药理学部分主要包括药物的药理作用作用机制-新疆医科大学

第一章药理学实验课须知一、药理学实验课的目的实验是检验真理的唯一标准。

药理学实验是药理学的基本实践，它推动着药理学发展。

药理学实验课是药理学教学的一个重要组成部分。

它的目的是：１．验证己学过的理论知识；巩固、加深对理论知识的理解。

２．学习并掌握研究药物作用的基本操作的科研方法和技能。

３．培养理论联系实践的思想方法；培养根据客观实际分析问题和解决问题的能力，以便为今后进行科学研究打下初步的基础。

二、药理学实验课的要求药理学实验包括实验操作，实验结果的整理和写实验报告等几个环节。

为了提高实验课的效果，达到实验课的教学目的，要求如下：（1）实验前，应做好预习。

明确本次实验的目的、方法、步骤和原理，结合实验内容，复习有关的理论内容，做到心中有数。

实验小组内要做好分工，使得人人都能做到、看到，保证实验有条不紊地进行。

预测实验中可能发生的误差，并制定防止误差的方法。

（2）实验时，保持实验室内的安静整洁，不要做与实验无关的事情。

实验器材放置整齐、有条不紊。

在教师的指导下，要严格按照操作步骤进行，不要随意更改顺序及操作。

在实验过程中，要严密观察实验出现的现象，真实地记录实验结果，联系理论内容对实验现象进行分析思考。

若出现非预期结果，要分析其原因。

要注意节约药品，爱护器材和实验动物，并注意安全。

（3）实验后，整理及关闭实验仪器，清点并将药品、器材(擦洗干净后)放回原处。

如有损坏或丢失立即向教师报告。

实验用的动物送到指定地点处理。

要整理好实验结果。

药理学实验的结果有记录曲线、照片、数据资料等。

实验结束后，要分别加以整理。

注明实验的题目、实验动物(标明性别、体重、来源)、给药剂量和日期等。

计数资料和计量资料应酌情列表或作图加以比较，使结果一目了然。

三、写好实验报告写实验报告是培养学生文字表达能力、概括总结和综合分析问题能力的重要训练方法。

每次实验后，都要用统一的实验报告纸写好报告，在指定时间内交给负责教师评阅。

药理学实验报告要求按科研论文的格式书写，即目的、材料和方法、结果讨论及结论。

讨论是对实验结果产生的原理或对实验结果异常的原因加以分析。

不可离开实验结果去抄书。

最后把实验结果加以概括性总结，写成结论。

结论不是单纯重复实验结果，是结果的高度归纳及概括，不应该超过本次实验所验证的范围任意外展、扩大结论。

写实验报告的要求是字迹工整、语文精练、层次清楚、观察细致、记录准确、结论正确、分析有据。

四、遵守实验室守则1．遵守学校和实验室关于实验室的各项管理规定。

2．上课前必须充分预习，并按实验教师要求完成实验的各项准备，经实验教师检查合格后，方可进行实验。

3．进入实验室应服从教师指导，在指定的位置做实验，不得在室内喧哗、打闹。

不得吸烟、饮食、随地吐痰、乱扔纸屑和其他杂物。

不得将与实验无关的物品带入实验室，未经允许不得将实验室物品带出实验室。

4．爱护仪器设备，遵守操作规程。

实验过程中若仪器设备发生故障或损坏时，及时报告指导老师进行处理。

因违反操作规程或不听从指导而损坏仪器设备的应按学校有关规定处理。

5．实验时要独立操作、注意观察、认真分析、准备记录实验原始数据，按时、按质、按量完成实验。

实验数据应由实验教师检查签字。

6．实验结束后，将实验仪器设备、用具等放回原处。

整理干净实验场地周围环境，及时关闭电、门、窗，经指导教师检查合格后，方可离开实验室。

7．按时、独立、按学校统一规范完成实验报告，不抄袭、臆造实验报告，批阅后的实验报告应妥善保管，每学期末根据实验教师的要求上交全部实验报告存档。

第二章药理学实验动物的基本知识和给药方法一、实验动物的选择药理学实验用的动物有蛙、小鼠、大鼠、豚鼠、家兔、猫和犬。

常根据实验目的和要求选用不同的实验动物，所选用的动物应能够较好地反映试验药物的选择性作用并符合节约的原则。

例如测定LD50及ED50则需较多动物，常选用小鼠，因为小鼠种系清楚，繁殖快、比较经济；又如抗过敏实验多选用豚鼠，因为豚鼠对组胺特别敏感。

动物的种属和系别的差异往往造成对药物反应性的不同，因此在选择动物时应当注意不同实验对动物种属及系别方面的要求。

通常在体心血管实验常选用大鼠、猫，犬；离体心脏实验常选用蛙或兔；离体血管实验常选用蛙的下肢血管、大鼠主动脉、兔耳血管及兔主动脉等。

二、常用实验动物的特点如下：1.蛙和蟾蜍蛙和蟾蜍容易获得，离体器官的实验条件容易达到。

离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉接头或横纹肌的作用。

腹直肌标本可用来研究拟胆碱药物的作用。

2.小鼠小鼠系实验室最常用的—种动物，成熟早，繁殖力强，便于大量繁殖，适于需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量、神经系统药物作用观察、抗感染、抗肿瘤药物研究及避孕药的研究等。

3.大鼠大鼠与小鼠相似。

一些在小鼠身上不便进行的实验可选用大鼠，如药物的抗炎作用实验常选用大鼠踝关节炎模型，此外也可用大鼠直接记录血压或作胆道插管。

还常用大鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。

4.豚鼠豚鼠是实验室常用动物之一。

对组胺敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。

对结核菌也敏感，故也用于抗结核药的治疗性研究。

此外还用于离体心脏、心房及平滑肌实验。

5.免免温顺、易饲养、易得到，常用于观察药物对心脏、血压、呼吸的影响及有机磷农药中毒和解救的实验．亦用于研究药物对中枢神经的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验研究。

6.猫与兔比较，猫对外科手术的耐受性强，血压比较稳定，故常用于血压实验。

此外猫也常用于心血管药物及中枢神经系统药物的研究。

7.犬药理实验需大动物时，常用犬。

犬常用于观察药物对冠状动脉血流量的影响、心肌细胞电生理研究、降压药及抗休克药的研究等。

犬还可通过训练使其顺从，用于慢性实验研究，如条件反射实验、胃肠蠕动和分泌实验。

在进行慢性毒性实验也常采用犬。

三．实验动物的编号犬、兔等较大的动物可用特制的号码牌固定于耳上。

小鼠、大鼠及白色家兔等可用黄色苦味酸涂于毛上标号。

如给小鼠标记 1-10号，可将小鼠背部的肩、腰、臀部按左、中、右分为九个区，从右到左标记1-9号，第10号不作标记。

也可以用不同颜色染色液标记。

四．实验动物的捉拿方法1．蛙和蟾蜍用左手握持动物，以食指和中指夹住双侧前肢。

破坏脑和脊髓时,左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔摆动探针捣毁脑组织。

毁脑后，退回探针向后刺入椎管破坏脊髓。

根据实验要求采取俯卧位或仰卧位固定。

2．小鼠捉拿方法有二种：一种办法是用右手提起尾部，放在鼠笼盖铁网或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并以小指和掌部夹持其尾根部固定于手上；另一种抓法是只用左手，先用食指和拇指抓住尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捉住其颈部皮肤。

前一方法简单易学，后一方法稍难，但便于快速捉拿给药。

3．大鼠捉拿时，右手抓住鼠尾，将大鼠放在粗糙面上。

左手戴上防护手套或用厚布盖住鼠身，握住整个身体并固定其头部以防咬伤。

捉拿时不要用力过大，勿捏其颈部，以免引起窒息。

大鼠在惊恐或激怒时易将实验操作者咬伤，在捉拿时应注意。

4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下，环绕颈部，另一只手托住其臀部。

体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。

5．兔捉拿时一手抓其颈背部皮肤，轻轻将兔提起，另一手托住其臀部。

不要采用抓双耳的方法。

6．猫捉拿时先轻声呼唤安抚，再慢慢用手轻抚猫的头、颈及背部，抓住其颈背部皮肤并以另一只手抓其腰背部。

操作时注意猫的利爪和牙齿，勿被其抓伤或咬伤，必要时可用固定袋将猫固定。

7．犬为防止犬咬人，在实验前应将犬嘴绑住。

可用一特制的嘴套将犬嘴套住并将嘴套上的绳带拉至耳后颈部打结固定。

犬嘴亦可用绳带固定，操作时将绳带绕过犬嘴的下部打结并绕到颈后部再次打结固定，以防绳带滑脱。

在急性实验时，通常将麻醉犬仰位置于手术台上，四肢绑上绳带，将绳带拉紧固定在手术台边缘固定器上。

取下嘴套或绳带将一金属棒经两嘴角穿过口腔压于舌上，将舌拉出口腔以防窒息，再用绳带绕过金属棒绑缚犬嘴并固定于手术台的立柱上。

五．常用实验动物性别鉴别方法1．兔将兔仰卧位放置，从尾部向前观察，肛门位于尾根部的前方。

肛门前有泄殖孔。

在成年雄兔的泄殖孔附近可见有阴囊。

雌兔肛门前方有两个相距极近的孔，分别为尿口和阴道口。

此外，雌兔的腹部还可见五对明显可见的乳头。

2．小鼠和大鼠二者性别鉴定方法相同。

雄性者可见阴囊，性器官与肛门距离较远，二者间有毛。

雌性者性器官与肛门距离近，腹部可见乳头。

六、实验动物的给药方法1．蛙或蟾蜍蛙及蟾蜍皮下有数个淋巴囊，注入药物容易吸收。

一般常以腹淋巴囊作为绐药途径。

给药方法：一手抓住蛙，固定四肢，将其腹部朝上，另一手取注射器，将注射器针头先经蛙大腿上端刺入，经大腿肌层，再入腹壁皮下刺入腹淋巴囊内，然后注入药液。

因为针刺通过肌层，因此拔除针头时刺口易于闭塞，可防止拔出针头时药液外漏。

注射量0.25～1.0ml／只。

2．小鼠2.1 灌胃法左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上。

右手持连有小鼠灌胃管的注射器，小心经口角将灌胃管插入口腔，用灌胃管向后上方压迫小鼠头部，使口腔与食道成一直线，再将灌胃管沿上腭壁轻轻推进食道，针插入时应无阻力。

一般在此位置推注药液即可。

如此时动物呼吸无异常．可将药液注入。

如遇阻力应抽出胃管重新插入，以免损伤或误入气管。

若误插入气管注药可引起动物立即死亡。

推注药液后轻轻拉出灌胃管。

一次灌注量为0.1～0.25ml/10g体重。

操作时切忌粗暴，以防损伤食道及隔肌。

2.2 皮下注射法注射部位可选背部或腋部皮下。

左手抓鼠，右手将装有药液的注射器针头刺入背部或腋部皮下。

稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖的位置确在皮下。

此时注入药液。

拔针时，轻捏针刺部位片刻，以防药液漏出．大批动物注射时，可将小鼠放在鼠笼盖或粗糙平面上，左手拉住尾部，小鼠自然向前爬动，此时右手持针迅速刺入背部皮下，注射药液。

2.3 肌内注射法小鼠固定同上。

将注射器的针头刺入小鼠后肢大腿外侧肌肉, 再注入药液。

注射量一般为0.2ml／次／只。

2.4 腹腔注射法左手固定动物，使小鼠腹部朝上。

右手持注射器,在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进2～3mm，然后使针头与皮肤呈45º角方向穿过腹肌刺入腹腔。

针头不宜进入太深或距上腹部太近以免损伤内脏。

此时可轻轻推注药液。

一次注射量为0.1ml～0.25ml／1Og体重。

2.5 尾静脉注射法将小鼠装入固定器内或玻璃钟罩内,使其尾部外露。

尾部用40～45℃温水浸泡半分钟或用75％酒精棉球擦试，使其血管扩张和表皮角质软化。