基因敲除小鼠的实验流程
基因敲除小鼠（Knockoutmice）制备技术方法
基因敲除小鼠（Knockoutmice）制备技术方法基因敲除小鼠，人们使用复杂的方法使小鼠体内的某一个基因不表达，从而使小鼠呈现这个基因缺失的状态，可用于研究这个基因的功能。
但如果某个基因功能特别重要，这个基因缺失可能具有胚胎致死性，那我们就无法得到这种基因敲除的小鼠了，于是人们发明了条件性基因敲除技术。
这一技术可以实现在特定的时间、特定的细胞或组织内使某个基因沉默。
方法是首先在目的基因（就是打算敲除的那个基因）的两侧分别插入一段名为LoxP的DNA序列（LoxP序列是一段34bp的DNA序列，两端的13个碱基为回文序列，中间的8个碱基决定LoxP的方向。
然后我们需要用到一种带有Cre酶的转基因小鼠了。
Cre重组酶于1981年从P1噬菌体中发现，属于λ Int酶超基因家族。
Cre重组酶基因编码区序列全长1029bp（EMBL数据库登录号X03453），编码38kDa蛋白质。
是一种位点特异性重组酶，能介导两个LoxP位点（序列）之间的特异性重组，使LoxP位点间的基因序列被删除或重组。
LoxP（locus of X-over P1）序列来源于P1噬菌体，是有两个13bp反向重复序列和中间间隔的8bp序列共同组成，8bp的间隔序列同时也确定了LoxP的方向。
Cre 在催化DNA链交换过程中与DNA共价结合，13bp的反向重复序列是Cre酶的结合域。
其序列如下：5' - ATAACTTCGTATA - ATGTATGC - TATACGAAGTTAT - 3'3' - TATTGAAGCATAT - TACATACG - ATATGCTTCAATA - 5'Cre-LoxP系统的特性Cre重组酶介导两个LoxP位点间的重组是一个动态、可逆的过程，可以分成三种情况：1、如果两个LoxP位点位于一条DNA链上，且方向相同，Cre重组酶能有效切除两个LoxP位点间的序列；2、如果两个LoxP位点位于一条DNA链上，但方向相反，Cre重组酶能导致两个LoxP位点间的序列倒位；3、如果两个LoxP位点分别位于两条不同的DNA链或染色体上，Cre酶能介导两条DNA链的交换或染色体易位。
基因敲除小鼠的制作方法
基因敲除小鼠的制作方法基因敲除小鼠是一种常用的遗传工具，在科学研究中被广泛应用于功能基因组学和疾病模型研究。
基因敲除是指通过特定技术手段，将小鼠体内的目标基因完全沉默或失活，从而研究该基因在发育、生理以及疾病机制中的功能。
本文将介绍基因敲除小鼠的制作方法，包括设计目标基因的敲除载体、胚胎干细胞的筛选和注射、外显子敲除策略的选择等。
1.设计目标基因的敲除载体敲除载体是嵌入目标基因的重要工具。
它通常包含正向与反向的同源臂（homology arms）以及选择标记（如抗生素抗性基因）。
同源臂的长度通常在2-5 kb之间，确保在同源重组时准确而有效地替代目标基因。
此外，敲除载体中还应该包含可诱导甲基化的Cre-loxP重组体系或者FLP-FRT重组体系，以用于后续的基因定向敲除或基因重新组装。
2.筛选胚胎干细胞胚胎干细胞是从内胚层发育而来的多潜能细胞，可以分化为整个鼠体的各种组织和器官。
敲除载体首先需要通过电转或霰粒枪等手段转染到胚胎干细胞系中。
转染后，胚胎干细胞需要进行抗生素筛选，以过滤未转染的细胞。
为了确保目标基因的敲除率，可以使用增强绿色荧光蛋白（eGFP）等标记基因，通过荧光显微镜观察转染细胞的表达情况。
3.敲除载体注射到小鼠受精卵中一旦确认胚胎干细胞中存在敲除载体，接下来就是将胚胎干细胞植入小鼠受精卵。
这个步骤一般由经验丰富的研究人员或者专业公司进行。
首先，选择合适的受精卵（通常为C57BL/6J小鼠品系），然后利用显微操作技术，将敲除载体注射到受精卵的核酸注入腔。
注射后，将受精卵转入对应营养液中培养一定时间，以期达到最佳着床率。
4.敲除鼠胚移植到配子体内经过培养后，将敲除的胚胎植入雌性激素准备好的代孕小鼠（通常为白色的株系，如ICR）。
移植后，将代孕小鼠继续养育，直至分娩。
5.验证敲除小鼠的敲除效果通过提取敲除小鼠的DNA，可以利用PCR、Southern blot和DNA测序等技术验证敲除效果。
基因敲除小鼠的实验流程
基因敲除小鼠的实验流程
一、前期准备
1、检索标记基因：采用全基因组测序技术或大规模基因组关联分析法筛选出敲除对研究有重要作用的基因；
2、设计敲除构建：根据筛选出的基因特异性序列，对基因进行深入分析，结合已有研究成果，根据基因的功能和结构确定可有效敲除的基因结构模型；
3、制备修饰质粒：根据设计模型，制备适当的质粒，使其具有足够的重组能力和具有全套的特异性对象；
4、选择载体：选择合适的载体（含有敲除的质粒），使敲除的基因更容易被载入小鼠细胞中进行修饰；
二、基因敲除实验
1、小鼠胚胎动物模型：小鼠胚胎是敲除小鼠研究的传统动物模型，采用小鼠母体体外受精，利用载体质粒将敲除基因引入胚胎，敲除的基因将被遗传给后代小鼠；
2、小鼠嵌合体模型：采用基因修饰技术将敲除基因嵌入小鼠细胞的质粒，多功能的抗体定位蛋白可以用来将质粒载入小鼠细胞，利用抗体定位系统，将修饰的嵌入小鼠胚胎，诱导而成嵌合体，使敲除的基因能够传递给后代；
3、选择敲除后的小鼠：将敲除实验的小鼠孵化。
基因敲除小鼠的制作方法
一、常规基因敲除鼠( Conventional Knockout )常规基因敲除是通过基因打靶，把需要敲除的基因的几个重要的外显子或者功能区域用 Neo Cassette 替换掉。
这样的小鼠其全身所有的组织和细胞中都不表达该基因产物。
此类基因敲除鼠一般用于研究某个基因在对小鼠全身生理病理的影响，而且这个基因没有胚胎致死性。
二、条件性基因敲除小鼠( Conditional Knockout )条件性基因敲除小鼠是通过基因打靶，把两个 loxP 位点放到目的基因一个或几个重要的外显子的两边。
该小鼠和表达 Cre 酶小鼠杂交之前，其目的基因表达完全正常。
当和组织特异性表达 Cre 酶的小鼠进行杂交后，可以在特定的组织或细胞中敲除该基因，而该基因在其他组织或细胞表达正常。
条件性基因敲除鼠适用范围为：( 1 )该基因有胚胎致死性；( 2 )用于研究该基因在特定的组织或细胞中的生理病理功能。
三、基因敲入小鼠( Knockin )基因敲入小鼠是通过基因打靶，把目的基因序列敲入到小鼠的相应基因位点，使用小鼠的表达调控元件指导目的基因表达。
此类基因敲入鼠一般用于药物的筛选，信号通路的研究等。
一、 ZFN 技术制作基因敲除鼠ZFN 能够识别并结合指定的基因序列位点，并高效精确地切断。
随后细胞利用天然的DNA 修复过程来实现 DNA 的插入、删除和修改，这样研究人员就能够随心所欲地进行基因组编辑。
这在过去是无法想象的，传统的基因敲除技术依赖细胞内自然发生的同源重组，其效率只有百万分之一，而 ZFN 的基因敲除效率能达到 10% 。
利用这些技术进行小鼠基因的定点敲除和敲入，可以把时间从一年缩短到几个月。
这项技术中设计特异性的 ZFN 是最关键的环节，目前研究者采用计算生物学方法设计高特异性的 ZFN，但 ZFN的脱靶( off target )，也就是把不该切的地方切了的问题仍是一个挑战。
也正因为这个原因，利用 ZFN 技术进行小鼠的基因修饰还无法完全取代传统技术。
课题-基因敲除小鼠的pcr鉴定
一、技术介绍与研究进展转基因、基因敲入/敲除动物技术已经成为现代生命科学基础研究和药物研发领域不可或缺的重要技术，该技术从上世纪七八十年代诞生以来，至今已有近四十年的历史，经典技术如DNA原核显微注射、胚胎干细胞显微注射技术一直以来经久不衰，在小鼠模型构建方面日趋完善，并且如同剪切酶和抗体等常规分子生物学试剂的制备技术一样，逐渐从基础研究实验室转向商业模式，成为一项高度标准化的新兴产业，催生了数以百计的创新药物和数以千计的优秀文章。
尽管如此，传统技术仍然存在一些难以克服的缺陷，如步骤繁琐、周期漫长、成功率低、费用高昂等，而ZFN和TALEN 等新技术的出现，或有可能将这一局面彻底改变。
二、同源重组技术原理基因敲除鼠技术是上世纪80年代中后期基于DNA同源重组的原理发展起来的，Capecchi和Smithies在1987年根据同源重组（homologous recombination）的原理，首次实现了ES的外源基因的定点整合（targeted integration），这一技术称为"基因打靶"（gene targeting）或"基因敲除"（gene knockout），利用这种ES的显微注射就可以制作出基因敲出小鼠（KO Mice: knockout mice）;由于这一工作，Capecchi和Smithies于2007年与Evans分享了诺贝尔医学奖。
同源重组（homologous recombination）定义：是指发生在姐妹染色单体（sister chromatin) 之间或同一染色体上含有同源序列的DNA分子之间或分子之内的重新组合。
在基因敲除小鼠制作过程中，需要针对目的基因两端特异性片段设计带有相同片段的重组载体，将重组载体导入到胚胎干细胞后外源的重组载体与胚胎干细胞中相同的片段会发生同源重组，如图1所示：图1.基因敲除鼠制作同源重组原理示意图三、制作流程图2.基因敲除鼠制作过程示意图1. Knockout载体设计与构建根据研究项目具体情况和要求把目的基因和与细胞内靶基因特异片段同源的DNA 片段都重组到带有标记基因(如neo 基因，TK 基因等)的载体上，成为重组的Knockout载体。
【干货】基因敲除小鼠鉴定方法
【干货】基因敲除小鼠鉴定方法
1、基因敲除阳性鼠的鉴定
在敲除的片段两端设计引物，扩增后电泳。
理论上敲除成功的小鼠扩增出的片段大小=野生型小鼠的片段大小－敲除的片段大小，所以可通过电泳图的条带大小来进行鉴别，但实际上，若敲除的片段过大，有的酶是扩增不出来野生型片段的，比如有的酶，1.5K以下基本可以P出条带，大于1.5K的大部分是P不出的，所以当野生型的条带无法扩增时，这对引物就不能鉴定纯杂合了。
1.1、野生型片段扩增不出来时
敲除的片段较大时，野生型相应的片段往往扩增不出来。
电泳结果若是无条带，则为野生型；若是只有一条条带，则为敲除小鼠（纯合或杂合）。
PS:条带大小=野生型片段大小-敲除片段大小
1.2、野生型片段可以扩增出来时
假设
条带1大小=野生型条带大小
条带2大小=野生型片段大小-敲除片段大小
当野生型的片段可以扩增出来时，电泳结果若是只有条带1，则为野生型；若是既有条带1又有条带2，则为杂合敲除小鼠；若是只有条带2，则为纯合敲除小鼠。
所以这种情况就不需要再设计引物鉴定纯杂合了。
TALEN-小鼠-基因敲除流程
Step2 构建TALEN打靶载体
通过FastTALETM一步连接法完成TALEN载体的构建
上游引物测序结果比对
下游引物测序结果比对
Step3 细胞水平TALEN活性验证
Day1:小鼠3T3细胞铺板 筛选出一对高活性的 TALEN质粒用于后续实验 Day2：Fugene 共转TALEN 左右臂质粒和EIP质粒 ①PCR产物测序结果 查看套峰
Day3:药物筛选 （puromycin, 1μg/ml）
②PCR产物进行TA克隆 测序，计算突变率
Day6:收集剩余细胞, 抽基因组DNA
PCR靶向序列片段， 扩增出500bp左右
在靶位点上下游设计PCR引物，对打靶后的细胞基因组 DNA进行PCR
PCR-F >200bp TALEN-L >200bp
Step5 胚胎注射mRNA
TALEN左右臂 mRNA按1:1 比例混合
注射至一细胞 期受精卵 细胞质中
37℃培养24h 至二细胞期
移至代孕雌鼠 中，至小鼠 出生（3周）
注射浓度 300-500 ng/ul 注射体积：5-15 pl
Step6 F0代突变体小鼠检测
F0代小鼠剪尾， 抽提基因组DNA T7E1酶切鉴定法： 剪小鼠的尾巴或脚趾 提取基因组DNA PCR靶向基因序列 PCR扩增靶基因位点 PCR产物于94℃失活、50-60℃退火 T7E1酶切鉴定PCR 产物，进行初步筛选
注：图中第一排WT为原始序列，---表示缺失，红色为插入或置换。
Step4 体外转录生成mRNA
TALEN质粒线性化
根据载体所带启动子选择 相应试剂盒进行体外转录
mRNA浓度、纯度检测
原核启动子：sp6或T7 mRNA转录后的大小检测： 若片段大于1.5kb可用琼脂糖凝胶电泳检测；若片段较小，建议用聚 丙烯酰胺凝胶电泳检测。
基于CRISPR Cas9技术基因敲除小鼠(Cas9-KO)的制作方法-2018-2-28
基于CRISPR Cas9技术基因敲除小鼠（Cas9-KO）的制作方法一、CRISPR/Cas9靶向基因敲除小鼠制作的基本技术原理：通过CRISPR/Cas9基因敲除技术，crRNA通过碱基配对与tracrRNA（trans-activating RNA）结合，形成双链RNA。
这一tracrRNA:crRNA二元复合体指导Cas9蛋白在crRNA引导序列靶标的特定位点剪切双链DNA。
在与crRNA引导序列互补的位点，Cas9蛋白的HNH核酸酶结构域剪切互补链而Cas9 RuvC-like 结构域剪切非互补链，实现敲除目的基因的功能，制备基因敲除小鼠模型。
二、具体步骤如下：一）模型制作策略制作：利用生物信息学手段(NCBI&IMPC&MGI)，分别仔细分析目的基因敲除后小鼠的生存能力及繁育能力，并结合邻近基因的影响，最终选择合适的敲除区域进行敲除方案的设计，出具相应的制作策略。
二）载体的设计和构建：使用麻省理工学院的CRISPR Design工具（/），依据中靶Score的高低及脱靶Score的高低设计一对长度为20bp的针对靶标DNA的寡聚核苷酸链序列用于制备sgRNA，并在该靶区域设计引物用于后续阳性小鼠的基因鉴定。
1、制备sgRNA的实验方法步骤：1）线性化pUC57-GDNA-T7载体中提pUC57-GDNA-T7载体，用BsaI线性化过夜。
胶回收保存备用。
2）引物退火及加磷酸将上下游引物（干粉）稀释，再进行引物退火及加磷酸。
3）连接&阳性菌落筛选取步骤二中的加磷酸产物与线性化载体pUC57-GDNA-T7进行连接，该连接反应在干式恒温器中进行。
对连接产物进行转化，涂板，37°C培养箱过夜培养。
再用PCR&测序的方法筛选阳性克隆，再将测序正确的克隆进行甘油菌保种，-80°C保存备用4）制备转录模板以构建好的sgRNA载体为模板进行PCR扩增，将PCR产物切胶回收，回收产物离心后倒掉上清留DNA沉淀，再溶解DNA。
基因敲除小鼠
基因敲除小鼠摘要基因敲除小鼠是一种常用的实验动物模型，可以帮助科学家研究基因在生物体发育和功能中的作用。
本文将介绍基因敲除小鼠的定义、用途以及常用的敲除方法，帮助读者了解基因敲除小鼠在生物学研究中的重要性和应用。
引言基因敲除小鼠是指通过干扰或删除特定基因，使小鼠体内该基因表达受到抑制或消失的实验模型。
这种模型被广泛应用于基因功能研究、疾病机制研究以及药物开发等领域。
基因敲除方法基因敲除小鼠的制备有多种方法，其中最常用的是胚胎干细胞敲除和CRISPR/Cas9系统。
胚胎干细胞敲除胚胎干细胞敲除是一种传统的基因敲除方法。
首先，从小鼠胚胎中获得胚胎干细胞，然后通过基因转染或基因突变等方式，使目标基因发生敲除突变。
最后，将敲除的胚胎干细胞注入到早期小鼠胚胎中，形成敲除小鼠。
CRISPR/Cas9系统CRISPR/Cas9系统是一种新兴的基因编辑技术，已经在基因敲除小鼠制备中得到广泛应用。
该系统利用Cas9核酸酶和特定的引导RNA来定向切割目标基因的DNA链，从而导致基因发生敲除或突变。
基因敲除小鼠的应用基因敲除小鼠在生物学研究中有着广泛的应用，以下是其中几个重要的应用领域：基因功能研究通过敲除特定基因，科学家可以观察与该基因相关的表型变化，从而揭示该基因在生物体发育和功能中的作用。
这对于揭示基因调控网络、疾病机制的研究具有重要意义。
疾病模型研究基因敲除小鼠常被用来构建各种疾病模型，如癌症、心血管疾病等。
这些模型可以模拟人类疾病的发生和发展过程，为相关疾病的研究提供了有力的工具。
药物开发基因敲除小鼠在药物开发中也起着重要的作用。
通过敲除特定基因可以观察药物对目标基因的影响，从而评估药物的疗效和安全性。
结论基因敲除小鼠是一种重要的实验动物模型，被广泛应用于基因功能研究、疾病模型研究以及药物开发等领域。
不同的敲除方法可根据具体实验需求选择使用。
基因敲除小鼠在解析基因功能、揭示疾病机制和评估药物疗效方面发挥着重要的作用，为生物学研究提供了强大的工具。
基因敲除小鼠
neo、tk基因均被保留 对G418有抗性，对GANC敏感
2.基因敲除技术步骤
2.4 基因敲除小鼠的产生 2.4.1 将中靶的ES细胞注入到BALB/c小鼠囊胚，接种到新的培养皿中进行培养。 2.4.2 将正常发育含ES细胞的囊胚移植入受体小鼠子宫内 2.4.3 嵌合体小鼠的鉴别：通过观察小鼠被毛的颜色就可确定嵌合体小鼠。 2.4.4 基因敲除小鼠的制备：因为在同源重组过程中，ES细胞的2条染色体中一般只有1条进行重组，得到嵌合 体小鼠后，还要经过至
甚至发现有健康不良者或逃出笼外 , 其它鼠也最好淘汰 , 这种动物不宜用于繁殖。
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少2代的繁育过程才能得到基因敲除小鼠。
二、
基因敲除小鼠的基因型鉴定
1.利用PCR和琼脂糖凝胶电泳鉴定
1.1 提取小鼠尾部DNA组织 1.2 PCR扩增与琼脂糖凝胶电泳鉴定基因型
1.2.1 针对不同的Fam172a+/-，Fam172a-/-，WT设计不同的引物 1.2.2 采用PCR仪进行扩增：变性→退火→延伸 1.2.3 取PCR扩增产物进行琼脂糖凝胶电泳 1.2.4 根据凝胶成像仪中的条带鉴别基因型 可能的结果分析 Fam172a+/-出现两条带，Fam172a-/-只出现一条带，WT出现一条带，但Fam172a-/-和WT出现的位置不 同。
细胞筛选出来， 目前常用的筛选方法有正负双向选择法。
正负双向选择法
neo基因保留，tk基因被切除 对G418和GANC都有抗性
筛选出中靶ES
靶向载体
neo:正向选择基因。具有新霉 素(G418)抗性，其在发生随机 组合和同源重组的细胞中都可 以表达。 HSV-tk：负向选择基因。在发 生同源重组时别剪切掉，发生 随机组合时被保留。tk基因可 使无毒的丙氧鸟苷（GANC） 转化为毒性核苷酸而杀死细胞。
基因敲除小鼠制备的流程
基因敲除小鼠的制备流程基因敲除小鼠已经成为现代生命科学基础研究和药物研发领域不可或缺的实验动物模型，在生命科学、人类医药和健康研究领域中发挥着重要的作用。
基于胚胎干细胞的基因打靶技术、EGE技术（基于Crispr cas9技术）是当下比较火热的基因敲除小鼠制备技术。
利用这两种技术制备基因敲除小鼠的流程是什么样的？一、基于胚胎干细胞的基因打靶技术制备基因敲除小鼠的流程：1.课题设计，订购课题BAC菌；2.按照课题设计，完成打靶载体设计和构建；3.将重组载体电转到胚胎干细胞中，用G418筛选转染后的胚胎干细胞，得到阳性克隆；4.进一步通过PCR和southern blot杂交技术（基因敲除小鼠检测金标准）对上一步得到的阳性克隆进行筛选，得到稳定整合外源基因的胚胎干细胞阳性克隆；5.将胚胎干细胞阳性克隆注射到小鼠囊胚中，并植入到假孕小鼠的子宫内；6.得到嵌合鼠，并获得F1阳性杂合子小鼠。
基于胚胎干细胞的基因打靶技术制备基因敲除小鼠是目前为止唯一一个可以满足几乎所有基因组修饰要求的打靶技术，但目前只应用在小鼠的基因敲除上，而且其周期长工作量大。
二、利用EGE技术（基于Crispr cas9技术）制备基因敲除小鼠的流程1.设计构建识别靶序列的sgRNA;2.设计构建致靶基因切割的EGE系统载体质粒；3.利用百奥赛图自主开发的UCA试剂盒对sgRNA/Cas9进行活性检测；4.设计构建打靶载体；5.体外转录sgRNA/Cas9 mRNA;6.小鼠受精卵原核注射sgRNA/Cas9 mRNA和打靶载体；7.获得Fo代小鼠，利用PCR对Fo代小鼠进行基因型鉴定；8.获得F1代小鼠，利用PCR和southern blot杂交技术（基因敲除小鼠检测金标准）对F1代小鼠进行基因型鉴定。
虽然EGE技术（基于Crispr cas9技术）制备基因敲除小鼠看似比基于胚胎干细胞的基因打靶技术制备基因敲除小鼠流程繁琐，其实不然，EGE技术（基于Crispr cas9技术）系统构建简单，基因敲除/敲入效率高，速度快，可实现多基因、多物种基因敲除/敲入，最快2个月即可得到F0代阳性鼠，5个月得到F1F1代杂合子小鼠。
基因敲除：我的老鼠只有我懂
基因敲除：我的老鼠只有我懂作者：遥遥（转载请注：解螺旋·医生科研助手）如果是在做动物实验，而且是基因敲除鼠的实验，那么就会做大批量的小鼠基因型鉴定试验，来确定自己小鼠的基因型，然而，再做实验的过程中往往会出现一些意想不到的结果，我作为一只实验狗在这里为大家提一点点小建议。
提取DNA1、组织提取DNA 剪下老鼠0.5-1.2cm尾巴或者耳朵或者称取20mg组织样本，将样本剪碎放在1.5ml的EP管中。
2、在每个EP管中加入275微升的裂解液（我们实验室使用的是promega的试剂盒）将加入裂解液的组织放在55摄氏度的水浴箱中过夜（16—18h）裂解完全的标志是组织完全溶解。
3、第二天振荡每一个EP管，混匀后再离心，转速13000rmp时间是3分钟，取上清分离毛发，将取的上清加到柱型管中（有滤网的小柱型管，柱型管套装在1.5的EP管中）。
4、在每个柱型管中加入250微升的Wizard SV lysis Buffer，此裂解液需要提前水浴30min，55摄氏度。
5、离心3min 转速13000rpm ，倒掉滤液。
6、在每个管中加入650微升wash solution 离心1min转速13000rpm，这一步骤重复四遍，每一次都弃去管底的废液。
7、4次洗完之后，什么都不加再离心一次，1min 转速13000rmp。
8、离心之后取出，放入到新的EP管中，每一个EP管中加入50微升Nuclease-free-water（无核酸酶水）需要提前水浴30min中55摄氏度。
加的过程中要充分覆盖管底，静置2min，离心2min，保留EP 管中的液体，此步骤重复两次。
（如果要搁置需要保存在-20冰箱中）。
自此DNA已经提取完成。
显影1、将获得的液体加入PCR混合液中，凝胶电泳，鉴定基因型。
PCR混合液的配制方法ddH2O 9.5微升，Taq12.5微升，上游引物0.5微升，下游引物0.5微升。
每一个EP管中的总量是24微升，提取的DNA 只加1微升。
基因敲除小鼠制作的基本流程
基因敲除小鼠制作的基本流程(一)基因打靶载体的构建基因打靶载体的基本结构：中间为正筛选基因和相关序列，左右分别为长短同源臂以及在长同源臂外为负筛选基因。
设计载体时，需要在打靶位点两侧分别设计一段大小为几kb长度的同源臂，用于同源重组。
大家普遍认为同源臂越长，重组效率越高。
不过，也有研究用不到1kb的同源臂完成实验，而同时也有研究证实同源臂长度超过8kb后对于同源重组效率的提高就不再有明显的提高作用。
同源重组效率最主要还是由目标位点和打靶基因周围序列决定的，所以研究者现在普遍采用一长一短的适中长度同源臂设计方式，便于后期用PCR 进行筛选以及最终的DNA印迹(southern blotting)检测确认打靶是否成功。
短同源臂长度为2～3kb，而长同源臂为4～6kb。
(二)ES细胞基因打靶和中靶克隆的筛选目前使用的小鼠ES细胞主要来源于129、 C57BL/6和BALB/c背景的小鼠。
研究者们将同源重组应用到ES细胞中从而获得了定点基因修饰的目的，通过将DNA片段导入细胞中，利用片段上的宿主细胞同源臂进行同源重组，将目的基因置换插入细胞基因组中整合表达。
在ES细胞中进行同源重组需要将打靶载体进行线性化后，通过诸如电转染(electroporation)、核转染等手段导入细胞中，研究已经证明线性化载体更有利于同源重组的发生。
目前，基因打靶事件的确定通常是首先用PCR反应筛选中靶的ES 细胞克隆。
PCR引物的设计原则是一个引物位于同源臂外，另一个引物位于载体内。
用PCR扩增同源臂短臂，成功的基因打靶克隆会有扩增产物出现。
阳性克隆还需要Southem blotting分析进一步验证。
确定正确后，用于下一步的ES细胞显微注射，一体以产生嵌合体小鼠。
(三)ES细胞克隆的胚胎显微注射和胚眙移植筛选得到的中靶细胞通过显微注射的方式注入到囊胚期胚胎的囊胚腔中，然后将囊胚移植到如假孕母鼠体内，从而产生子代嵌合小鼠。
(四)基因敲除小鼠培育嵌合小鼠需与野生型小鼠交配，以实现基因修饰生殖系传递。
T7E1酶切法进行基因敲除小鼠的基因型鉴定
T7E1酶切法进⾏基因敲除⼩⿏的基因型鉴定
T7E1酶切法进⾏基因敲除⼩⿏的基因型鉴定：
下⾯是举例：
T7E1酶切法检测突变体⼩⿏实验步骤：
1、PCR扩增target site周围序列（⼀般设计500bp左右， target site 最
好不位于中央，这样将酶切出两条⼤⼩不同的带）。
2、将实验组与对照的PCR产物按如下体系进⾏退⽕处理（95℃5min，⾃然
冷却⾄室温）
3、
理中，37℃反应30min后跑2%的琼脂糖凝胶电泳检测分析突变效果。
根据TALEN形成的突变位置和PCR引物的位置，PCR产物为642bp, 若发⽣突变后，⽤T7E1酶切，将产⽣约为：520bp和120bp的两条突变型的带。
下⾯三种情况来判断⼩⿏或细胞为野⽣型、杂合⼦、纯合⼦
1）纯合⼦⼩⿏：样品⼩⿏的PCR产物⾃我杂交，经T7E1酶切，只有⼀种带型（与野⽣型带⼤差不多）；⽽样品⼩⿏的PCR 产物与野⽣型⿏PCR产物杂交，出现两种带型（突变体带+野⽣型带）。
2）杂合⼦⼩⿏：样品⼩⿏的PCR产物⾃我杂交，经T7E1酶切，出现两种带型（突变体带+野⽣型带）；⽽样品⼩⿏的PCR产物与野⽣型⿏PCR产物杂交，也出现两种带型（突变体带+野⽣型带）。
3）野⽣型⼩⿏：样品⼩⿏的PCR产物⾃我杂交，经T7E1酶切，只有⼀条带；⽽样品⼩⿏的PCR产物与野⽣型⿏PCR产物杂交也出现⼀种带。
基因敲除小鼠的实验流程
基因敲除小鼠的实验流程1.设计基因敲除小鼠实验方案在开始实验之前，需要明确研究目的，确定需要敲除的基因，并设计相应的实验方案。
一般可以使用 CRISPR-Cas9 系统来实现基因敲除，在设计基因敲除实验方案时，需要选择合适的 sgRNA 序列，以及设计恰当的引物用于检测突变。
2.获得基因敲除小鼠的胚胎干细胞为了实现基因敲除，需要获得基因敲除小鼠的胚胎干细胞。
一种常用的方法是利用胚胎干细胞对外源DNA的高度易感性，将敲除基因的质粒DNA转染到小鼠胚胎干细胞中。
3.筛选敲除基因的胚胎干细胞株系将转染了敲除基因的胚胎干细胞以悬浮培养的方式进行培养，培养一段时间后，利用一定的筛选条件来筛选出含有敲除基因的胚胎干细胞株系。
筛选条件可包括对抗生素的使用或筛选标记基因的表达。
4.制备敲除基因小鼠的固定胚胎干细胞系通过体外培养，将敲除基因的胚胎干细胞系定植在培养皿上，培养数代以后，将其冻存，以备后续的实验使用。
5.实施敲除基因小鼠的胚胎干细胞基因改造将固定的胚胎干细胞系重新激活，转染 Cas9 和 sgRNA，利用CRISPR-Cas9 系统使这些细胞具有敲除基因的突变。
6.识别敲除基因的胚胎干细胞阳性克隆株对转染了 Cas9 和 sgRNA 的胚胎干细胞进行筛选，通过 PCR、Western blot、Southern blot等技术方法识别出敲除了目标基因的阳性克隆株。
7.将敲除基因的胚胎干细胞注入小鼠的早期胚胎取出已受精的小鼠卵母细胞，利用显微操作将敲除基因的胚胎干细胞注入到小鼠的早期胚胎中。
利用体外受精或者通过体内或体外的胚胎移植方式将基因敲除干细胞注入受体小鼠。
8.制备基因敲除小鼠的嵌合小鼠将已注入敲除基因的胚胎干细胞的受体小鼠进行嵌合以产生基因敲除小鼠。
嵌合可以通过体内或体外的胚胎移植方式进行。
9.筛选识别基因敲除小鼠对产生的嵌合小鼠进行筛选，确认敲除基因是否成功。
可以通过 PCR、Western blot、Southern blot等技术方法对小鼠体细胞或组织进行分析。
基因敲除鼠 方法
基因敲除鼠方法
基因敲除鼠是一种利用基因编辑技术实现的实验动物模型。
它是通过对小鼠胚胎干细胞进行基因编辑，使其基因组中的目标基因发生永久性的敲除，从而实现对该基因功能的研究。
以下是基因敲除鼠的具体方法：
1.设计合适的基因编辑工具：选择合适的RNA引物或合成具有特定剪切酶活性的酶，如CRISPR/Cas9系统。
2.制备适当的DNA和RNA（或Cas9/sgRNA复合物）：将DNA或RNA分别转染到小鼠胚胎干细胞中，使其与靶基因发生靶向切割或插入。
3.筛选和鉴定：筛选和鉴定敲除细胞，将敲除细胞移植到小鼠胚胎中，培育出敲除小鼠。
4.对敲除小鼠进行验证：通过PCR或转录组分析等技术，确认敲除小鼠已经成功实现，从而得到目标基因敲除的实验动物模型。
需要注意的是，敲除基因会对小鼠的生理和行为表现造成影响，因此需要进行更加详尽的生理和行为分析，确保研究结果的可靠性。
小鼠基因敲除的基本步骤
小鼠基因敲除的基本步骤小鼠基因敲除听起来可能有点复杂，但别担心，我来给你简单明了地讲讲这个过程，顺便还想聊聊小鼠这个家伙的可爱之处。
首先，咱们得知道，基因敲除就是把某个特定基因给“关掉”，这样就能研究这个基因对小鼠的影响，简而言之，就是给科学家们提供了一扇观察基因如何工作的窗子。
1. 准备工作1.1 选择目标基因在一切开始之前，科学家得先决定要敲除哪个基因。
这个就像选口味一样，你可以选择巧克力、香草，还是草莓？每个基因都有自己的“性格”，而你要的就是找到那个特别的、让你心动的。
为了决定哪个基因最重要，科学家们通常会做一些文献调研，看看过去的研究成果，找出哪些基因和疾病、行为等方面有关系。
1.2 制备小鼠胚胎干细胞一旦选定了目标基因，接下来就要制备小鼠胚胎干细胞。
这些细胞就像是小鼠未来的“小宇宙”，能够发展成任何细胞。
科学家们会取小鼠的胚胎，经过一系列的处理，把这些细胞培养出来。
想象一下，就像是种花一样，浇水、施肥，让它们茁壮成长。
不过，咱们这次不是为了观赏，而是为了科学实验！2. 基因编辑2.1 设计靶向载体这一步就有点像是制作一张地图，科学家要设计一个靶向载体，把这个载体引导到目标基因的位置。
这个载体就像是一个快递包裹，里面装着“关掉”目标基因的指令。
科学家们利用一些分子生物学的技术，把这个载体制作好，准备在小鼠胚胎干细胞里实施“任务”。
2.2 转染小鼠胚胎干细胞有了载体，接下来就是把它送进小鼠的胚胎干细胞里。
这一步可得小心翼翼，像是把珍贵的陶瓷小心翼翼地放进柜子里。
科学家们会用一些化学试剂，或者电穿孔的方法，把载体导入细胞内。
这时，载体就会开始和目标基因“打招呼”，并实施敲除的计划。
3. 产生转基因小鼠3.1 筛选成功的细胞完成转染后，科学家需要筛选出那些成功“敲掉”基因的细胞。
这个过程有点像考试，只有通过了才能进入下一轮。
科学家会用一些特定的标记物来检测这些细胞，看看有没有成功的小伙伴。
如果找到了，哇，那可是大大的喜讯！3.2 复制小鼠最后一步是把这些成功的细胞注入到小鼠胚胎里，然后再将这些胚胎植入到代孕母鼠的体内。
基因敲除小鼠的实验流程
基因敲除小鼠的实验流程
基因敲除是一种常用的功能基因研究方法，通过使特定基因失去功能，从而研究该基因在生物体发育、生理功能、疾病机理等方面的作用。
在此，我将详细介绍基因敲除小鼠的实验流程。
1.设计敲除基因的策略：
2.构建敲除载体：
根据设计好的敲除策略，研究者需要构建敲除载体。
敲除载体一般包
括两个主要部分：敲除目标基因的DNA序列和荧光蛋白报告基因的DNA序列。
为了实现高效的基因敲除，敲除目标基因的DNA序列应当与目标细胞
染色体上的同源序列高度相似。
荧光蛋白报告基因的DNA序列可以用来监
测基因敲除的效果。
研究者可以使用聚合酶链式反应(PCR)等技术来合成
敲除载体的DNA序列。
3.DNA传递和胚胎干细胞培养：
4.敲除载体导入胚胎干细胞并筛选：
将构建好的敲除载体导入胚胎干细胞，可以使用电穿孔、转染等方法
将外源DNA转入胚胎干细胞。
导入后，筛选出带有敲除载体的胚胎干细胞。
研究者可以利用荧光蛋白报告基因来筛选出携带敲除基因的胚胎干细胞。
5.胚胎干细胞的胚胎注射和小鼠的获取：
将携带了敲除载体的胚胎干细胞通过微注射的方式注入小鼠早期胚胎
的内腔。
这些胚胎随后继续发育，最终产生带有敲除基因的小鼠。
6.培养和分析经过敲除的小鼠：
获得敲除基因的小鼠之后，研究者可以将其培养至成年，然后对其进行各种生理、行为等方面的分析。
通过与野生型小鼠进行比较，可以了解基因敲除对小鼠的影响和功能。
基因敲除小鼠的实验流程
琼脂 糖凝 胶电
成像 分析
PCR
泳
提取基 扩增
获取鼠 尾组织
因组 DNA
一、动物基因组DNA的提取
实验原理 真核生物的一切有核细胞（包括培养细胞）都能用来
制备基因组 DNA。真核生物的DNA是以染色体的形式 存在于细胞核内，因此，制备DNA的原则是既要将 DNA与蛋白质、脂类和糖类等分离，又要保持DNA分 子的完整。提取DNA的一般过程是将分散好的组织细胞 在含SDS（十二烷基硫酸钠）和蛋白酶K的溶液中消化 分解蛋白质，再用酚和氯仿/异戊醇抽提分离蛋白质，得 到的DNA溶液经乙醇沉淀使DNA从溶液中析出。
每管鼠尾加入300ul饱和nacl充分混匀12500rpm离心20min取上清700ul至新的离心管中加入预冷的异丙醇700ul上下颠倒混匀动作轻柔直至看到絮状dna析出为止12500rpm离心20min弃上加入800ul75乙醇于离心管中洗沉淀12500rpm离心10min909540607075cycle2530次循环后模板dna的含量可以放大100万倍以上
2x Mix Biblioteka 菌水 2pmol引物1 2pmol引物2 2pmol引物3 模板DNA
10ul 2ul 2ul 2ul 2ul 2ul
PCR扩增仪
95℃ 3min 95℃ 30sec 60℃ 30sec 72℃ 30sec 72℃ 5min
35 cycles
三、琼脂糖凝胶电泳
原理： 在pH8.0~8.3的缓冲液中，核酸分子带负电荷，
向正极移动。由于不同大小和构象的核酸分子电荷密度 大致相同，因此在自由泳动时，各种核酸分子的迁移率 相似，无法分开。然而，在浓度适当的凝胶中，由于分 子筛效应，使大小和构象不同的核酸迁移率出现差异， 从而把它们分开。核酸在凝胶中的迁移率取决于其分子 大小、高级结构、胶浓度和电场强度，与分子的碱基组 成及电泳温度（4℃~30℃之间）无明显关系。一般说， 同样构象的分子迁移率与分子量对数及胶浓度成反比， 与电场强度（小于5V/cm）成正比。
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与电场强度（小于5V/cm）成正比。
琼脂糖凝胶电泳
分解蛋白质，再用酚和氯仿/异戊醇抽提分离蛋白质，得
到的DNA溶液经乙醇沉淀使DNA从溶液中析出。
获取鼠尾组织
每只小鼠鼠尾加入500ul裂解液和10ul 蛋白酶 K(20mg/ml)，55度水浴过夜，至鼠尾溶解。
提DNA步骤： 1. 每管鼠尾加入300ul饱和NaCl，充分混匀， 12500rpm 离心20min 2. 取上清700ul至新的离心管中，加入预冷的异丙 醇700ul，上下颠倒混匀，动作轻柔，直至看到 絮状DNA析出为止, 12500rpm 离心20min， 弃上清 3. 加入800ul 75%乙醇于离心管中，洗沉淀， 12500rpm离心10min 4. 晾干沉淀，加入100ul的PCR级的水。
PCR扩增仪
95℃ 3min 95℃ 30sec 60℃ 30sec 72℃ 30sec 72℃ 5min 35 cycles
三、琼脂糖凝胶电泳
原理： 在pH8.0~8.3的缓冲液中，核酸分子带负电荷，
动时，各种核酸分子的迁移率 相似，无法分开。然而，在浓度适当的凝胶中，由于分 子筛效应，使大小和构象不同的核酸迁移率出现差异， 从而把它们分开。核酸在凝胶中的迁移率取决于其分子 大小、高级结构、胶浓度和电场强度，与分子的碱基组 成及电泳温度（4℃~30℃之间）无明显关系。一般说， 同样构象的分子迁移率与分子量对数及胶浓度成反比，
基本实验流程
琼脂 糖凝 胶电 泳
成像 分析
获取鼠 尾组织
提取基 因组 DNA
PCR 扩增
一、动物基因组DNA的提取
实验原理 真核生物的一切有核细胞（包括培养细胞）都能用来
制备基因组 DNA。真核生物的DNA是以染色体的形式
存在于细胞核内，因此，制备DNA的原则是既要将 DNA与蛋白质、脂类和糖类等分离，又要保持DNA分 子的完整。提取DNA的一般过程是将分散好的组织细胞 在含SDS（十二烷基硫酸钠）和蛋白酶K的溶液中消化
二、PCR扩增
±äÐ Ô
90¡ «95¡ æ
cycle
70¡ «75¡ æ Ñ Ó Éì Í Ë»ð 40¡ «60¡ æ
25～30 次循环后，模板DNA的含量可以 放大100万倍以上。
动画
PCR:（20ul体系）
2x Mix 无菌水 2pmol引物1 2pmol引物2 2pmol引物3 模板DNA 10ul 2ul 2ul 2ul 2ul 2ul