病理形态学实验室

病理形态学实验室：

用光学和电子显微镜技术进行大体、组织、细胞、亚细胞四个层面的病理形态诊断和研究工作。开展并提高与心血管病理相关的组织化学、细胞化学（包括免疫组织和细胞化学、放射性同位素示踪技术等）和形态计量技术在临床病理诊断和研究中的应用。病理室担负日常临床病理检验和诊断以及院内、外有关技术的自主及协作研究项目。

分子病理学实验室：

采用最新分子生物学技术对病理标本进行包括致病基因检测，基因诊断，特殊微生物检测，病因学分子诊断，移植细胞增殖、分化、转移、归巢等分子机制，病理环境下组织、器官结构与功能重塑与逆重塑的分子学机制，药理作用的分子学机制等研究。

生理学实验室：

研究心肌收缩功能(心力衰竭的发生机制)，血管舒缩功能(高血压、动脉粥样硬化等)，心、脑、肺损伤保护，药物作用和机制，转基因动物及移植细胞功能等

电生理学实验室：

采用细胞电生理、膜离子通道(膜片钳)和细胞内离子通道(共聚焦显微镜)等生物物理学手段进行心血管病的发生机制和致病基因功能研究。

具备完成这些工作的各种设备：高压相色谱、膜片钳3台、离体心脏研究装置（Langendorff），血管张力测定设备等，能进行心肌细

胞电生理及生物电指标测定、心肌细胞离子通道测定、心肌细胞分离、大白鼠及豚鼠脑海马细胞分离及离子通道、全细胞测定；进行离体心肌灌流的心肌保护研究以及心肺灌流及保护的研究；进行心肌张力及各种血管张力的实验研究；进行血浆芬太尼、异丙酚及儿茶酚胺等浓度测定、心肌及肺组织ATP测定，等等。

小动物呼吸机

滨州医学院教学(实验)教案

生理学实验器材介绍

一、实验概述：

1、实验要求：

（1）进入实验室必须穿隔离衣

（2）不要随意开关实验设备（特别是电脑）

（3）按要求分组，按要求领取实验器械

（4）严格按照实验步骤完成实验

（5）完成试验后，清洗器械并放入指定地点

（6）值日生打扫实验室，并检查门窗水电

2、实验内容：

理论课的重点和难点知识，如神经电生理现象，心血管活动的神经-体液调节，呼吸运动的调节，尿生成的调节，血液凝固的影响因素等等。

3、实验目的：

学会一些基本的实验方法，掌握基本的实验操作技能，复习和验证课堂上的理论知识，养成科学严谨的实验态度。

二、常用实验动物：

（一）常用实验动物及习性

1、小鼠：成熟早、繁殖力强。

2、大鼠：精密的生物工具，常用于科研实验

3、家兔：性情温顺，解剖特点①耳大，表面分布清晰血管

②支配主动脉弓的减压神经与迷走神经完全分开

4、豚鼠：温顺胆小；耳蜗发达、听觉灵敏但对温度的适应力差

5、两栖类：如蟾蜍—两个心房，只有一个心室

6、犬：内脏结构和比例与人相似，适于慢性实验

（二）常用实验动物的选择：

1、相似性原则：指利用动物与人类某些功能、代谢、结构和疾病特征的相似选

择实验动物。如犬——发达的血管和神经系统，适合毒理实验；

蟾蜍——反射弧简单、适合电生理实验

2、特殊性原则：指利用不同种系的实验动物存在的机体特殊构造或某些特殊反应，选择解剖、生理特点符合实验目的和要求的实验动物。如家兔的减压神经单独走向，可观察其对心脏的作用。

3、标准化原则：指动物实验中要选择和使用与研究内容相匹配的标准化的实验动物。标准化动物指经遗传学、微生物学、环境及营养控制的标准化实验动物，与实验条件、实验技术、药品试剂等相匹配。一般用于科研。但教学实验对动物的年龄、体重、健康状况都有一定要求。

4、经济性原则：指尽量选择容易获得、价格便宜和饲养经济的实验动物。（三）动物实验的方法：

1、复制动物模型法：最基本的方法，用于研究疾病的发生、发展及防治方法。

2、在体及离体器官实验：生理实验的常用方法。在体实验是在麻醉情况下对分离暴露的器官或组织进行研究，或观察动物整体或局部给药后对其暴露的器官或组织的影响。离体实验是利用动物的离体组织、器官，给予一些在体情况下无法实施的手段，观察其各项指标的变化。

3、仪器检测和生化测定法：观察电生理或测定体液

4、免疫学观察法

5、其他方法

动物实验的基本操作技术：(一)实验动物的准备、麻醉和固定

1、实验动物的准备：实验前12小时禁食，不禁水

2、实验动物的麻醉：

⑴麻醉药选择及用法

原则：麻醉完善、对动物毒性小、对所研究的机能影响小、使用方便

药物：

①乙醚：适用于狗、猫、兔，有挥发性，也可用于小白鼠的吸入麻醉（小脑受伤动物运动的观察）

②氨基甲酸乙酯：又名乌拉坦，常用于家兔的急性实验

③戊巴比妥钠：对狗和鼠类的麻醉效果好

⑵常用动物的麻醉方法：

静脉麻醉（家兔）：①先称重动物体重，再按所需剂量抽取药液。②拔掉兔耳缘静脉部位的兔毛③用左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端，阻断血流④再用左手拇指和无名指固定兔耳，右手持注射器将针头顺静脉回流方向刺入静脉内

⑤ 左手拇指和食指夹持固定针头，右手缓慢将药注入（注意：注射应从静

脉的远心端开始）

⑶麻醉深度的判断：

①呼吸：呼吸加快或不规则转为规则平稳

②反射活动：角膜反射迟钝

③肌肉张力：全身肌肉松弛

④皮肤夹捏反应：用止血钳夹捏动物皮肤，反应消失（主要判断标准）

⑷使用麻醉药的注意事项：

①合理应用麻醉药的种类及剂量

②静脉麻醉时注射速度应慢

③在整个麻醉过程中，必须密切注意动物状况

④麻醉过浅适当加量，麻醉过深及时抢救3、常用机能实验动物给药方法

经口给药、灌胃、皮下注射、肌肉注射、腹腔注射、静脉注射

4、常用动物的捕捉

5、动物的固定：

家兔——（仰卧位）①固定头：用一根粗棉线牵拉家兔的两上门齿，固定在手术台前端的支柱上②固定四肢：用绳索作好蝴蝶结状的兔扣，分别套在左右前肢腕关节上部和后肢踝关节上部，将扣拉紧，将绑左右前肢的绳索从背后交叉，最后将四肢绑在两边的固定柱上。

(二)动物实验的手术操作技术：

1、切口和止血：先用粗剪刀剪掉手术野的兔毛，再用手术刀在手术范围内切口；手术中的微血管破裂可用温热生理盐水纱布轻轻按压，大血管出血应结扎止血。

2、神经和血管的剥离方法：可用止血钳和玻璃分针先将周围结缔组织分离成一小破口，再沿神经或血管的走行方向逐渐扩大，最后将用生理盐水浸透的细棉线从神经和血管下方穿过备用。

3、气管插管法：家兔仰卧固定于手术台，剪开颈部毛和皮，用止血钳分开颈前正中肌肉，暴露气管并游离，用一根粗棉线从其下方穿过，提起气管，然后在喉头下2~3cm处两气管环之间横切开气管前壁，再向头部做一纵切口，呈倒“T”形，最后将气管插管向肺端插入管腔，用准备好的棉线固定

4、动脉插管法：暴露气管后，在气管两侧深部找到动脉鞘，分离鞘内的颈总动脉，在其下方穿两根细线备用，用一根结扎动脉远心端，然后用剪刀在结扎处下方做一斜切口，将动脉插管从此处向心脏方向插入，用另一根线固定并做防滑结

5、静脉插管法

6、输尿管插管法：膀胱插管法—剪去耻骨联合以上毛皮，在耻骨联合上0.5cm 处沿正中钱剪开腹壁肌肉，做一长4~6cm纵切口，找到膀胱，在膀胱尖剪开一切口，将膀胱插管的漏斗端插入膀胱腔内，并用细线固定。

7、心导管插管法

8、胃管插管法

9、采血法

10、处死法：⑴颈椎脱臼法：大、小鼠处死方法，一只手的拇指和食指用力向下按住鼠头，另只手抓住鼠尾，用力向后上方一拉。⑵空气栓塞法：用于大动物处死，用注射器将空气急速注入静脉。⑶急性大失血法：用粗针头一次采大量血液。

⑷吸入麻醉致死法：乙醚吸入麻醉处死⑸注射麻醉法：戊巴比妥注射死亡。

四、实验器材介绍：

1、常用手术器械：

⑴手术刀：切开皮肤和脏器，使用方法4种，如图：