中制感受态，每一步的离心时间30秒就行。
整个流程时间短，制备好的感受态用来做转化的效率很高。
山梨醇离心，洗涤的过程之后的重悬的时候注意浓度，不要过于粘稠和稀释。
三、感受态的保存感受态细胞做好后由于电转化杯还没有处理好等原因，在冰上放几个小时再做可能有一定的影响，尽量马上制备马上转化。
如果感受态细胞要保存，不需要加甘油，一般80ul EP 管分装，-70 或-80 摄氏度保存。
另附：酵母GS115点种分离纯化接种GS115于5ml YPD液体培养基，30℃，200rpm振荡过夜，涂布YPD平板，30℃培养48 小时，用YNB基本培养基和含His的补充培养基作点种分离纯化，挑选在补充培养基生上生长而在基本培养基上不生长的单菌落划YPD平板，4℃保存。
英格恩entranster转染试剂说明书
英格恩entranster转染试剂说明书一、产品概述英格恩 Entanster 转染试剂是一种用于转染外源 DNA/RNA 到细胞内的试剂。
它是经过优化的化学试剂组合，可以将外源 DNA/RNA 高效地传递到各种细胞中，并促进其定向表达。
本试剂适用于体外转染实验和基因工程研究，具有高转染效率、低细胞毒性、简单易用等优点。
二、试剂成分英格恩 Entanster 转染试剂主要成分包括转染缓冲液和转染增强剂。
转染缓冲液中包含有机溶剂、非离子表面活性剂等，用于稳定 DNA/RNA与转染剂的结合。
转染增强剂含有具有阴离子表面活性剂、脂质、蛋白质等物质，可以提高细胞膜通透性和转染效率。
三、使用说明1.储存和稀释：试剂应储存于-20℃的冰箱中，保持干燥和避光。
使用前需要将试剂溶解在适当体积的转染缓冲液中，最佳稀释比例为1：9、溶液需充分混匀，离心并去除任何沉淀物。
2.样品准备：在转染前，将目标DNA/RNA溶解在适当的缓冲液中，浓度通常在0.1-1μg/μL最佳。
确保样品充分溶解并无明显沉淀。
3.转染操作：对于已经培养至适当倍数的细胞，将细胞用预先暖和的转染缓冲液洗涤一次，并去除缓冲液。
将转染缓冲液和溶解好的目标DNA/RNA混合，稍微搅拌均匀。
与此同时，将适量的转染增强剂加入到混合物中，充分混合。
然后将混合物直接滴加到细胞上，并轻轻摇晃培养板以确保混合物均匀分布。
4.培养和检测：将含有转染混合物的培养板放回恒温培养箱中，保持恒定的温度和CO2浓度。
培养时间和温度根据需要进行调整，通常在24-48小时后可以进行下一步实验或观察。
四、注意事项1.试剂需保存在干燥、阴凉、避光的环境中，避免结冰或暴露在高温环境中。
2.操作中需佩戴手套并遵循生物安全实验操作规范。
3.使用前需充分摇匀试剂瓶，确保所有试剂成分充分混合均匀。
4.转染缓冲液中的有机溶剂可能对一些细胞有毒性，因此在选择试剂时应参考相关文献或尝试不同的浓度和时间，以确定最佳条件。
微生物电转染系统安全操作及保养规程
微生物电转染系统安全操作及保养规程前言微生物电转染系统是生物实验室中的一种基础设施，广泛应用于分子生物学、细胞生物学、遗传学等学科领域。
安全操作和保养微生物电转染系统非常重要，可避免不必要的事故、延长设备寿命、提高实验效率。
本文将详细介绍微生物电转染系统的安全操作和保养规程。
安全操作规程1. 确认设备完好在使用微生物电转染系统前，应确认设备完好无损。
若发现设备损坏或有异样，应及时联系设备维护人员进行维修。
2. 使用合适的电源微生物电转染系统应接入稳定、可靠的电源。
为保证设备安全运行，不要与其他高功率设备共用同一个电源插座。
另外，不得在通电状态下更换电源插头或电源线。
3. 操作前必须了解设备及试剂性质在操作微生物电转染系统前，应仔细了解设备及试剂性质。
操作人员应具有相关实验室操作技能，并熟知微生物电转染系统的使用方法。
4. 操作前应脱酒精或佩戴手套在进行微生物电转染系统操作前，应先进行手部消毒。
可使用70%的酒精在待消毒部位反复擦拭，或佩戴手套。
佩戴手套时应避免使用过期手套，以免产生渗透性或易破裂现象。
5. 禁止穿着不符合场所规定的衣物或饰品在使用微生物电转染系统时不得穿着开放式的衣物、高跟鞋，也不得佩戴任何类似项链、手镯、耳环、戒指等饰品。
如有长发，应把头发妥善束起，以免夹到设备中。
6. 操作过程中应专心、耐心在进行微生物电转染系统操作过程中，应专心、耐心，避免分心或走神。
如有特殊事项需要处理，应先停止操作并告知值班人员，等待处理完成后再继续操作。
7. 操作过程中注意安全在微生物电转染系统操作过程中，应随时注意周围环境，避免过于繁忙的操作、操作时翻倒试剂数、因手部滑动使设备脱离插座等情况发生。
8. 操作完成后及时关机和清洗在微生物电转染系统操作完成后，应及时关机、拆下电源、清洗台面。
如有特殊情况，需要将试剂和设备留存，应进行必要的标识，并告知后续使用操作人员。
保养规程1. 定期维护微生物电转染系统的各种零部件内部连接处松动、腐蚀等问题，可能会导致设备性能下降，使用寿命缩短，因此需要定期进行维护断路等工作。
细胞转染为什么不能加抗生素
细胞转染为什么不能加抗生素传统的转染试剂有一定的细胞毒性，在转染过程由于提高细胞的通透性因而不能在培养基中添加抗生素。
如，阳离子脂质体。
带正电的脂质体与核酸带负电的磷酸基团形成复合物被细胞内吞。
血清中含有大量的蛋白质，在转染过程中，带负电的蛋白质可能干扰阳离子脂质体对核酸的吸附，影响转染效率。
另外，使用脂质体等转染试剂时，由于含血清转染会将血清中的蛋白带入细胞，引发细胞毒性，导致转染效率降低，故不能有血清转染。
这些转染试剂要求在转染前换无血清培养基，转染后4-6h在更换成有血清培养基，这其实是为了减轻转染造成的细胞毒性。
不同的细胞及转染试剂要求转染的条件是不同的。
最好是在第一次实验前做一个预实验，比如：HeLa，293，CHO，COS7，MCF－7，HepG2等细胞，是否加血清，对不同的细胞是有不同的影响的，有些细胞是可以有血清的，有些加血清就会受影响。
所以，普通的转染试剂一定要进行预实验，和条件优化。
转染后在6小时左右最好换液且换为有血清的培养基，其一因为普通转染试剂对细胞的毒性作用大，其二可降低因血清的缺乏引起的细胞的死亡。
转染时不加血清是防止血清的干扰作用，转染后可适时加入。
加入过早会引起未转染细胞的优势生长，过晚会引起较多细胞死亡。
可实时观察1/5细胞变圆的时候加入血清。
现在市面上也有一些改进了的转染试剂，可以在转染时含有血清；也有一些公司完全改变了产品性质，使转染过程更加简便，效率更高。
如，英格恩公司的Entranster TM只浓缩包裹核酸不会将血清带入细胞。
Entranster TM采用有血清转染，不用在有血清和无血清之间更换，增加工作量，同时有血清转染不仅不造成细胞毒性，而且由于血清的存在，有利于细胞的状态维护，提高转染效率。
由于Entranster TM的内毒素和细胞毒性都非常之低，加上转染复合物能够高效的在完全培养基中形成，因而整个转染过程可以在含血清而且是含有抗生素的培养基中操作，无需更换培养基，这极大的方便转染操作！适用于包括干细胞，神经细胞，原代细胞和其他方法难转染细胞的转染在内的多种真核细胞。
动物体内转染(Entranster)答疑
动物体内转染答疑----用RNA或DNA直接注射动物完成干扰和表达动物体内转染，简单地说，就是用RNA和DNA直接打动物完成干扰和表达。
再通俗地说，用合成的(RNA)或者提取的核酸(DNA)，就可以完成以前的动物转基因或者基因敲除的实验，无需再用病毒或者基因敲除动物。
实验周期可以缩短为几天，花费几千元即可进行实验。
动物体内转染技术的出现，让广大生物医学研究者，轻松进行动物的基因干扰、导入等操作。
尤其是临床医学工作者，可以在很少工作量较少经费的情况下，直接针对研究的疾病进行动物实验，发表高水平文章。
比如在英格恩客户已发表的文章中，有尾静脉注射DNA研究治疗病毒性心肌炎，有皮下肿瘤注射miRNA 研究治疗结肠癌，有脑室注射siRNA研究脑缺血机理，有皮肤涂抹siRNA治疗皮肤瘢痕等。
这些研究都非常有临床和现实意义。
由于动物体内转染技术应用的时间不长，对这种崭新的技术人们还不太了解。
此次受丁香园邀请，特开此动物体内转染相关实验技术答疑专帖。
对站友们提出的问题给予解答，希望能够和大家相互学习，共同进步。
任何与动物体内转染有关的问题（包括实验设计、产品、实验过程、结果分析、文献等问题），大家尽管提出，我们会尽力解答，也欢迎站友们参加讨论。
技术资料目录：1.体内转染试剂的原理和方法1).动物体内转染技术可以做什么？2).体内转染的原理3).体内转染的过程4).体内转染需要的实验条件5).体内转染适合进行怎样的实验6).体内转染可以在哪些组织器官进行7).应用体内转染试剂发表的部分文献8).动物体内转染和病毒感染的比较9).动物体内转染和基因敲除的比较2.体内转染实验的设计1).需要的材料2).需要的时间3).需要的费用4).常见的结果检测方法3.体内转染过程相关问题及解答1).体内转染试剂对动物有什么影响？2).注射后，试剂是如何在体内分布的，有靶向性吗？3).转染试剂和核酸需要使用多少提问与解答：1、如何技术上解决（排除）RNAi的非特异性是否需要复原实验（Rescue Experiment）。
质粒DNA细胞转染(Entranster)应注意的事项
1，质粒的构建：启动子的选择
启动子的选择对于转染基因的有效表达是非常重要的。
对于转染过程本身虽然无甚影响，但是对转染结果却有着微妙的影响。
2，质粒的大小和质量
线性化还是超螺旋会影响转染结果：超螺旋质粒的转染效率比线性DNA高得多，特别是瞬时转染。
而线性化DNA转染的整合几率高。
质粒太大了转染会困难一些。
毕竟，相对致密、较小的外源异物被细胞内吞的几率要大一些。
如果你的质粒正好比较大，又没有经验，选择特别注明可以转大质粒的转染试剂成功几率会高一些。
有的转染试剂还会提供一些促进DNA凝聚的成分，使得DNA形成转染复合物时更致密一些，更容易转染一些。
纯化质粒的质量也会影响转染效率，一定要选择高质量的质粒。
3，质粒DNA的浓度和量
既然质粒纯化已经不成问题，初学者通常都不会在乎甚至愿意多加点DNA，但是要注意的是，DNA量过少固然转染效率不高，DNA量过多同样会降低转染效率。
所以预实验需要按照说明书的要求，按一定比例混合适量的质粒DNA和转染试剂。
有的转染试剂要求DNA的量多些，有的转染试剂效率高只要很少DNA。
4，转染试剂的选择
在确定了质粒的质量之后，就要考虑转染试剂的选择了。
目前大多数用的是脂质体类的转染试剂，但这类试剂的毒性较大，转染效率低，最好选择非脂质体的转染试剂，如Entranster试剂。
动物体内转染(Entranster)答疑
动物体转染答疑----用RNA或DNA直接注射动物完成干扰和表达动物体转染，简单地说，就是用RNA和DNA直接打动物完成干扰和表达。
再通俗地说，用合成的(RNA)或者提取的核酸(DNA)，就可以完成以前的动物转基因或者基因敲除的实验，无需再用病毒或者基因敲除动物。
实验周期可以缩短为几天，花费几千元即可进行实验。
动物体转染技术的出现，让广大生物医学研究者，轻松进行动物的基因干扰、导入等操作。
尤其是临床医学工作者，可以在很少工作量较少经费的情况下，直接针对研究的疾病进行动物实验，发表高水平文章。
比如在英格恩客户已发表的文章中，有尾静脉注射DNA研究治疗病毒性心肌炎，有皮下肿瘤注射miRNA研究治疗结肠癌，有脑室注射siRNA研究脑缺血机理，有皮肤涂抹siRNA治疗皮肤瘢痕等。
这些研究都非常有临床和现实意义。
由于动物体转染技术应用的时间不长，对这种崭新的技术人们还不太了解。
此次受丁香园邀请，特开此动物体转染相关实验技术答疑专帖。
对站友们提出的问题给予解答，希望能够和大家相互学习，共同进步。
任何与动物体转染有关的问题（包括实验设计、产品、实验过程、结果分析、文献等问题），大家尽管提出，我们会尽力解答，也欢迎站友们参加讨论。
技术资料目录：1.体转染试剂的原理和方法1).动物体转染技术可以做什么？2).体转染的原理3).体转染的过程4).体转染需要的实验条件5).体转染适合进行怎样的实验6).体转染可以在哪些组织器官进行7).应用体转染试剂发表的部分文献8).动物体转染和病毒感染的比较9).动物体转染和基因敲除的比较2.体转染实验的设计1).需要的材料2).需要的时间3).需要的费用4).常见的结果检测方法3.体转染过程相关问题及解答1).体转染试剂对动物有什么影响？2).注射后，试剂是如何在体分布的，有靶向性吗？3).转染试剂和核酸需要使用多少？提问与解答：1、如何技术上解决（排除）RNAi的非特异性？是否需要复原实验（Rescue Experiment）。
高效基因电转染仪安全操作及保养规程
高效基因电转染仪安全操作及保养规程基因电转染是一种基于电场作用力将外源DNA导入细胞内的技术。
而高效基因电转染仪则是目前应用较广泛的商用化基因转染设备之一。
在使用高效基因电转染仪时，我们需要注意安全操作及保养规程，以确保实验效果稳定，避免仪器损坏和人身伤害。
安全操作规程1. 仪器放置在使用高效基因电转染仪前，我们需要确保其放置在稳定的平面上，以防止仪器倾斜和跌落。
同时，需要注意其周围环境，保证周围空气畅通，避免发生安全事故。
2. 电源及电路连接在连接电源及电路时，需要保持电源干燥，电源输出稳定，以避免因电路短路或电源电压不稳定而导致的仪器损坏或火灾等事故。
3. 仪器使用在使用高效基因电转染仪时，需要遵循以下规程：•坚持佩戴防护手套和护目镜等防护用品；•严禁水或其它液体接触仪器内部及表面，以免引起短路等安全事故；•严禁使用过期、破损或不当储存的试剂等试剂，以免引起化学反应或其他不良后果；•在操作过程中，应遵循使用说明书，按照要求进行基因转染操作；•禁止操作人员离开实验室或离开高效基因电转染仪时，需要切断电源。
4. 电流控制在进行基因电转染操作前，需要仔细检查电流控制器的合法性，以确保电流的输出符合设定要求。
并确保系统的安全性。
保养规程除了注意安全操作规程外，高效基因电转染仪的保养也十分重要，可以有效延长仪器寿命，提升仪器性能。
保养时应遵循以下规程：1. 仪器清洁高效基因电转染仪在使用过程中，会有一定程度的污染或残留物。
因此，需要经常进行清洁和消毒，以确保实验结果的准确性和可靠性。
为避免影响仪器正常运转，我们可以使用专用清洁液将仪器各部分进行清洗。
2. 维护电路连接高效基因电转染仪的电路连接部分对其正常工作至关重要，在经常使用时，应定期检查电线，插头和接线板的连接情况，及时处理松脱、氧化等异常。
保护电线材料避免电线短路和过热。
3. 维护电源电源是高效基因电转染仪正常运行的核心，在平时使用时应避免电源过载，经常检查电源的电压、电流、稳定性等参数，确保其能够正常供电。
真核细胞电转染和电融合实验
【实验目的】
• 1．了解细胞电穿孔和电融合的基本原理
• 2．学习电穿孔和电融合基本技术
【实验原理】
• 当细胞置于非常高的电场中，细胞膜就变得具有通透 性，能让外界的分子扩散进细胞内，这一现象称为电穿 孔。运用这一技术，许多物质，包括DNA、RNA、蛋白 质、药物、抗体和荧光探针都能载入细胞。作为一种基 因转导方法，电穿孔已被广泛用于各种细胞类型，包括 细菌、酵母、植物和动物细胞；而且，它还能作为注射 方法（称为电注射），把各种外源物质引入活细胞。与 其他常用的导入外源物质的方法相比，电穿孔具有很多 优点。首先，不必象显微注射那样使用玻璃针，不需要 技术培训和昂贵的设备，可以一次对成百万的细胞进行 注射。第二，与用化学物质相比，电穿孔几乎没有生物 或化学副作用。第三，因为电穿孔是一种物理方法，较 少依赖细胞类型，因而应用广泛。实际上，对大多数细 胞类型，用电穿孔法基因的转移效率比化学方法高得多。
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除了能使细胞膜具有通透性，让外界的分子 扩散入胞液中以外，高强度的电场脉冲也能引 起细胞融合，这一现象叫做电融合。然而，在 用电脉冲融合前必须使细胞相互紧密接触，这 一电融合方法在原生质融合制取杂交植物，胚 胎细胞相互融合制备动物克隆方面非常有用， 尤其在制取杂交瘤细胞制备单克隆抗体方面用 处很大。几个实验室已证明使用电场电融合效 率比常规的化学融合方法高10到100倍，最近， 贴壁细胞的电融合还被用来研究细胞融合时细 胞的骨架成分和细胞器的动力学重排。
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Байду номын сангаас
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1.6 将小池放进盛样品的池中，启动电穿孔装置，供给所需的电脉冲。 1.7 电处理后，向小池加1ml普通培养基，将细胞混合液从小池转移到组织 培养容器（培养皿或培养孔）中，再加入一些培养基使最终的培养基体积适 量。然后，将样品细胞放回孵育箱中使之在正常条件下生长。 1.8 在测定转移基因的表达量前电穿孔细胞各自培养的时间不同。 2．检测电穿孔效率和细胞存活率 2.1 除用罗丹明偶联葡聚糖（1mg/ml）（分子探针）代替DNA外，将罗丹明偶 联葡聚糖引入目标细胞的方法如前所述。 2.2 电穿孔后，用培养基洗涤细胞两次，去掉胞外的荧光葡聚糖。 2.3 电穿孔后30min，向细胞悬液中加30μl台盼蓝，孵育2min，然后用培养基 洗涤。 2.4 在1000rpm下离心3min，收集细胞，将细胞重悬于PM中，终体积100μl。 2.5 将一滴细胞液（30μl）置于干净载玻片上，用盖玻片盖好，在显微镜下检 测细胞，测定摄取荧光标记葡聚糖的百分数。 2.6 在亮视野镜片下，死细胞可因染成蓝色检测出（摄取了台盼蓝），测定细 胞存活的百分数。 2.7 在各种电场设定值下重复实验，画出摄取葡聚糖率和细胞存活率对电穿孔 参数的曲线。这一曲线就将显示对特定细胞类型电穿孔的最优条件
细胞转染实验
细胞转染实验简介细胞转染是一种将外源基因或荧光探针引入细胞的技术，用于研究基因功能、蛋白质表达以及信号通路等。
本文将为您介绍细胞转染实验的基本原理、实验步骤以及常见注意事项。
基本原理细胞转染是一种通过改变细胞外液环境，使细胞吸收外源基因或荧光探针的技术。
转染可采用多种方式实现，包括化学转染、电转染、病毒转染等。
不同的转染方法适用于不同类型的细胞和研究目的。
在化学转染中，常用的转染试剂有脂质体和阳离子聚合物。
脂质体是由磷脂和胆固醇组成的小囊泡，可以包裹外源基因形成脂质体-基因复合物。
阳离子聚合物是带正电荷的聚合物，可以和DNA形成复合体进入细胞。
电转染是利用高压脉冲将DNA导入细胞。
通常使用电穿孔仪产生的短暂高压电场，使细胞膜通透性增加，从而使DNA进入细胞。
病毒转染是将外源基因植入病毒载体中，通过感染细胞，使外源基因整合到细胞染色体中。
实验步骤1. 准备细胞选择合适的细胞系进行转染实验。
不同细胞系对转染方法和试剂的适应性有所差异。
常见细胞系如293T、HeLa、CHO 等。
2. 培养细胞将选定的细胞系按照相应的培养条件在细胞培养皿中培养至达到合适的密度，一般为70-90%的密度。
细胞应确保处于快速生长期，以提高转染效率。
3. 转染试剂的选择根据实验的需要选择合适的转染试剂。
常见的转染试剂有脂质体试剂（如Lipofectamine™）和阳离子聚合物试剂（如PolyJet™）。
4. 转染实验操作将所需的转染试剂加入适量的培养基中，并充分混合。
注意避免产生气泡，以免影响转染效率。
将转染试剂溶液缓慢滴加到含有细胞的培养皿中。
5. 恢复培养条件将含有转染试剂的培养皿置于恢复培养条件下，通常为37℃、5% CO2的培养箱中。
细胞需要一定时间来恢复并表达外源基因。
6. 分析转染效率通过荧光显微镜观察细胞是否发出荧光信号。
如果转染的是荧光探针，则直接观察细胞是否发出特定颜色的荧光。
如果转染的是外源基因，则需要进一步通过PCR或Western blot 等技术来验证外源基因是否成功表达。
细胞转染(Entranster)注意事项
细胞转染注意事项
1.如为贴壁生长细胞，一般要求在转染前一日，必须应用胰酶处理成单细胞悬液，重新接种于培养皿或瓶，转染当日的细胞密度以70-90%（贴壁细胞）或
2×106-4×106细胞/ml（悬浮细胞）为宜，最好在转染前4h换一次新鲜培养液。
2.用于转染的质粒DNA必须无蛋白质，无RNA和其他化学物质的污染，OD260/280比值应在1.8以上。
3.培养基中的血清
在开始准备DNA和阳离子脂质体试剂稀释液时要使用无血清的培养基，因为血清会影响复合物的形成。
其实，只要在DNA-阳离子脂质体复合物形成时不含血清，在转染过程中是可以使用血清的。
4.培养基中的抗生素
抗生素是影响转染的培养基添加物。
这些抗生素一般对于真核细胞无毒，但阳离子脂质体试剂增加了细胞的通透性，使抗生素可以进入细胞。
这降低了细胞的活性，导致转染效率降低。
这时候可以选择英格恩生物的Entranster转染试剂，非脂质体试剂，培养基可加抗生素，避免了细胞染菌。
5.设置阳性对照和阴性对照。
6.一般在转染24-48h，靶基因即在细胞内表达。
根据不同的实验目的，24-48h 后即可进行靶基因表达的检测实验。
7.如若建立稳定的细胞系，则可对靶细胞进行筛选，根据不同基因载体中所含有的抗性标志选用相应的药物，常用的真核表达基因载体的标志物有潮霉素和新霉素等。
细胞转染注意事项
细胞转染注意事项
1.如为贴壁生长细胞，一般要求在转染前一日，必须应用胰酶处理成单细胞悬液，重新接种于培养皿或瓶，转染当日的细胞密度以70-90%（贴壁细胞）或2×106-4×106细胞/ml（悬浮细胞）为宜，最好在转染前4h换一次新鲜培养液。
2.用于转染的质粒DNA必须无蛋白质，无RNA和其他化学物质的污染，OD260/280比值应在1.8以上。
3.培养基中的血清
在开始准备DNA和阳离子脂质体试剂稀释液时要使用无血清的培养基，因为血清会影响复合物的形成。
其实，只要在DNA-阳离子脂质体复合物形成时不含血清，在转染过程中是可以使用血清的。
4.培养基中的抗生素
抗生素是影响转染的培养基添加物。
这些抗生素一般对于真核细胞无毒，但阳离子脂质体试剂增加了细胞的通透性，使抗生素可以进入细胞。
这降低了细胞的活性，导致转染效率降低。
这时候可以选择英格恩生物的Entranster转染试剂，非脂质体试剂，培养基可加抗生素，避免了细胞染菌。
5.设置阳性对照和阴性对照。
6.一般在转染24-48h，靶基因即在细胞内表达。
根据不同的实验目的，24-48h后即可进行靶基因表达的检测实验。
7.如若建立稳定的细胞系，则可对靶细胞进行筛选，根据不同基
因载体中所含有的抗性标志选用相应的药物，常用的真核表达基因载体的标志物有潮霉素和新霉素等。
DNA转染试剂-Entranster
Entranster TM-H4000（用于DNA的细胞转染）使用手册本品推荐用于常规细胞的转染。
一重要提示1.本品在转染过程中可以添加抗生素，抗生素的添加与否不影响转染效率和毒性。
2.如转染后需要用Trizol提取RNA，建议转染后6小时换液。
二实验过程（以24孔板为例）1.提前一天细胞铺板提前一天将细胞种植在24孔板中，以转染时细胞密度在60％左右为宜。
2.转染过程⑴将0.8μg的DNA用25μl无血清稀释液稀释，充分混匀，制成DNA稀释液。
注意：无血清稀释液建议采用OPTI-MEM、无血清DMEM或1640。
⑵将2μl的Entranster TM-H4000用25μl无血清稀释液体稀释，充分混匀，制成Entranster TM-H4000稀释液。
室温静置5分钟。
⑶将Entranster TM-H4000稀释液分别加入到DNA稀释液中，充分混匀（可用振荡器振荡或用加样器吹吸10次以上），室温静置15分钟。
转染复合物制备完成。
⑷将转染复合物加入到含细胞和完全培养基的培养容器上，轻柔混匀。
注意：①对本试剂，采用含血清的全培养基有助于提升转染效率。
②完全培养基可加抗生素。
⑸培养4-6小时后更换培养基，继续培养24-48小时。
注意：①如细胞没有毒性等不良情况，转染后4-6小时可不必更换培养基。
注意：如用于同时共转染多种质粒，DNA的用量指每种质粒用量的总和，这时如需得到较高转染效率，建议将DNA的用量和转染试剂的用量同步提高1.5-2倍。
三优化由于DNA和转染试剂的用量比值是决定转染效率的重要因素，同时由于各实验室质粒的定量误差，质粒纯化程度不同以及细胞状态不同，造成不同细胞和实验室的最优实验条件的差异，为取得最高的转染效率，初次应用时，建议先进行优化。
最优条件确定后，实验的结果将非常稳定。
下表列出了在6-well的优化方案，供参考。
根据预实验的最优化条件，按培养器皿表面积比例应用到其他培养容器。
四常见问题与解决方案。
进行转染实验时需要注意的因素
转染——让克隆的核酸进入真核细胞中，已经成为研究和控制真核细胞基因表达的重要手段。
比如表达纯化特定的蛋白；鉴定一个基因的生物学特性；突变分析；研究基因表达对细胞生长的影响，研究基因表达的调控机制等等，等等。
如今广义的转染不单包括了DNA、RNA，还有蛋白质等生物大分子。
很多因素会影响转染效率，细胞株本身啦，细胞培养环境啦，转染的DNA、RNA或者蛋白的质量和特性啦，转染方法啦，等等。
每个转染高手也必然有自己的独门心经，只可惜大家都为实验或者生活而疲于奔命，没有几个人愿意静下心情来仔细总结经验汇集成文字——那些曾经用无数失败的痛苦烦恼换回来的宝贵经验，那些曾经以为会永远铭刻于脑海的教训，随时间的流逝而终于渐渐褪色，到模糊。
即使偶尔有珠玉掩埋于浩瀚的口水中，也难以汇串成珠。
试剂盒的盛行，让实验更快，更简单，也更机械化，相信更多人更愿意先抓起Protocol 123地往下做，直到碰壁再苦思原因。
其实等碰得遍体鳞伤回头一看就会醒悟，很多坑，只要事前注意了就不会陷进去的。
DNA转染后，转入基因的表达可以在1－4天内检测到——仅有一部分转入细胞的DNA被转运到细胞核内进行转录并最终输出mRNA到细胞质进行蛋白合成。
几天内，大部分外源DNA 会被核酸酶降解或随细胞分裂而稀释；一周后就检测不到其存在了。
因此转染也可以分为瞬时转染和稳定转染。
瞬时转染（transient transfection）指的是转染的核酸不整合到染色体上，结果是短暂的高水平表达，可在24—96小时内检测表达效果，表达水平与位置无关，不会受到周围染色体元件的影响。
瞬时表达分析所需的人力和时间比稳定表达少，但因为DNA摄入效率和表达水平在不同实验中差异较大，不长久也不稳定。
超螺旋质粒转染更倾向于瞬时表达。
瞬时表达适合研究启动子等调控元件——不过，诱导型的启动子除外。
稳定转染，就是转染的质粒DNA整合到染色体上，或者相当于附加子（episome）可持续存在，使得转染的细胞可长期表达。
原代细胞电转染
原代细胞电转染
原代细胞电转染是一种常用的转染方法，具有转染效率高、毒性低、方法简单、省时省力等优点。
但需要注意的是，原代细胞转染难度较大，因为不同类别的真核细胞具有不同的生长状态、细胞大小和细胞膜结构，所以转染参数以及可获得的最大转染率也不尽相同。
电穿孔转染不同的细胞需进行个别优化选择，获得的最优转染参数也显著不同。
以下是原代细胞电转染的一般步骤：
1. 细胞接种：在转染前一天接种细胞，使细胞在转染时密度在30%\~50%。
2. 准备转染溶液：将目的基因和载体用无血清培养基稀释。
3. 混合：将目的基因和载体混合，室温孵育5\~10分钟。
4. 电穿孔：将混合物加入培养的细胞内，进行电穿孔。
5. 培养：将电穿孔后的细胞放入培养箱中培养，检测基因表达效果。
需要注意的是，电穿孔转染需要使用特定的仪器和试剂，操作时应遵循厂家提供的操作说明。
此外，不同的细胞类型和目的基因可能需要不同的电穿孔参数和培养条件，需要进行适当的调整和优化。
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1.选择合适的电场强度
合适的电场强度对于电转染实验非常重要，电场强度不能过高，过高会增加细胞的死亡率；也不能过低，过低不能增加膜的通透性或在膜上形成小孔。
不同细胞系具有不同的最佳场强值，实验前应测定所转染细胞系的最佳电场强度。
2.细胞的选择
用于电转的细胞一般选取处于对数生长期的细胞（15代以内，传代后2d）。
因为处于对数生长期的细胞分裂旺盛，表面结构致密比稳定期的细胞差，电转后，细胞膜的恢复能力强，而且处于有丝分裂期的细胞更容易接受外源DNA.
3.质粒的质量
应选择纯度高的质粒，首先DNA／RNA应该超纯(A260／A280>1．8)，其次应不含内毒素，同时质粒应溶于双蒸水而不是TE缓冲溶液。
另外，DNA浓度不宜过高。
4.选择合适的电转染试剂
电击会对细胞造成一定程度的伤害，在转染试剂的选择上要注意，应选择具有细胞膜修复成分的电转染试剂，如engreen的Entranster-E，可将电击对细胞的损伤降到最低。
并且，Entranster-E可适用于lonza、
Bio-rad、BTX等多种电转仪。