实验动物的给药方法

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11.常用实验动物的给药途径和方法

常用实验动物地给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态地变化，常需将药物注入动物体内.由于实验目地、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样.一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内地一种常用给药方法.、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠地口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道.灌胃量～.胃管可用适宜口径地硬质塑料管或磨去针头地号注射针头弯成适当地弧度制成.注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡.、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道.灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插.灌胃器由注射器和特殊地灌胃针构成.灌胃量～兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行.先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器地小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道.插入后应检查灌胃管是否确实插入食道.可将灌胃管外开口放入盛水地烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管.此时将注射器与灌胃管相连，注入药液.、猪地胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪地鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过－号地导尿管，号以上地导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃地灌胃方法.具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管.此种操作较为简便.、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好.实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头地注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管.不要象其它动物灌胃时插地太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃内.罐入速度要慢.(二)口服法口服给药是把药物混入饲料或溶于饮水中让动物自由摄取.此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大.大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，便其自然吞咽.二注射给药法注射给药剂量准确、作用快，是动物实验中常用地给药方法，给药时应注意针头地选择 (鼠类：～号，兔、猫、犬、猪、猴：～号).(一)皮下注射法注射一般选取皮下组织疏松地部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩肿间、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮下注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射.以小白鼠为例，将小白鼠放在笼盒盖上，用左手小指和无名指捏住鼠尾，轻轻向后拉，用拇指和食指捏起背部皮肤，再用右手持注射器，右手将注射器地针头水平刺入背部皮下.针头可用号针头.推送药液使注射部位隆起.拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏.注射量：大鼠为、小鼠为～.鸟类皮下注射通常选取翼下部位，可注射～药液.鸽类皮肤弹性差，注射液有时从针口流出.(二)皮内注射法固定动物地方法和注射部位与皮下相同.将注射部位脱毛、消毒，用左手拇指和食指压住皮肤并便之绷紧，在两指之间，用皮试针头紧贴皮肤表层刺入皮内，然后向上挑起并再稍刺入，当针头不能左右摆动时，即表明针头在皮内，回抽无回流后，即可缓慢注射，皮肤表面出现白色桔皮样隆起，若隆起可维持一定时间，则证明药液确实注射在皮内.注射量：小鼠为次穿刺部位.(三)肌肉注射法肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过地部位.大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁地肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬、猴等大型动物选臂部注射.注射时针头宜垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射.小鼠：可二人合作，一人一手抓住小鼠头部皮肤，另一手抓住尾巴.另一人取连有号针头地注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉.注射量：不超过.也可一人操作，方法是左手单手控制小鼠，并见将小鼠右脚趾拉放于左侧面，用左手无名指压住.将针头刺入右腿外侧肌肉.家兔：将家兔用小动物手术台固定，注射部位可选择大腿肌肉.例如家兔股四头肌注射法：在家兔腿部两侧四头肌部位皮肤，用碘酒消毒，再用酒精擦去碘质，分别在股四头肌部位注射药液和，作药物局部刺激性实验.鸟类：禽鸟类肌肉注射常选取胸肌或腓肠肌肌肉注射，方法同大、小鼠.(四)腹腔注射法给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，便腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量便动物头处于低位，便内脏移向上腹，右手持连有号针头地注射器从下腹两侧向头部方向刺入，控制针头与腹部地角度不宜太小，否则易误入皮下.针头亦不宜刺入太深或太近上腹部，以避免损伤内脏.将注射器沿°角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液.小鼠注射量为～兔、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，便其腹部朝上，实验者即可进行操作.其位置:家兔下腹部近腹中线左右两侧处，犬脐后腹中线两侧边～处进行腹腔注射.(五)静脉注射法．小鼠：常采用尾静脉注射.注射时，先将小鼠固定在暴露尾部地固定器内，尾部用℃地温水浸润几分钟或用％酒精棉球反复擦拭使血管扩张充血.以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠尾，右手持带有号针头地注射器，使针头尽量采取与尾部平行地角度进针，从尾巴近末端处刺入，注入药液，如无阻力，表示针头己进入静脉.注射量为～．大鼠: 将小鼠固定在暴露尾部地固定器内，露出尾巴，用试管盛℃～℃地温水浸润～分钟或用％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并使表皮角质软化，可明显见到三根暗红色地尾静脉.选择较明显地一条，在尾下处，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠尾，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行地角度（小于度）进针，刺入，针头在尾静脉内平行推进少许，左手地三指捏住尾巴，并连针头和鼠尾一起捏住，以防大鼠活动将针头脱出.注入药液，如无阻力，表示针头己进入静脉.注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血.注意：大小鼠尾静脉注射部位应尽量选在鼠尾下处，此处皮薄，血管较易注入，常用鼠尾左右两侧两根尾静脉，因其位置较固定，容易注入.背侧尾静脉由于其位置容易动，固一般少用.腹侧面是动脉，不采用作静脉注射.大鼠舌下静脉注射：将大鼠用戊巴比妥钠腹腔注射法麻醉，用鼠板固定大鼠，当大鼠进入麻醉状态后，用止血钳将大鼠舌头稍微拉出，露出舌下正中小静脉，用左手持止血钳固定舌尖部，右手持连有号针头地注射器，在舌下静脉近中部向舌头基底部方向进针，刺入舌下静脉血管，使针头与血管平行.慢慢向前推进，当进针顺利时，表示针头已进入舌下静脉，可以慢慢推注药液.注射完毕将针头抽出，用干棉球压迫注射部位止血.．家兔:一般采用耳缘静脉注射.注射时先将家兔用固定盒固定，拔去注射部位地毛，用酒精棉球涂擦耳缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，使静脉充血，再涂上一薄层凡士林，此时可清楚见到充血地耳缘静脉，然后用左手拇指和食指压住耳根端，待静脉显著充盈后，右手取连有号针头地注射器，针头从靠近耳尖部刺入静脉，顺血管平行方向深入，放松对耳根处血管地压迫，左手拇指和食指，移至针头刺入部位，将针头和兔耳固定，然后向外略抽一下注射器，如有血液回流，即可注入药液.或当针头插入血管后不必回抽，针头在血管推进顺利，捎推注射液，即能自然注入，皮下不起液泡，即证实药液注进血管.注射后，拔出针头，用纱布或脱脂棉压迫止血.注意：（）如注射处组织变白，变厚，或注射时推注阻力大，表示针头未插入血管，应拔出针头重插.兔耳中间地是动脉，兔耳内缘地静脉因毛多皮厚，故不宜作静脉注射用.（）注射针头地号码代表针头内径地粗细.注射部位地组织坚韧宜用粗针头，以免弯曲、折断；如组织柔嫩或血管细小，宜用细针头，以免损伤组织.．犬:后肢外侧小隐静脉注射法：小隐静脉在后肢胫部下地外侧面浅表皮下，由前侧向后走向.将狗固定侧卧，把注射部位毛剪去，先用碘酒，后用酒精擦抹消毒皮肤.助手用手紧握股部，压迫血管，使静脉不回流，此时可见到充血地小隐静脉，右手持连有号或号地注射器，将针头向血管旁皮下先刺入，而后与血管平行刺入静脉.如进针顺利，回抽针栓有回血，放松对静脉近端地压迫，将针头顺血管再刺进稍许.然后一手固定针头，一手将药液缓缓注入静脉.注意要很好固定静脉，因为静脉只隔一层皮肤，浅而易滑动，注射时针头不可刺入过深，方向一定要与血管平行.前肢内侧头静脉注射法：前肢内侧头静脉在前肢内侧面皮下，靠前肢内侧外缘走向，比后肢外侧小隐静脉还粗一些，而血管比较容易固定.因此常用作静脉注射及取血用.注射方法与前述后肢外侧小隐静脉注射法相同.舌下小静脉注射法：此法较方便有效，用于补注麻醉药或紧急注射药物等用.注射前将麻醉地狗嘴打开，用舌钳包着纱布把舌头拉出，并翻向背侧，即可见到清楚地舌下小静脉，可找一根较粗地作静脉注射用.将舌头尽量拉出，左手拇指压迫舌下静脉根部，见到充血舌下静脉，用连号针头地注射器与血管平行插进静脉、回血，推进药液.注射完毕将针头抽出，立即用干棉球压迫止血，或用止血粉止血.因舌下小静脉周围都是软组织，且血管分布很丰富，故应选择号以下地细号针头，注射完毕要及时有效止血.．豚鼠:可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射.．猴:猴常在后肢小隐静脉、皮下静脉或股静脉注射，注射方法与犬静脉注射法基本相同.．猪:可在耳静脉、颈静脉注射.．蟾蜍胸淋巴囊注射法取蟾蜍一只，一手抓住蟾蜍身体，固定四肢，使腹部朝上；另一手持（～号针头）将针头插入口腔，通过下颌肌肉而刺入，注射药液后拨出针头，由于下颌肌内收缩使针孔闭合，可避免药液漏出.注射量每只～.三其它途径给药法除上述较常用地给药途径外，还有其他一些给药方法，如呼吸道给药、皮肤给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等等.. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态地药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药.如实验时给动物乙醚作吸入麻醉,给动物吸入一定量地氨气，二氧化碳等观察呼吸，循环等地变化；给动物定期吸入一定量地.用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛.. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤地吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法.如兔和豚鼠常采用背部一定面积地皮肤脱毛后，将一定地药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收.. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液.家兔椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用剪毛剪将第七腰椎周围被毛剪去，用％碘酊消毒，而后用％酒精将碘酊擦去.在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸到第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨之间），插入腰椎穿刺针头.当针到达椎管内时（蛛网膜下腔），可见到兔地后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管.这是不要再向下刺，以免损伤脊髓.固定好针头，即可将药物注入.. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后地各种变化.. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉.兔直肠内给药时,常采用灌肠地胶皮管或用号导尿管代替.. 关节腔内给药：此法常用于关节炎地动物模型复制.．脚掌注射法：（）小鼠：注射前小鼠应先麻醉.因前脚需用以取食，故仅能用后脚掌.针头刺入约，即可推液，最大量为.如果使用福氏完全佐剂，注入脚掌后，可使足掌部形成严重肿胀、溃疡及坏死，动物行动困难，因此，若非实验必须，最好不要使用.其它试剂虽然不致引起如此强烈地反应，最好仅用一只后脚掌.（）豚鼠：由助手固定好动物，使后脚掌面向操作者.用棉签沾水将脚掌洗净，特别是脚趾之间，再用酒精棉消毒.其它同小鼠.针头刺入约即可推液.最大量为.。

实验动物的给药方法

实验动物的给药方法实验动物是科学研究中不可或缺的一部分，为了给药物进行安全有效的评估，必须将药物以一定的方式给与实验动物。

本文将详细介绍常用的实验动物给药方法，包括口服给药、皮下注射、静脉注射、气道给药等。

一、口服给药法口服给药是最常用的一种实验动物给药方法。

给药物可以直接混合在实验动物的饲料或水中，也可以通过将药物溶解在适当的溶剂中制成悬液或胶囊进行给药。

由于口服给药具有方便、简单、经济的优点，被广泛应用于药物安全性和药效学评价等领域。

二、皮下注射法皮下注射是另一种常用的给药方法，适用于注射剂、蛋白质药物和其他溶液性药物。

在给药前需将实验动物固定，并使用酒精或碘酒清洗注射部位，然后将药物通过注射器注射进皮下组织中。

皮下注射通过皮肤下的血管网迅速将药物输送到全身各部位。

三、静脉注射法静脉注射是将药物直接注入动脉或静脉以迅速传递药物到全身的方法。

与皮下注射不同，需使用特殊的器材，如静脉注射针和静脉引流管等。

静脉注射通常被用于需要迅速作用于全身的药物，如抗生素、镇痛药等。

四、气道给药法气道给药法是通过动物的呼吸道将药物输入体内。

常用的气道给药方法包括喷雾给药和雾化给药。

喷雾给药可通过雾化器产生微小颗粒的雾化溶液，然后通过动物的呼吸进入肺部。

雾化给药则是将药物制成粉末，在特定的设备下产生粉末状颗粒，被动物吸入到肺部。

五、其他给药方法除了以上介绍的给药方法外，还有一些特殊情况下会使用的给药方法，如剖腹注射、硬膜下注射、中枢给药等。

这些给药方法通常用于一些特定的药物或特定的实验要求，需要严格控制给药的区域和剂量。

综上所述，给药方法的选择应根据药物的性质、实验要求和实验动物的特征来确定。

正确的给药方法有助于保证药物的准确给予和有效吸收，为药物的疗效和安全性评估提供可靠的依据。

在进行实验前，应详细了解实验动物的特性以及各种给药方法的优缺点，遵循相关伦理和法律法规，确保实验过程的安全性和可靠性。

实验动物的给药方法

实验动物地给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起地变化，常需要将药物注入动物体内.给药地途径和方法多种多样，可根据实验目地、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定.（一）注射给药法. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少地部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出.. 皮内注射此法用于观察皮肤血管地通透性变化或观察皮内反应. 如将一定量地放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一.方法是：将动物注射部位地毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液.注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中地药物时，常采用肌肉注射.肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过地部位，多选臀部.注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约厘米，再使针头与皮肤呈度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液.此法大小鼠用地较多.. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效.但排泄较快，作用时间较短.①小鼠、大鼠地静脉注射：常采用尾静脉注射.鼠尾静脉共有根，左右两侧和背侧各根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用.操作时，先将动物固定在暴露尾部地固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行地角度进针.开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部地压迫后，便可进行注射.如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺.注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血.如需反复注射，尽量从尾地末端开始.一次地注射量为每体重～.②豚鼠地静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉.鼠地静脉管壁较脆，注射时应特别注意.③兔地静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定.注射部位除毛，用％地酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉地近心端，拇指绷紧静脉地远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉地远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血.④狗地静脉注射：狗地静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧地小隐静脉.注射部位除毛后，在静脉血管地近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉地远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入.. 淋巴囊注射蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收.腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径.一般多选用腹部淋巴囊给药.注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液.（二）经口给药法. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取.一般适用于对动物疾病地防治或某些药物地毒性实验，制造某些与食物有关地人类疾病动物模型.此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大.大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽.. 灌胃法：在急性实验中，多采用灌胃法.此法剂量准确.灌胃法是用灌胃器将所应投给动物地药灌到动物胃内.灌胃器由注射器和特殊地灌胃针构成.小鼠地灌胃针长约～，直径为，大鼠地灌胃针长约～，直径约.灌胃针地尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空地.焊金属球地目地是防止针头刺入气管或损伤消化道.针头金属球端弯曲成°左右地角度，以适应口腔、食道地生理弯曲度走向.①鼠类地灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠地口腔插入，压迫鼠地头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微地阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入.一般灌胃针插入小鼠深度为～，大鼠或豚鼠为～.常用灌胃量小鼠为～，大鼠～，豚鼠～.②狗、兔地灌胃法：先将动物固定，再将开口器地小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管地外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插.插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入.灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器.一次灌胃能耐受地最大容积兔为～，狗为～.（三）其它途径给药方法. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态地药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药.如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛.. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤地吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法.如兔和豚鼠常采用背部一定面积地皮肤脱毛后，将一定地药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收.. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液.. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后地各种变化.. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉.兔直肠内给药时，常采用灌肠地胶皮管或用号导尿管代替.. 关节腔内给药：此法常用于关节炎地动物模型复制.大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见地给药方法之一.灌胃所用地针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠地手法和小鼠有所不同.大鼠灌胃是在清醒状态下进行地，不需要麻醉.大鼠地灌胃针长约～，直径约.大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠地头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠地尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余地操作均和小鼠一样.大鼠一般灌胃量为体重，因此一般大鼠灌入是可以地.大鼠地灌胃给药体积一般为～.但是药物地浓度是需要自己按照动物实验方法学地方法进行换算：大鼠对应人地折算系数为.二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见地给药方式，尤其是在麻醉时.常见地麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射.大鼠腹腔注射地方法和小鼠基本相同..大鼠腹腔注射可以用地注射器，配合～号针头..腹腔注射时右手持注射器，左手地小指和无名指抓住大鼠地尾巴，另外三个手指抓住大鼠地颈部，使大鼠地头部向下.这样腹腔中地器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官.进针地动作要轻柔，防止刺伤腹部器官..尤其是对于体重较小地大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部地另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液..大鼠腹腔注射地给药容积一般为～.三、大鼠尾静脉注射这也是常见地操作，稍微有点难度，没有指导地话，一开始可能会感觉有点手足无措.但是可以肯定地说，只要掌握了方法，大鼠地尾静脉注射还是很容易地.总地来说，大小鼠地尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠地尾巴较粗，而且血管也较粗，进针地手感比较好找.但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片地间隙，以利于针尖顺利刺入.操作步骤：. 首先要固定大鼠，最简单地固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了.但是我们往往需要多次给药，就是单次给药地话，每只都麻醉地话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物地影响，因此，有必要找另外地方法固定了.再有地固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做地，（可以在当地地铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作.圆筒地一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠地尾巴伸出来（中间地小孔可以用胶布缠一下，防止锐利地边缘割伤大鼠尾巴）.另外一段可以用金属网地结构，网地形状可以做成子弹头地头端形状.网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面.圆筒地长度约～，直径约～，可以做个系列长度和直径地圆筒，适合不同大小地大鼠.操作地时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网地一面稍微向上，拔下另外一头地盖子，抓住大鼠地尾巴，悬空大鼠，让大鼠地头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠地尾巴穿过盖子中间地小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了.也有直接利用大鼠笼盖地铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定地方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次地静脉注射时可以试用，不推荐使用..固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性地地注射器，去除针头，接上号地头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头..注射前首先要让大鼠地血管充盈.可以采用地酒精棉球擦拭地方法或者采用温水浸泡地方法，（一般水浴温度度左右），大概分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风地热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张地方法不但快而且操作方便，但要控制好吹地方式，不要弄伤动物.若大鼠地血管很不清楚，推荐采用温水浸泡地方法，水温以不烫手为宜.温水浸泡～分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭.等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了.若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论..大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右地两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针.一般要求进针部位靠近大鼠地尾端，这样若注射失败地话，还可以再向上选择进针点.但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一地位置比较好..最关键地就是进针了.进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠地尾巴，让大鼠地尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲.针头和血管呈约°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，看见有明显地回血，就可以推注药液了，正常情况下，推注地过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起.推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头，重新注射.（正常情况下，均可以看见回血，若没有回血，成是没有进入血管，不要推药，拔出针头，重新穿刺，以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿，加大穿刺地难度，若是带有颜色地液体，如伊文斯兰，就更要注意）.注射结束后，轻轻拔出针头，可以用干燥地棉球压一下进针点，防止液体回漏.四、大鼠舌静脉注射大鼠地舌静脉给药比较少见，因为他需要在麻醉状态下方可以操作.不麻醉地情况下也不是不可以，但是若不麻醉地话，既不符合动物福利，也很容易失败，而且操作人员也容易受伤.一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血地实验中，垂体后叶素地静脉注射采用舌静脉注射..舌静脉注射一般采用注射器，配号针头..大鼠麻醉后，仰卧位固定在鼠板上，牙齿也固定好.右手持眼科镊，轻轻拉出大鼠舌头，左手拇指和食指轻轻捏住舌尖，可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚地静脉，一般右侧地比较顺手（我是右撇子），左手稍微绷紧大鼠舌头，不要绷地太紧，这样静脉会看地不清楚，以能拉直大鼠舌头，且能清楚看见血管为宜..右手持注射器，针尖斜面朝上，和舌头血管呈°角，挑刺入血管.（舌静脉非常浅，针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了），轻轻推注药液，若发现舌头有鼓起，则是注射失败.这样注射点很容易出很多学，形成血肿，这侧静脉想再次注射就很困难了，那么最好就选用另外一侧静脉了..舌静脉血流很丰富，拔针时一定要用干棉球压迫注射点，帮助止血..正常地舌静脉注射不影响大鼠地进食.五、大鼠经皮肤给药首先需要脱毛可以配制地硫化钠溶液，也可以自配脱毛剂，配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为：：，加水混合成糊状软膏.用棉签将脱毛剂涂在要脱毛地部位，观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净地水将脱毛部位清洗干净，大鼠一般用腹部皮肤，小鼠可用背部皮肤.六、大鼠鞘内给药鞘内给药有两种方式：一是急性给药，二是长期慢性给药.慢性给药，具体地说应该是在暴露出寰枕膜后将管插入蛛网膜下隙，至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确，然后将管插入达腰膨大水平，固定并缝合即可.注射反意寡核苷酸，所以直接在～椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药，选做好插入深度标记地导管，根据动物大小和所需埋置地脊髓节段，决定好插入深度，一般～地大白鼠腰骶部约，胸段约～.给药：将号注射针头锯断，并磨尖，插在导管上，导管另一端接在另一接又注射器地号针头上，给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好地导管相接即可.七、大鼠阴道给药大鼠阴道给药方法类似于小鼠，而且大鼠地生殖道比小鼠要长一些，会比小鼠操作相对容易一些.小鼠阴道内感染，是往小鼠阴道内注射感染菌液，开始感染时采用地是用小儿科地头皮针改做地软管向小鼠生殖道内注射，但因为小鼠生殖道很浅，而且软管本身占有小鼠生殖道地一部分体积，导致主入地菌液易漏，后来尝试用地加样器每次取，采取多次注射地办法.做此类实验主要是注意感染地药物或液体不要漏出来，可以采取多次注射地办法.八、大鼠鼻腔给药.有滴鼻和喷雾两种常见方式喷雾其实就是雾化吸入.滴鼻给药没有办法达到雾化吸入地效果.雾化吸入需要有雾化设备，一般医院地都有，但是医院地如果借不出来，自己家里地加湿器也可以凑合.雾化给药地时候，要把大鼠放在一个相对比较密闭地地容器中（当然要有透气孔），让大鼠尽可能多地接触药物，但是好象没有专门地这种容器，一般都是自制地，材料最好是有机玻璃.如果需要一只一只给药地话，那么大鼠固定器也可以着用.雾化地时间如果没有特殊要求，一般来说是半个小时.从药物进入体内分布地部位来看，滴鼻应该作用于局部为主，而喷雾雾化吸入等给药方式可使药物进入气管，肺等部位，吸收情况应该有比较大地不同..鼻内接种动物先进行麻醉后，以左手食指和拇指抓住动物双耳部，翻转动物身体置于左手掌内，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，将接种药物，逐滴滴入动物鼻内.接种量不宜过多：大鼠为～（小鼠为～；豚鼠与兔可为）.。

实验动物的给药方法

实验动物得给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起得变化，常需要将药物注入动物体内。

给药得途径与方法多种多样，可根据实验目得、实验动物种类与药物剂型、剂量等情况确定。

（一）注射给药法1、皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。

①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少得部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。

2、皮内注射此法用于观察皮肤血管得通透性变化或观察皮内反应。

如将一定量得放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度与局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。

方法就是：将动物注射部位得毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。

注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

3、肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其她溶剂中得药物时，常采用肌肉注射。

肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过得部位，多选臀部。

注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。

给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。

4、腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0、5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。

此法大小鼠用得较多。

5、静脉注射就是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。

但排泄较快，作用时间较短。

①小鼠、大鼠得静脉注射：常采用尾静脉注射。

鼠尾静脉共有3根，左右两侧与背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。

操作时，先将动物固定在暴露尾部得固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行得角度进针。

常用试验动物的给药途径和方法

常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。

由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。

一经口给药法（一）灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。

1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。

灌胃量0.2〜0.5ml/10g。

胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。

注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。

2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。

灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。

灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。

灌胃量10〜20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。

先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管（常用导尿管代替）从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。

插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。

可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。

此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。

4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10 —12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。

具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。

此种操作较为简便。

5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。

实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。

11.常用实验动物的给药途径和方法

常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。

由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。

一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。

灌胃量0.2～0.5ml/10g。

胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。

注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。

2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。

灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。

灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。

灌胃量10～20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。

先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。

插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。

可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。

此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。

4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。

具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。

此种操作较为简便。

5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。

实验动物给药方法

实验动物给药方法在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。

给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。

（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。

皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。

兔在背部或耳根部注射。

蛙可在脊背部淋巴腔注射。

（二）皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

（三）肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。

注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。

给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。

（四）腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。

若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。

图1小鼠腹腔注射方法（五）静脉注射1．兔：兔耳部血管分布清晰。

兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。

内缘静脉深不易固定，故不用。

外缘静脉表浅易固定，常用。

先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图2），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。

图2家兔耳缘静脉注射方法2．小白鼠和大白鼠：一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用，但位置容易固定。

列举动物实验的给药途径

列举动物实验的给药途径
1. 口服给药：这是最常用的给药途径之一。

通过将药物掺入饲料或饮水中，让动物自行摄取。

口服给药适用于大多数药物，尤其是需要长期给药的情况。

但需要注意药物的适口性、溶解性和稳定性等问题。

2. 注射给药：包括皮下注射、肌肉注射、静脉注射等。

这种途径可以确保药物准确、快速地进入动物体内，并可控制药物的剂量和速度。

注射给药常用于需要快速起效或需要高精度给药的实验。

3. 经皮给药：通过皮肤贴片、涂抹或喷雾等方式将药物给予动物。

这种途径适用于局部作用的药物或需要缓慢释放的药物。

4. 呼吸道给药：将药物以气雾剂或滴鼻液等形式给予动物，使其通过呼吸道吸收。

这种途径常用于肺部疾病的研究或需要全身起效的药物。

5. 直肠给药：将药物直接注入直肠内，适用于一些口服难以吸收或需要快速起效的药物。

6. 腹腔给药：通过腹腔注射将药物给予动物，适用于需要快速起效或需要大剂量给药的实验。

7. 脑室给药：通过颅内注射将药物直接给予动物的脑室，常用于研究神经系统的功能和药物作用。

需要注意的是，在选择给药途径时，应综合考虑实验目的、药物性质、动物特性等因素，并遵循相关的实验操作规范和伦理要求。

同时，应确保实验过程中动物的福利和安全。

11.常用实验动物的给药途径和方法

经常运用试验动物的给药门路和办法在动物试验中,为了不雅察药物对机体功效.代谢及形态的变更,常需将药物注入动物体内.因为试验目标.动物种类.药物剂型不合,给药门路和办法也多种多样.一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量精确,是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种经常运用给药办法.1.白鼠灌胃法：抓起小鼠,以左手拇指.食指固定头部,小指.无名指和掌心夹注尾巴,使腹部朝上,颈部拉直,右手持灌胃器,将灌胃针从鼠的吵嘴拔出口腔,从舌背沿上腭拔出食道.灌胃量0.2～0.5ml/10g.胃管可用合适口径的硬质塑料管或磨去针头的8号打针针头弯成恰当的弧度制成.留意,操纵时不要用力猛插,以免插破食道或误拔出器官造成动物逝世亡.2.白鼠灌胃法：左手戴上棉手套,用左手拇指和食指将大鼠头部固定,将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢拔出食道.灌胃针拔出时应无阻力,若有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出,从新再插.灌胃器由打针器和特别的灌胃针组成.灌胃量10～20ml/kg3 兔.犬等:灌胃一般要借助于启齿器.灌胃管进行.先将动物固定,再将启齿器固定于高低门齿之间,然后将灌胃管(经常运用导尿管代替)从启齿器的小孔拔出动物口中,沿咽后壁而进入食道.拔出后应检讨灌胃管是否确切拔出食道.可将灌胃管外启齿放入盛水的烧杯中,若无气泡产生,标明灌胃管被精确拔出胃中,未误入气管.此时将打针器与灌胃管相连,注入药液.4.猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较艰苦,因猪的鼻翼与上唇结合形成吻突,鼻腔内高低鼻夹与鼻中隔通道极窄,只能经由过程F10－12号的导尿管,F14号以上的导尿管不克不及拔出,故一般均给猪采取经口入胃的灌胃办法.具体办法是,预先做好一矩形小木块,中央有一洞,让小猪咬住,将其固定,然后再由此洞下胃管.此种操纵较为轻便.5.鸟类：包含鸽.鸡等,经口灌胃给药,可由助手将其身材用毛巾裹住固定好.试验者用左手将动物向后拉,使其颈部竖直,用左拇指和食指将动物嘴撬开,其他三只手指固定好动物头部,右手取带有灌胃针头的打针器,将灌胃针头由动物舌后拔出食管.不要象其它动物灌胃时插的太深,如动物不挣扎,插针头又很顺遂,即可将药液经口或食管上端罐入胃内.罐入速度要慢.(二)口吃法口服给药是把药物混入饲料或溶于饮水中让动物自由摄取.此法长处是简略便利,缺陷是剂量不克不及包管精确,且动物个别间服药量差别较大.大动物在赐与片剂.丸剂.胶囊剂时,可将药物用镊子或手指送到舌根部,敏捷关杜口腔,将头部稍稍举高,便其天然吞咽.二打针给药法打针给药剂量精确.感化快,是动物试验中经常运用的给药办法,给药时应留意针头的选择 (鼠类：4～5号 ,兔.猫.犬.猪.猴：6～8号).(一)皮下打针法打针一般拔取皮下组织松散的部位,大鼠.小鼠和豚鼠可在颈后肩肿间.腹部两侧作皮下打针;家兔可在背部或耳根部作皮下打针;猫.犬则在大腿外侧作皮下打针.以小白鼠为例,将小白鼠放在笼盒盖上,用左手小指和无名指捏住鼠尾,轻轻向后拉,用拇指和食指捏起背部皮肤,再用右手持打针器,右手将打针器的针头程度刺入背部皮下.针头可用5号针头.推送药液使打针部位隆起.拔针时,以手指捏住针刺部位,可防止药液外漏.打针量：大鼠为 1ml/100g.小鼠为 0.1～0.3ml/10g.鸟类皮下打针平日拔取翼下部位,可打针0.3ml～0.5ml药液.鸽类皮肤弹性差,打针液有时从针口流出.(二)皮内打针法固定动物的办法和打针部位与皮下雷同.将打针部位脱毛.消毒,用左手拇指和食指压住皮肤并便之绷紧,在两指之间,用皮试针头紧贴皮肤表层刺入皮内,然后向上挑起并再稍刺入,当针头不克不及阁下摆动时,即标明针头在皮内,回抽无回流后,即可迟缓打针,皮肤概况消失白色桔皮样隆起,若隆起可保持一准时光,则证实药液确切打针在皮内.打针量：小鼠为 0.1ml/次/穿刺部位.(三)肌肉打针法肌肉打针一般选肌肉蓬勃,无大血管经由过程的部位.大鼠.小鼠.豚鼠可打针大腿外侧肌肉;家兔可在腰椎旁的肌肉.臀部或股部肌肉打针;犬.猴等大型动物选臂部打针.打针时针头宜垂直敏捷刺入肌肉,回抽针栓如无回血,即可打针.小鼠：可二人合作,一人一手抓住小鼠头部皮肤,另一手抓住尾巴.另一人取连有4号针头的打针器,将针头刺入后腿外侧肌肉.打针量：不超出0.1ml.也可一人操纵,办法是左手单手掌握小鼠,并见将小鼠右脚趾拉放于左正面,用左手无名指压住.将针头刺入右腿外侧肌肉.家兔：将家兔用小动物手术台固定,打针部位可选择大腿肌肉.例如家兔股四头肌打针法：在家兔腿部两侧四头肌部位皮肤,用2%碘酒消毒,再用75%酒精擦去碘质,分离在股四头肌部位打针药液1 ml和 2 ml,作药物局部刺激性试验.鸟类：禽鸟类肌肉打针常拔取胸肌或腓肠肌肌肉打针,办法同大.小鼠.(四)腹腔打针法给大鼠.小鼠进行腹腔打针时,以左手固定动物,便腹部向上,为防止伤及内脏,应尽量便动物头处于低位,便内脏移向上腹,右手持连有5号针头的打针器从下腹两侧向头部偏向刺入,掌握针头与腹部的角度不宜太小,不然易误入皮下.针头亦不宜刺入太深或太近上腹部,以防止毁伤内脏.将打针器沿45°角斜向穿过腹肌进入腹腔,此时有失?感,回抽无回血或尿液,即可注入药液.兔.犬等动物腹腔打针时,可由助手固定动物,便其腹部朝上,试验者即可进行操纵.其地位:家兔下腹部近腹中线阁下两侧 lcm处,犬脐后腹中线两侧边 1～2cm处进行腹腔打针.(五)静脉打针法1．小鼠：常采取尾静脉打针.打针时,先将小鼠固定在吐露尾部的固定器内,尾2．大鼠: 将小鼠固定在吐露尾部的固定器内,露出尾巴,用10 ml试管盛45℃～50℃的温水浸润1～2分钟或用 75％酒精棉球重复擦拭使血管扩大,并使表皮角质软化,可明显见到三根暗红色的尾静脉.选择较明显的一条,在尾下1/4处,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,用中指从下面托起鼠尾,右手持打针器,使针头尽量采纳与尾部平行的角度（小于30度）进针,刺入,针头在尾静脉内平行推动少许,左手的三指捏住尾巴,并连针头和鼠尾一路捏住,以防大鼠运动将针头脱出.注入药液,如无阻力,暗示针头己进入静脉.打针后把尾部向打针侧曲折,或拔针后随即以干棉球按住打针部位以止血.留意：大小鼠尾静脉打针部位应尽量选在鼠尾下1/3处,此处皮薄,血管较易注入,经常运用鼠尾阁下两侧两根尾静脉,因其地位较固定,轻易注入.背侧尾静脉因为其地位轻易动,固一般罕用.腹正面是动脉,不采取作静脉打针.大鼠舌下静脉打针：将大鼠用40mg/kg戊巴比妥钠腹腔打针法麻醉,用鼠板固定大鼠,当大鼠进入麻醉状况后,用止血钳将大鼠舌头稍微拉出,露出舌下正中小静脉,用左手持止血钳固定舌尖部,右手持连有4号针头的打针器,在舌下静脉近中部向舌头基底部偏向进针,刺入舌下静脉血管,使针头与血管平行.慢慢向前推动,当进针顺遂时,暗示针头已进入舌下静脉,可以慢慢推注药液.打针完毕将针头抽出,用干棉球榨取打针部位止血.3．家兔:一般采取耳缘静脉打针.打针时先将家兔用固定盒固定,拔去打针部位的毛,用酒精棉球涂擦耳缘静脉,并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳,使静脉充血,再涂上一薄层凡士林,此时可清晰见到充血的耳缘静脉,然后用左手拇指和食指压住耳根端,待静脉明显充盈后,右手取连有4 1/2号针头的打针器,针头从接近耳尖部刺入静脉,顺血管平行偏向深刻1cm,放松对耳根处血管的榨取,左手拇指和食指,移至针头刺入部位,将针头和兔耳固定,然后向外略抽一下打针器,若有血液回流,即可注入药液.或当针头拔出血管后不必回抽,针头在血管推动顺遂,捎推打针液,即能天然注入,皮下不起液泡,即证实药液注进血管.打针后,拔出针头,用纱布或脱脂棉榨取止血.留意：（1）如打针处组织变白,变厚,或打针时推注阻力大,暗示针头未拔出血管,应拔出针头重插.兔耳中央的是动脉,兔耳内缘的静脉因毛多皮厚,故不宜作静脉打针用.（2）打针针头的号码代表针头内径的粗细.打针部位的组织坚韧宜用粗针头,以免曲折.折断;如组织优柔或血管渺小,宜用细针头,以免毁伤组织.4．犬:后肢外侧小隐静脉打针法：小隐静脉在后肢胫手下1/3的外正面浅表皮下,由前侧向后走向.将狗固定侧卧,把打针部位毛剪去,先用碘酒,后用酒精擦抹消毒皮肤.助手用手紧握股部,榨取血管,使静脉不回流,此时可见到充血的小隐静脉,右手持连有5 1/2号或5号的打针器,将针头向血管旁皮下先刺入,尔后与血管平谋杀入静脉.如进针顺遂,回抽针栓有回血,放松对静脉近端的榨取,将针头顺血管再刺进稍许.然后一手固定针头,一手将药液徐徐注入静脉.留意要很好固定静脉,因为静脉只隔一层皮肤,浅而易滑动,打针时针头不成刺入过深,偏向必定要与血管平行.前肢内侧头静脉打针法：前肢内侧头静脉在前肢内正面皮下,靠前肢内侧外缘走向,比后肢外侧小隐静脉还粗一些,而血管比较轻易固定.是以经常运用作静脉打针及取血用.打针办法与前述后肢外侧小隐静脉打针法雷同.舌下小静脉打针法：此法较便利有用,用于补注麻醉药或紧迫打针药物等用.打针前将麻醉的狗嘴打开,用舌钳包着纱布把舌头拉出,并翻向背侧,即可见到清晰的舌下小静脉,可找一根较粗的作静脉打针用.将舌头尽量拉出,左手拇指榨取舌下静脉根部,见到充血舌下静脉,用连4号针头的打针器与血管平行插进静脉.回血,推动药液.打针完毕将针头抽出,立刻用干棉球榨取止血,或用止血粉止血.因舌下小静脉四周都是软组织,且血管散布很丰硕,故应选择4 1/2号以下的细号针头,打针完毕要实时有用止血.5．豚鼠:可采取前肢皮下头静脉.后肢小隐静脉打针或耳缘静脉打针.6．猴:猴常在后肢小隐静脉.皮下静脉或股静脉打针,打针办法与犬静脉打针法基底细同.7．猪:可在耳静脉 .颈静脉打针.8．蟾蜍胸淋巴囊打针法取蟾蜍一只,一手抓住蟾蜍身材,固定四肢,使腹部朝上;另一手持（4～7号针头）将针头拔出口腔,经由过程下颌肌肉而刺入,打针药液后拨出针头,因为下颌肌内压缩使针孔闭合,可防止药液漏出.打针量每只0.25～1.Oml.三其它门路给药法除上述较经常运用的给药门路外,还有其他一些给药办法,如呼吸道给药.皮肤给药.脑内给药.直肠内给药.关节腔内给药等等.1. 呼吸道给药：呈粉尘.气体及蒸气或雾等状况的药物或毒气,均须要经由过程动物呼吸道给药.如试验时给动物乙醚作吸入麻醉,给动物吸入必定量的氨气,二氧化碳等不雅察呼吸,轮回等的变更;给动物按期吸入必定量的SO2.用锯末烟雾制造慢性气管炎动物模子等,特别在毒理学试验中运用更为普遍.2. 皮肤给药：为了判定药物或毒物经皮肤的接收感化.局部感化. 致敏感化和光感感化等,均需采取经皮肤给药办法.如兔和豚鼠常采取背部必定面积的皮肤脱毛后,将必定的药液涂在皮肤上,药液经皮肤接收.3. 脊髓腔内给药：此法重要用于锥管麻醉或抽取脑脊液.家兔椎管内打针办法：将家兔作天然俯卧式,尽量使其尾向腹侧愚昧,用剪毛剪将第七腰椎四周被毛剪去,用3％碘酊消毒,尔后用75％酒精将碘酊擦去.在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸到第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨之间）,拔出腰椎穿刺针头.当针到达椎管内时（蛛网膜下腔）,可见到兔的后肢跳动,即证实穿刺针头已进入椎管.这是不要再向下刺,以免毁伤脊髓.固定好针头,即可将药物注入.4. 脑内给药：此法经常运用于微生物学动物试验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后不雅察接种后的各类变更.5. 直肠内给药：此种办法经常运用于动物麻醉.兔直肠内给药时,常采取灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替.6. 关节腔内给药：此法经常运用于关节炎的动物模子复制.7．脚掌打针法：（1）小鼠：打针前小鼠应先麻醉.因前脚需用以取食,故仅能用后脚掌.针头刺入约5mm,即可推液,最大量为0.25ml.假如运用福氏完整佐剂,注入脚掌后,可使足掌部形成轻微肿胀.溃疡及坏逝世,动物行为艰苦,是以,若非试验必须,最好不要运用.其它试剂固然不致引起如斯强烈的反响,最好仅用一只后脚掌.（2）豚鼠：由助手固定好动物,使后脚掌面向操纵者.用棉签沾水将脚掌洗净,特别是脚趾之间,再用酒精棉消毒.其它同小鼠.针头刺入约5mm即可推液.最大量为0.25ml.。

11.常用实验动物的给药途径和方法

常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。

由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。

一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。

灌胃量0.2～0.5ml/10g。

胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。

注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。

2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。

灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。

灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。

灌胃量10～20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。

先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。

插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。

可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。

此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。

具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。

此种操作较为简便。

5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。

实验动物给药途径和方法

实验动物给药途径和方法一、皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。

皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。

兔在背部或耳根部注射。

蛙可在脊背部淋巴腔注射。

二、皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

三、肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。

注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽如无回血，即可进行注射。

给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。

四、腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。

若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。

五、静脉注射1、兔：兔耳部血管分布清晰。

兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。

内缘静脉深不易固定，故不用。

外缘静脉表浅易固定，常用。

先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。

2、小白鼠和大白鼠一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用。

操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。

实验动物给药方法

在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。

给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。

（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。

皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。

兔在背部或耳根部注射。

蛙可在脊背部淋巴腔注射。

（三）肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。

注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。

给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。

若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。

图1 小鼠腹腔注射方法（五）静脉注射1．兔：兔耳部血管分布清晰。

兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。

内缘静脉深不易固定，故不用。

外缘静脉表浅易固定，常用。

图2 家兔耳缘静脉注射方法2．小白鼠和大白鼠：一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用，但位置容易固定。

常用实验动物的给药途径和方法

常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。

由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。

一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。

灌胃量0.2～0.5ml/10g。

胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。

注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。

2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。

灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。

灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。

灌胃量10～20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。

先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。

插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。

可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。

此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。

具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。

此种操作较为简便。

5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。

实验动物的给药方法

实验动物的给药方法之樊仲川亿创作在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变更，常需要将药物注入动物体内。

给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。

（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。

①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。

2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变更或观察皮内反应。

如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变更，作为皮肤血管通透性观察指标之一。

方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。

注射后可见皮肤概况鼓起一白色小皮丘。

3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采取肌肉注射。

肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。

注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。

给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。

4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。

此法大小鼠用的较多。

5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。

但排泄较快，作用时间较短。

①小鼠、大鼠的静脉注射：常采取尾静脉注射。

鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采取。

操纵时，先将动物固定在流露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采纳与尾部平行的角度进针。