药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制
药理动物采血实验报告
一、实验目的1. 掌握药理实验中动物采血的方法和技巧。
2. 学习不同动物采血点的选择及其适用性。
3. 了解采血过程中的注意事项，确保实验数据的准确性。
二、实验原理药理实验中，动物采血是获取实验数据的重要环节。
通过采血，可以检测动物体内的血液指标，如血糖、血脂、血常规等，从而评估药物对动物的影响。
本实验采用小鼠作为实验动物，分别通过尾静脉采血和眼眶静脉采血两种方法获取血液样本。
三、实验材料1. 实验动物：小鼠（体重18-22g）。
2. 采血器材：采血针、注射器、试管、酒精棉球、止血带等。
3. 实验试剂：生理盐水、抗凝剂等。
四、实验方法1. 尾静脉采血- 将小鼠放入固定盒中，用止血带固定尾部。
- 将尾部毛剪去，用酒精棉球消毒。
- 观察尾静脉，选择较粗的静脉进行采血。
- 用采血针对准静脉，缓慢插入，避免损伤血管。
- 收集血液至试管中，加入适量抗凝剂。
- 采血完毕后，用酒精棉球消毒伤口，压迫止血。
2. 眼眶静脉采血- 将小鼠放入固定盒中，用止血带固定头部。
- 用酒精棉球消毒眼眶周围。
- 用拇指和食指轻轻按压眼球，使眼眶静脉暴露。
- 用采血针对准静脉，缓慢插入，避免损伤血管。
- 收集血液至试管中，加入适量抗凝剂。
- 采血完毕后，用酒精棉球消毒伤口，压迫止血。
五、实验结果1. 尾静脉采血：小鼠体重18-22g，每次采血量约0.1ml，可重复采血3-5次。
2. 眼眶静脉采血：小鼠体重18-22g，每次采血量约0.05ml，可重复采血2-3次。
六、实验讨论1. 尾静脉采血操作简便，采血量充足，适用于一般药理实验。
但反复采血可能导致小鼠尾部损伤，影响实验动物的存活率。
2. 眼眶静脉采血操作相对复杂，采血量较少，但损伤较小，适用于需要多次采血或对动物存活率要求较高的实验。
3. 采血过程中应注意以下几点：- 操作者应熟悉动物解剖结构，避免损伤血管。
- 采血针插入血管后，应缓慢抽拉，避免血液凝固。
- 采血完毕后，应及时对伤口进行消毒和压迫止血。
动物采血原则
动物采血原则
动物采血的总体原则是：
采血体积和频率的选择决定于体循环中的血液体积和红细胞更
新的速度。
过量采血会导致低血容量性休克、生理应激甚至死亡。
为了动物健康考虑，采血体积应该是推荐最大体积的下限。
最大采血体积是针对正常健康动物制定的。
采血过程中，应该最小化采血体积。
多次采血的情况下，应该尽量减少采血量。
此外，根据不同动物和具体实验需求，还应当遵循以下原则：
单次采血：在不补充液体的情况下，单次采血的最大采血量约为全血量的10%，即7.7-8µL/g。
如25g小鼠，大约是193-200μL。
如果补充液体，单次采血的最大量约为血液总量的15%，即12µL/g。
在25g的小鼠中，这大约是300µL。
一般补充体液时，应预热后经皮下注射。
多次采血：如果实验需要多次采血，应尽量减少采血量。
每周最大采血量不超过血液总量的7.5%，为6µL/g。
对于25g的小鼠，每周大约为145-150µL。
放血法：通过放血法收集血液，可以收集血液总体积的一半左右，即40µL/g。
以上信息仅供参考，具体操作应根据实际情况和实验需求进行调整，并遵循相关动物伦理和法律法规。
实验小鼠给药与采血方法
实验小鼠给药与采血方法1.实验小鼠给药方法：a.静脉注射：i.静脉注射是一种常用的给药方法，适用于需要迅速将药物输送到循环系统中的实验。
ii. 首先，选择小鼠尾静脉作为给药途径。
悬空小鼠尾部并握紧尾根，使用角度较小的针头（例如26G针头）直接注射药物。
iii. 注射前，可以先用温水或者温湿纱布预热小鼠的尾部，以增强血管的扩张和血流。
iv. 确认成功注射药物后，将小鼠放回饲养笼中，并观察其行为和健康状况。
b.口服给药：i.口服给药是一种常用的给药方法，适用于需要药物通过消化系统进行吸收的实验。
ii. 在给药前，可以在小鼠笼子的饮水中添加药物溶液，或将药物悬浮液灌注到小鼠胃部。
iii. 同时，在给药过程中，需要将小鼠固定住，可以使用实验动物颈环进行固定。
iv. 给药后，观察小鼠的饮食情况和健康状况，并适当调整药物剂量和给药方式。
2.实验小鼠采血方法：a.尾静脉采血：i.尾静脉采血是一种常用的、非常便捷的小鼠采血方法。
ii. 首先，选择小鼠尾部静脉作为采血部位。
悬空小鼠尾部并使用温湿纱布加热，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，刺入尾静脉，然后将血收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持顺利的血流，可以使用温湿纱布加热尾部以保持血管扩张。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，以避免出血和感染。
vi. 采血结束后，观察小鼠的健康状况，并给予适当的处理和护理。
b.眼窝静脉注射采血：i.眼窝静脉采血是一种比较特殊的小鼠采血方法，适用于需要大量血液样本的实验。
ii. 在采血前，可以使用温湿纱布加热小鼠眼部，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，插入眼窝静脉并拔回，将血液从针头收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持稳定的手部和注射器位置，以避免对小鼠造成伤害。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，并进行适当的处理和护理，以减少对小鼠的不适和伤害。
实验动物采血指南讲述
实验动物采血指南采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。
凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。
当需血量较多时可作静脉采血。
静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。
例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。
采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南
A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes andVolumes良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5,David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 81Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France法国Amboise Cedex Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce´dex, France法国Romainville Ce´dex 95235 Noisy路102号安万特公司8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement.关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals.该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。
实验动物给药剂量
1.在离体器官时按照3倍或10倍剂量递增，在整体动物时则按照2倍或3.16倍剂量递增2.实验设计具体内容：（1）根据预期量进行设计：动物给药时，应用初始剂量之后，若没有发现疗效，也未发现任何不良反应，可继续按照2ds、3.3ds、5ds递增(对数等距1，1.78，3.2，5.6，10，对数等距有利于样本数据的对数处理（做量效曲线）)，2-4次可达到预期量，以后每次递增30%-50%。
（2）根据LD50设计：先采用急毒LD50的1/10，1/15，1/20，1/5开始试验，根据上面说的剂量间隔设计方法，找到有效剂量，从而设置高、中、低三个剂量，若没有参考资料，一般根据LD50设计剂量。
注：做药效学试验，最终目的是做出量效、时效关系，量效关系要能做出最小有效量，半数有效量，最大效应量。
在确定药效学试验剂量前，一般要有预试验，明确最小有效量、最大有效量，据此确定量效曲线的剂量设计。
正式试验时，在最小有效量、最大有效量之间插入1-3个剂量点，对数等距。
不过这个似乎比较难，在做主要药效学试验前，做一个初步的药代试验，能很好的指导量效、时效的试验。
（3）实验者经验：①药效剂量的确定的确许多参考书上都给出了方法，但是我自己在工作后，在确定药效剂量时，是这样做的：先让送样部门确定药物的最大溶解浓度，然后我们初步确定给药方式后，用最大给药体积，最大给药浓度来预试，如果在这个剂量下动物能够耐受（给药次数和给药时间得参考你的实验设计方案），那么可以用此剂量来做药效筛选。
如果动物有死亡，那么按照0.6-0.8倍的关系降低剂量，直到动物不出现死亡为止，以此剂量来做药效筛选。
就是说我们摸索出的剂量相当与最大耐受剂量MTD。
一般药物在最大剂量下无药效，那么就其研发价值而言也不大了。
这个药效剂量和急毒剂量还是有差异的，因为药效剂量根据给药方案设定可能是给数天多次的，而急毒是在24小时内给药一次或多次给药，两者还是有差异但也有联系。
实验动物给药途经和剂量的管理规范
Guidelines for the Administration of Substances, Including Routes andVolumes给药途经和剂量的管理规范一、目的提供常用实验动物的采血、给药方法的指导规范，同时最大限度地减少动物痛苦和我们的烦恼二、背景计量实验动物是必要的各种科学调查，以满足监管要求。
这些准则旨在突出必要的考虑因素，并找出潜在的问题，将改进的技术，构成良好实验室实践。
最恰当的注射方法和剂量（可能的最大剂量）Species 种类Route and V olumes (ml/g except *ml/site)方法和剂量（毫升/克*毫升/注射点除外) Oral口腔SC皮下IP腹腔IM肌肉IV静脉(slow iv)Mouse 小鼠0.01(0.05) 0.01(0.04) 0.02(0.8)0.05*(0.1)*0.005(0.025)Rat 大鼠0.01(0.04)0.005(0.015 )0.01(0.02)0.1* (0.2)*0.005(0.02),Species 种类Route and V olumes (ml/kg except *ml/site)方法和剂量（毫升/千克*毫升/注射点除外Oral口腔SC皮下IP腹腔IM肌肉IV静脉(slow iv)Rabbit 兔子10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5)2 (10)Pig 猪10 (15) 1 (2) 1 (20)0.25 (0.5)2.5 (5)Dog 狗5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5)2.5 (5)注：•对于非水溶液制剂，必须考虑吸收时间，然后再进行下一次给药。
•每天肌注不超过2个点应该使用。
•皮下注射点应限制在每天2至3注射点。
•皮下注射不包括弗氏佐剂（见兔免疫指引）。
•列左侧的数字是打算作为一个推荐量为单个或多个剂量的指导。
第二组括号内的数字是可能的最大值。
实验动物学试题及答案
《实验动物学》复习题及答案小鼠的给药途径有那些？请演示一下答：灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。
皮下注射（sc）：常在背部皮下注射。
一手固定动物，另一只手注射给药。
腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45 度角刺入腹腔，进针约3～5mm。
肌内注射（im）：多注射后肢股部肌肉，如一人单独操作，以左手拇指和食指抓住小鼠头部皮肤，小指、无名指和掌部夹住鼠尾及一侧后肢，右手持注射器刺入后肢肌肉给药尾静脉注射（iv）：将动物固定，鼠尾巴露在外面，用70%～75%的酒精棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～50℃温水中。
待尾部左右静脉扩张后，左手拉着尾，右手进针请演示一下大鼠、小鼠的捉持、固定及灌胃给药答：（1）小鼠的捉持：捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于实验台或鼠笼上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的皮肤，将鼠置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。
（2）大鼠的捉持：大鼠的捉拿时，可戴上手套。
实验者可用右手捉住鼠尾，放在实验台或鼠笼上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
（3）灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。
3、大鼠的给药方法有那些？请演示一下常用的给药方法答：灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。
皮下注射（sc）：常在背部皮下注射。
一手固定动物，另一只手注射给药。
腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45 度角刺入腹腔，进针约3～5mm。
肌内注射（im）：多注射后肢股部肌肉。
如一人单独操作，以左手拇指和食指抓住小鼠头部皮肤，小指、无名指和掌部夹住鼠尾及一侧后肢，右手持注射器刺入后肢肌肉给药尾静脉注射（iv）：将动物固定，鼠尾巴露在外面，用70%～75%的酒精棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～50℃温水中。
药理学小鼠实验报告
一、实验目的1. 了解药理学实验的基本操作流程。
2. 掌握小鼠给药和采血的方法。
3. 观察药物在小鼠体内的药效和代谢过程。
4. 分析药物的毒副作用。
二、实验材料1. 实验动物：昆明种小鼠，体重18-22g，雌雄各半。
2. 实验药物：某新型抗炎药物（以下简称药物A）。
3. 实验仪器：电子天平、小鼠给药器、离心机、显微镜、恒温水浴锅、注射器、剪刀、镊子等。
4. 实验试剂：生理盐水、肝素钠、抗凝剂等。
三、实验方法1. 实验分组：将实验动物随机分为实验组（给予药物A）和对照组（给予生理盐水）。
2. 给药方法：采用灌胃给药法，实验组小鼠按体重给予药物A，对照组小鼠给予等体积生理盐水。
3. 观察指标：观察小鼠的生理指标（如体温、呼吸、心率等）、行为学指标（如活动、睡眠、摄食等）以及肝肾功能指标。
4. 采血与检测：分别在给药前、给药后1小时、2小时、4小时、8小时、12小时和24小时对小鼠进行尾静脉采血，检测血液中的药物浓度。
5. 组织学观察：对实验组小鼠和对照组小鼠的肝脏、肾脏进行病理学观察。
四、实验结果1. 生理指标：给药后，实验组小鼠体温、呼吸、心率等生理指标与给药前相比无显著差异，与对照组相比无显著差异。
2. 行为学指标：给药后，实验组小鼠活动、睡眠、摄食等行为学指标与给药前相比无显著差异，与对照组相比无显著差异。
3. 肝肾功能指标：给药后，实验组小鼠的肝肾功能指标与对照组相比无显著差异。
4. 药物浓度：给药后，实验组小鼠血液中的药物浓度随时间逐渐降低，给药后8小时基本降至给药前水平。
5. 组织学观察：实验组小鼠的肝脏、肾脏组织学观察与对照组相比无显著差异。
五、讨论1. 本实验结果表明，药物A在小鼠体内具有良好的耐受性，对小鼠的生理指标、行为学指标以及肝肾功能无明显影响。
2. 药物A在体内的代谢过程较快，给药后8小时基本降至给药前水平。
3. 本实验为药物A的临床应用提供了初步依据，为进一步研究药物A的药效和毒副作用奠定了基础。
实验动物给药途经和剂量的管理规范
Guidelines for the Administration of Substances, Including Routes andVolumes给药途经和剂量的管理规范一、目的提供常用实验动物的采血、给药方法的指导规范，同时最大限度地减少动物痛苦和我们的烦恼二、背景计量实验动物是必要的各种科学调查，以满足监管要求。
这些准则旨在突出必要的考虑因素，并找出潜在的问题，将改进的技术，构成良好实验室实践。
最恰当的注射方法和剂量（可能的最大剂量）Species 种类Route and V olumes (ml/g except *ml/site)方法和剂量（毫升/克*毫升/注射点除外) Oral口腔SC皮下IP腹腔IM肌肉IV静脉(slow iv)Mouse 小鼠0.01(0.05) 0.01(0.04) 0.02(0.8)0.05*(0.1)*0.005(0.025)Rat 大鼠0.01(0.04)0.005(0.015 )0.01(0.02)0.1* (0.2)*0.005(0.02),Species 种类Route and V olumes (ml/kg except *ml/site)方法和剂量（毫升/千克*毫升/注射点除外Oral口腔SC皮下IP腹腔IM肌肉IV静脉(slow iv)Rabbit 兔子10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5)2 (10)Pig 猪10 (15) 1 (2) 1 (20)0.25 (0.5)2.5 (5)Dog 狗5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5)2.5 (5)注：•对于非水溶液制剂，必须考虑吸收时间，然后再进行下一次给药。
•每天肌注不超过2个点应该使用。
•皮下注射点应限制在每天2至3注射点。
•皮下注射不包括弗氏佐剂（见兔免疫指引）。
•列左侧的数字是打算作为一个推荐量为单个或多个剂量的指导。
第二组括号内的数字是可能的最大值。
良好地实验动物给药和采血(包括途径和体积)要求规范指南设计
A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes andVolumes良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规指南Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5,David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 81Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce´dex, France法国Romainville Ce´dex 95235 Noisy路102号安万特公司8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement.关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals.该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。
实验小鼠给药与采血方法
实验小鼠给药与采血方法实验小鼠给药和采血是实验动物学中重要的实验操作，本文将详细介绍其中的方法和技巧。
实验小鼠给药是实验动物学研究中的重要环节。
正确的给药方法能够保证实验药物的正确投放和吸收，减少不必要的损失，提高实验的准确度和可靠性。
常见的小鼠给药方法包括：1. 饮水给药法饮水给药法是将药物溶解在小鼠饮用水中，让小鼠在饮水时进行自由摄取。
该方法操作简便，不需造口，适用于长期口服药物，长效治疗和组液注射等。
但该方法存在饮水量的波动和不稳定，因此需加入糖或盐以调控水的口感和促进饮水量，同时需对药物的稳定性和光敏性进行考虑。
2. 胃灌注法胃灌注法是将药物以液态形式通过硅胶管或灌胃管灌进小鼠口中，使其通过食管进入胃内。
该方法操作简单，可以精确控制药物的剂量和给药时间。
但该方法会造成不适和伤害，并可能引起呕吐反应，需对灌注量，灌入角度和灌注速度进行控制。
3. 腹膜注射法腹膜注射法是将药物注射到小鼠的腹膜腔内，并通过腹膜吸收进入血液循环系统。
该方法需对注射点，注射技术和药物剂量进行控制，可以减少药物的代谢和排泄，提高药物的利用率。
但该方法会造成一定的创伤和细胞损伤，需对注射量，注射时机和药物的准确性进行控制。
鼻腔给药法是将药物溶液通过鼻孔喷洒到小鼠的鼻腔内，再通过气道吸收进入血液循环系统。
该方法操作简便，可以克服口服和注射的局限性，适用于强效药物的给药和吸入药物研究。
但该方法存在对鼻腔的刺激和创伤，需对药物剂量和吸入速度进行控制和调节。
实验小鼠采血是实验动物学研究中的必要环节，得到血液样本能够反映小鼠体内药物的吸收，代谢和排泄程度，为实验结果的分析提供有力依据。
常见的小鼠采血方法包括：1. 轻微采血法轻微采血法是通过尾部切割，使血滴自然流出的方法，操作简单快捷，适用于采集小量血液的情况。
但该方法不能重复采集，在次数和时间上有很大的限制。
2. 悬胶胶体采血法悬胶胶体采血法是将小鼠的胶体中的血管挑选出来，以胶体替代原有的血管，实现血流畅通，并通过尾部切割获取血液样本的方法。
A good practice guide药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。
动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。
是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。
下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。
一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。
特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。
表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。
常见小鼠给药和采血方法
小鼠灌胃小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点：一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入；二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。
做的多了自然就熟练了。
具体操作过程如下：1. 准备灌胃针头。
一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。
但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。
2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。
抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。
因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。
3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。
灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。
（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。
）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。
4. 灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。
小鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。
常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。
2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
实验动物给药方法剂量
＜0.05
0.05～0.1 ml/只
0.2-0.8 ml/10g
0.05 ml／10g
<0.25 ml／10g
＜0.03
大鼠
1.0～4.0 ml／100g
0.5-1.0 ml/只
＜0.1
0.1～0.2 ml/只
1.0-2.0 ml／100g
0.5 ml/100g
<2.0
ml／100g
实验动物给药途径与方法
由实验目的、动物种类、药物类型决定
给药途径
注意事项
经口给药
胃容量负荷，禁食，药物温度
皮下注射
药物吸收速度和程度，不使用弗氏左剂
皮内注射
给药体积
腹腔注射
药物注入肠道，腹膜炎，注射液温度，多次给药时少用
肌肉注射
疼痛，伤及神经，局部炎症，药物吸收速度，多次给药避免在同一部位，每日注射部位不超过2个
1-20 ml/kg
2.5 ml／kg
<5 ml/kg
—
猴
5-15
ml／kg
1-3 ml／只
0.05～0.1
0.25～0.5 ml /kg
—
＜2 ml/kg
—
—
＜0.1
0.25～0.5 ml/kg
5.0-20 ml/kg
<2.5 ml／kg
<10ml /kg
0.2～0.3
犬
5～15 ml／kg
1-2 ml／kg
—
0.25～0.5 ml/kg
1.0-20 ml/kg
＜2.5 ml／kg
10～15 ml／kg
1-2 ml／kg
＜0.2
0.25～0.5 ml/kg
实验动物的给药容积
实验动物的给药容积1、口服法口服法给药很难准确掌握给药量，另外室温下易分解物质的给药，小量被检物质的给药，都很难准确平均填加。
2、灌胃法各种动物一次灌胃能耐受的最大容积如下：a小鼠A体重（g）>30 最大容积（ml）1.0；B体重（g）25～30 最大容积（ml）0.8；C体重（g）20～24 最大容积（ml）0.5；b大鼠A体重（g）>300 最大容积（ml）8.0；B体重（g）250～300最大容积（ml）6.0；C体重（g）200～249最大容积（ml）4.0～5.0 ；D体重（g）100～199 最大容积（ml）3.0；c豚鼠A体重（g）>300最大容积（ml）6.0；B体重（g）250～300 最大容积（ml）4.0～5.0；d家兔A体重（g）>3500最大容积（ml）200；B体重（g）2500～3500 最大容积（ml）150；C体重（g）2000～2400 最大容积（ml）100；e猫A体重（g）>3000 最大容积（ml）100～150；B体重（g）2500～3000 最大容积（ml）50～80；f狗体重（g）10000～15000 最大容积（ml）200～500。
3、注射法a皮下注射：小鼠药量为：0.1ml/10g～0.3ml/10g体重；b肌肉注射：小鼠每腿不超过1ml；c腹腔注射：小鼠一次腹腔注射量0.1ml/10g～0.2ml/10g体重；d静脉注射：大、小鼠一次注射量为0.05ml/10g～0.1ml/10g体重；e脑内注射：大、小鼠一次注射量为0.02ml～0.03ml；f椎管内注射：家兔一般注射量为：0.5ml～1.0ml；g淋巴囊内注射：蛙及蟾蜍皮下淋巴囊：0.25ml/只～1ml/只。
药理学动物实验基本方法
（1）正常对照组
① 要求 不加任何处理，指在正常条件下进行观察和对照，给药组如是灌胃给药，对照组应用灌 胃溶剂。
② 目的 对比观察模型是否成功；观察被试药能否使病理改变恢复正常。（2）阳性药对照 组
① 要求 所选药必须是药典所有的或国家批准的药，如用西药，则采用公认的， 疗效可靠的。
用左手托住兔 的臀部
家兔的固定方 式有腹卧式和 仰卧式两种
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实验者先抚摩， 逐步接近，勿 使其惊恐或将 其激怒。
用粗棉绳兜住 狗的下颌，并 在上颌打结 （勿太紧）。
实验动物的捉 拿.MPG
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•灌胃给药——兔
将兔放进固 定架 内，灌胃者用左 手拇指和中指挤 压兔两颊，将下 颌挤开使兔被动 张口。
豚鼠灌胃同 家兔
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右手将开口器 从一侧口角插 入口腔并固定。
胃管经开口器 的孔插入，向 前推进约15cm， 可达胃内。
在插管时应将 胃管另一端泡 在水中确认没 有冒气泡，即 可用注射器经
回抽有血即可
注射，拔针后 用棉球止血
豚鼠可用足背静 脉注射
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实验动物的 给药.MPG
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二、实验动物的采血
1
尾尖采血
眼眶静脉丛采血
2
断头采血
腹主动腹脉主动采脉血采血 心脏采血 静脉采血
——作为“个”位数。 (2) 0.5%中性红或品红溶液，可染
成红色。——作为“十”位数。
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实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
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药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。
动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。
是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。
下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。
一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。
特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。
表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。
肌肉内注射每天不能超过2次。
皮下注射每天限制在2~3个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。
b:每部位ml数。
c．无数据。
d．每一栏内有两组数字，左边的数字代表的是指导原则中适用于单次或多次给药时的给药体积。
右边括号内的数字代表的是可能的最大给药体积。
如果超过这个给药体积那么将会导致动物权益与实验的科学性之间产生矛盾。
在某些情况下，给药体积要与药典的要求相适应。
二、静脉内给药1.静脉推注：这种给药方式可使受试药在很短的时间内进入体内（大约在一分钟内）。
如此的快速注射要求试样与血液之间要能配伍且粘性不能太大。
当大体积的注射物质进入体内时，注射液应预热到动物体温水平。
对于啮齿类动物，给药速度不能超过3ml/min。
观察到把生理盐水以6 ml/kg给狗快速静脉内注射时（<1 min），犬的血细胞容量计、心率方面没有发现可观察到的改变，但是以20ml/kg 给药时，血液被稀释15%，且会出现短暂的心动过速。
2.静脉内缓慢注射：静脉缓慢注射是指注射过程超过5~10min，此时应使用蝶状针，或在浅静脉中留置静脉管套（短期），以便长时间内多次给药。
当给小鼠每日以1ml/min的速度，80ml/kg的给药量，连续静脉内注射等渗盐4天，经观察没有发现不良应激的显著体征以及肺损害。
但以0.25、0.5、1.0ml/min的速度给药且治疗时间延长至30天时，肺损害的严重程度和发生率增加。
在早期可能也会产生不良影响，但因时间较短，不足以观察到病理学改变。
3.连续输注：为了与临床用药一致,有时需连续静脉内输注。
在2小时内，单次给药的给药体积应小于循环血量的10%。
对动物有效固定但不激惹之，对于维持长时间输液来说是个关键的因素。
一次输注时总的持续时间也是一个因素。
表2提供了推荐使用的关于非连续输注给药（每天4小时）及连续输注给药（24小时）的给药体积、给药速度。
表2 重复静脉内输注的给药体积与速度(及最大给药体积与速度)每天输注小鼠大鼠兔*犬猴小型猪时间每日给药体积(最大给药总体积) (ml/kg)Hour - 20 - 20 - - 4Hour 96(192) 60(96) 24(72) 24(96) 60 2424输液速度(最大输注速度( (ml/kg/h)Hour - 5 - 5 - - 424 Hour 4(8) 2.5(4) 1(3) 1(4) 2.5 1（-）无数据,*基于致畸试验。
上表中有两个数据，第二个带括号的数据是推荐使用的最大体积。
家兔给药体积和速度的确定是基于对胚胎毒性的研究所得的数据，研究显示给予≥2ml/kg/h及以上体积（McKeon等1997），对胎儿无影响，但母体组织内会形成血管周围粒细胞套及增生的心内膜炎。
大鼠典型的输注速度是1~4ml/kg/h，但在胚胎毒性研究中最好不要超过2 ml/kg/h。
小鼠、狗、恒河猴和小型猪的给药体积均为重复给药一月的数据。
给药体积大时，溶媒的成分也很重要。
静脉输注时，溶媒不同时，动物所能耐受的最大体积有很大不同。
第二部分：动物实验中的采血途径与充许采血体积一、血液采集一般知识对动物的终末和非终末采血技术（如麻醉，取血体积）是有区别的，在以动物死亡为实验结束（终末实验）时的情况下采血与在清醒动物身上单次或多次采血的情况是迥然不同的。
在实验过程中减少动物的疼痛不安和获得预期实验结果一样重要。
这不仅是出于人道主义，而且也是良好科学实践所要求的内容。
因某一特定采血技术给动物带来的不安可能会使动物产生应激，而伴随应激反应出现的许多生化和生理上的改变会影响实验结果，如血中儿茶酚胺类、催乳素和糖皮质激素的升高会影响葡萄糖、红细胞数、白细胞数和细胞压积等一些代谢参数。
所以如果不能完全排除应激，那么也应将应激降至最小程度。
这不只是为动物考虑，也是为获得良好的科学数据。
在非终末采血中，不要抽血太多，因为取血过多会减少总血量而导致错误结果。
总血量的减少会使血红蛋白含量、氧转运能力和血压下降，同时使应激相关激素浓度升高，也可能进一步诱发其他变化，如胃粘膜坏死等。
非终末采血可分为单次和多次采血，单次采血量低于动物总血量的15％对动物不会有明显影响。
然而，若取血量为总血量的15％～20％时，则会出现心排血量或血压降低。
取总血量的30％～40％会引起缺血性休克。
若取血达40％可引起约50％的猪和大鼠死亡。
单次采血不超过动物总血量的15％时，可在3～4周后重复采血。
长期多次采血每24h不应超过总血量的1％(0.6 ml/kg/d)。
采集次数和（或）采血量过多则引起贫血。
对大、小鼠如采血量不超过0.1 ml 时，常用尾尖采血法。
眼眶静脉丛穿刺通常适用于无尾动物如仓鼠。
当尾静脉不能满足较大的采血量时，大、小鼠也可用此技术。
一般要求在麻醉下操作。
只有当没有别的方法的特殊情况下，2周后才能考虑在已恢复正常的动物的眼眶静脉丛再次取血。
这项技术应由训练良好的工作人员来操作，而且只能用动物的一只眼睛。
不赞成在无麻醉条件下，用眼球摘除法取血。
在毒代动力学研究中，大鼠采血可采用：尾静脉、趾脉管系、全麻下心脏穿刺、全麻下颈外静脉和颈总动脉插管。
兔和豚鼠可用耳缘静脉、颈静脉或隐静脉。
较大动物的采血可从浅表静脉进行（隐静脉、头静脉、颈静脉）二、循环血量血液总量取决于物种、性别、年龄、健康及营养状况。
对于同一种物种，较大动物单位体重的总血量比较小的动物要少，老龄和肥胖动物单位体重含总血量少于年轻和正常体重的动物。
一般情况下，总循环血量为55～77 ml/kg 体重。
采血量的最大限值的计算，主要依赖于关于循环血量的精确数据。
文献综述表明循环血量的数值有很大的差异，或许这可归因于所用的采血方法、动物品系和性别等方面的差别。
表3中给出了安全性评价研究中常用的不同种属动物的循环血量，以及在毒理学研究中极为常用的狨猴和小型猪的数据。
所列数值来源不同，但均为成年、健康和处于适当营养水平的动物。
表3：实验动物的循环血量血量（ml/kg）种属推荐均数 数值范围 小鼠 72 63-80大鼠 64 58-70家兔 56 44-70 狗（Beagle） 85 79-90猴（恒河猴） 56 44-67猴（短尾猴） 65 55-75 狨猴 70 58-82小型猪 65 61-68三、采血量当采血量接近最大限值时，实验动物的权益问题是首先应考虑的问题，但动物生理反应对研究结果的影响必须同时加以考虑。
因为它可能会影响数据的分析和数据的正确性。
采样前动物的临床症状，也是决定采血量的前提。
Scipioni等（1997）的工作表明在24小时内采血量达到大鼠总血量的40%且2周后重复，大体上看不出会有不良影响。
总之，关于动物采血后健康状况的关键性指标如心率、呼吸、激素水平及行为学改变的数据不多，而这些指标或许会在采血时发生变化以适应过度的采血。
但要在采血时研究这些指标的变化将需要付出极大的人力和物力。
然而，血液学参数是很容易测定的。
在一个小型的科研项目中，摸拟药动采血过程，对于体重250g左右的的雄性及雌性Sprague Dawley大鼠，每次采血0.3 ml，24小时内采占循环血量7.5%，11%，15%及20%的血量, 测定了采血前后的红细胞计数（RBC），血红蛋白浓度（HB），红细胞压积（HCT），红细胞平均容积（MCV）及红细胞分布范围（RDW）。
其后对动物进行了29天的观察.结果表明，这些参数回到基线水平所用的时间相当不同，在15%~20%的实验组，一些参数（MCV，RDW）在29天后仍旧没有回到基线水平。
本文推荐的多次取样后的恢复时间，是所有大鼠采血后血量均恢复至采血前的“正常”水平加减10%的时间。
单次取样（诸如要求进行常规毒理研究）推荐不超过15%，因超过15%且抽血不是很缓慢的话，可能引起低血容量性休克。