组培实验
组培实验
实验二植物组织培养培养基的配制与灭菌一、实验目的与意义学习培养基配制与灭菌的操作方法。
对植物外植体进行离体培养时，要依靠培养基提供生长所需的营养成分。
不同材料对培养基的要求不同，适当的设计和选用培养基，对植物组织培养取得成功至关重要的。
另外，对组织培养物的脱分化和再分化等状态的调控，次生代谢产物的生产等都是通过调节培养基成分来实现的。
培养基的主要成分包括无机营养物质、碳源、有机物质、植物生长物质等。
二、实验器材天平、烧杯（1000ml）、医用瓷缸（1000 ml）、三角瓶、量筒（100ml）、移液管、玻璃棒、pH试纸、吸耳球、线绳、封口膜、石棉网。
三、实验药品蔗糖、琼脂、1mol/L NaOH、HCl、各种培养基母液。
四、实验步骤（一）培养基配制（以1L MS培养基为例）1、计量根据配制培养基的量和母液的浓度计算需要吸取母液的量，计算公式：吸取量 ml=培养基中物质的含量（mg/L）×1000ml/母液浓度（mg/L）。
2、移液取医用瓷缸一只，按照计算吸取母液的量依次吸取各母液置于医用瓷量杯中备用。
注意：①在使用提前配制的母液时，应在量取各种母液之前，轻轻摇动盛放母液的瓶子，如果发现瓶中有沉淀、悬浮物或被微生物污染，应立即淘汰这种母液，重新进行配制。
②用量筒或移液管量取培养基母液之前，必须用所量取的母液将量筒或移液管润洗2次。
③量取母液时，最好将各种母液按将要量取的顺序写在纸上，量取1种，划掉1种，以免出错；④移液管不能混用。
3、称取称取8g琼脂，30g蔗糖备用4、融化用搪瓷量杯量取600～700ml的蒸馏水放在电炉上，加入琼脂，边加热边用玻璃棒搅拌，直到液体呈半透明状将其取下，加入蔗糖。
注意：在加热琼脂、制备培养基的过程中，操作者千万不能离开，否则沸腾的琼脂外溢，就需要重新称量、制备。
此外，如果没有搪瓷量杯，可用大烧杯代替。
但要注意大烧杯底的外表面不能沾水，否则加热时烧杯容易炸裂，使溶液外溢，造成烫伤。
组织培养学实验
• （3）灭菌室 • 用于培养基、器皿、工具和其他物品的消毒灭菌。 • 要求安全、通风、明亮；墙壁和地面防潮、耐高温；配
备水源、水槽（池）、电源或煤气加热装置和供排水设 施；保证上下水道畅通，通风措施良好。生产规模较小 时，可与洗涤室、配制室合并在一起，但灭菌锅的摆放 位置要远离天平和冰箱，而且必须设置换气窗或换气扇， 以利通风换气。 • 仪器与用具配置：高压灭菌锅、干热消毒柜或烘箱、细 菌过滤装置、工作台、培养基存放架或橱柜、周转筐、 换气扇、医用小推车等。
• 一个标准的组织培养实验室应当包括：准备室、 接种室、培养室、驯化室等，准备室又称为化学 实验室或通用实验室，可由洗涤室、培养基配制 室和灭菌室构成。在实际中可结合可行条件，合 并一部分。各分室能满足实验准备（器皿的洗涤 与存放、培养基制备和无菌操作、用具的灭菌）、 无菌操作和控制培养三项基本工作的需要。 3
• （2）剪刀类：可采用医疗五官科用的中型剪刀。主要 用于切断茎段、叶片等。也可以用弯形剪刀，由于其头 部弯曲，可以深入到瓶口中进行剪切。
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• （3）解剖刀 • 切割较小材料和分离茎尖分生组织时，可用
解剖刀。刀片要经常调换，使之保持锋利状 态，否则切割时会造成挤压，引起周围细胞 组织大量死亡，影响培养效果。 • （4）接种针 • 用来转移细胞和愈伤组织。
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• 仪器与用具配置：超净工作台、空调机、解剖镜、接种 器具消毒器(或高温焚化炉)、紫外光灯、酒精灯、广口 瓶、三角瓶、搪瓷盘、接种工具、手持喷雾器、工作台、 搁架、接种用的小平车、不锈钢长方形饭盒(盛放70～ 75%酒精，用于浸泡接种工具)或医院用消毒盒等。配 置污物桶，以便存放接种过程中的丢弃物，须每天清洗 更换。
• 1、准备室 • 由洗涤室、培养基配制室和灭菌室构成。 • （1）洗涤室(cleaning room) • 用于玻璃器皿和实验用具的洗涤、干燥和贮存；
植物组培实验报告
植物组培实验报告植物组培技术是指利用植物体细胞分裂和分化的能力，通过体外培养的方法，使其成为整株植物的过程。
该技术已经广泛应用于植物育种、遗传工程、植物繁殖等领域。
实验目的：本实验旨在研究植物组培技术对不同植物品种的影响，探究其在植物育种中的应用价值。
实验材料：本次实验选用了四种不同的植物品种，分别为玉米、小麦、水稻和大豆。
实验所需的试剂包括MS培养基、植物生长素、植物生长素和细胞分裂素等。
实验步骤：1.植物材料的准备将四种植物的种子经过消毒处理后，将其在无菌条件下播种在MS 培养基上。
2.植物细胞的分离将培养基上生长的植物幼苗取出，进行细胞分离。
将其放入含有植物生长素和细胞分裂素的液体培养基中，进行震荡培养。
3.植物组织的培养将分离出来的细胞放入含有植物生长素的液体培养基中，进行组织培养。
待组织生长出来后，再将其移植到含有植物生长素和细胞分裂素的液体培养基中，进行细胞分裂和分化。
4.植物的生长与繁殖将培养好的植物幼苗移植到含有适量营养物质的液体培养基中，进行生长。
当植物幼苗长大后，可以进行繁殖试验，检测组培植物在遗传性状上的变化。
实验结果：经过实验，我们发现不同植物品种对组培技术的适应性不同。
在四种植物品种中，水稻和大豆的组培效果最好，生长速度较快，成活率较高；而小麦的组培效果较差，生长速度较慢，成活率较低。
在遗传性状上，我们也发现组培植物与自然生长的植物有一定的差异，但并不影响其在植物育种中的应用。
结论：植物组培技术是一种高效、快速的植物育种方法。
通过本实验，我们发现植物品种对组培技术的适应性不同，需要根据具体品种加以调整。
虽然组培植物与自然生长的植物在遗传性状上存在差异，但并不影响其在植物育种中的应用。
植物组培技术的不断发展和完善，将会对植物育种和植物繁殖领域带来更多的变革。
组培实验的实验报告
一、实验名称植物组织培养二、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和操作流程。
2. 掌握植物组织培养技术在植物繁殖、遗传改良和资源保护等方面的应用。
3. 培养实验操作能力和团队协作精神。
三、实验原理植物组织培养技术是利用植物细胞的全能性，通过无菌操作将植物组织（如茎尖、叶片、愈伤组织等）在特定的培养基上诱导分化，从而实现植物繁殖、遗传改良和资源保护等目的。
四、实验材料1. 植物材料：柳树茎尖、紫玉兰叶片。
2. 培养基：MS培养基、1/2MS培养基、1/4MS培养基。
3. 试剂：琼脂、蔗糖、葡萄糖、活性炭、硝酸铵、硝酸钠、磷酸二氢钾、硫酸镁、硼酸、氯化钙、氯化钾、氢氧化钠、氢氧化钾、盐酸、氯化钠、硫酸铁、硫酸锌、硫酸铜、抗坏血酸、维生素B6、吲哚丁酸、生长素、细胞分裂素等。
4. 实验器具：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、培养皿、移液器、剪刀、镊子、酒精灯、酒精棉、无菌水等。
五、实验步骤1. 材料准备：将柳树茎尖和紫玉兰叶片洗净，用75%酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 培养基配制：按照实验要求，将不同浓度的MS培养基、1/2MS培养基和1/4MS培养基分别配制。
3. 接种：将消毒后的柳树茎尖和紫玉兰叶片接种到培养基上，每个培养基接种3个材料。
4. 培养条件：将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃，光照强度为2000勒克斯，光照时间为12小时/天。
5. 观察记录：每隔7天观察一次培养材料的生长状况，记录其生长速度、颜色、形态等变化。
六、实验结果与分析1. 柳树茎尖培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，柳树茎尖生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，柳树茎尖生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
2. 紫玉兰叶片培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
组培实验
【实验材料及仪器】
实验材料：野生虎杖植株的幼芽、叶片、茎段 实验器材：高压灭菌锅，超净工作台，电子天 平，酒精灯， 三角瓶，镊子，剪刀， 烧杯 实验药品：MS培养基，蔗糖，琼脂，0.1%升 汞，NAA，6-BA，NaOH，HCl， CPPU，TDZ
【实验步骤】
1.MS培养基母液的配制 按照表1配制MS培养基母液
植物组织培养实验
【实验目的】
熟悉植物组织培养流程
了解培养基的配制方法 掌握无菌操作技术
【实验原理】
植物组织培养是指植物的任何器官、 组织或
细胞，在人工预知的控制条件下，放在含有营养
物质和植物生长调节物质等组成的培养基中，使
其生长、分化并形成完整植株的过程。其理论依
据是植物细胞具有全能性。
思考题
1. 植物组织培养的理论基础是什么？ 2. 培养基的成分主要有哪几类？
mg/L(100×) 2230 860 620 83 25 2.5 2.5
mg/L 22.3 8.6 6.2 0.83 0.25 0.025 0.025
铁盐 Na2EDTA FeSO4· 2O 7H 有机物质 甘氨酸 硫胺素 烟酸 盐酸吡哆醇 肌醇
mg/L(100×) 3725 2785 mg/L(100×) 200 40 50 50 10000
表1. MS基本培养基的配制
成分 大量元素 NH4NO3 KNO3 CaCl2· 2O H KH2PO4 MgSO4· 2O 7H 母液 mg/L(100×) 165000 190000 44000 17000 37000 MS培养基 mg/L 1650 1900 440 170 370
微量元素 MnSO4· 2O 4H ZnSO4· 2O 4H H3BO3 KI Na2MoO4· 2O 2H CuSO4· 2O 5H CoCl2· 2O 6H
组培实验方案
八、实验总结
本方案旨在为组培实验提供一套合法合规的操作流程和管理措施，以提高实验成果的稳定性和转化率。在实际操作过程中，需严格遵循无菌操作原则，合理调整培养基配方和植物激素浓度，注重实验数据的记录与分析，为生物科技领域的研究与发展贡献力量。
第2篇
组培实验方案
2.确保实验过程中生物安全，防止生物污染。
3.提高实验成果的稳定性和转化率。
三、实验内容
1.培养基的配制与消毒
2.外植体采集与处理
3.接种与培养
4.转瓶与继代培养
5.成苗与移栽
6.实验数据的记录与分析
四、实验材料与设备
1.材料：外植体、培养基、植物激素、消毒剂等。
2.设备：无菌操作台、高压蒸汽灭菌锅、接种针、镊子、剪刀、培养瓶、酒精灯、温度控制器、光照培养箱等。
三、实验材料与设备
1.实验材料
-外植体：选择健康、无病虫害的植物组织。
-培养基：根据实验需求，配制不同成分的培养基。
-消毒剂：75%乙醇、0.1%氯化汞溶液等。
-植物生长调节剂：细胞分裂素、生长素等。
2.实验设备
-无菌操作台
-高压蒸汽灭菌锅
-接种工具：无菌针、镊子、剪刀等。
-培养容器：培养瓶、封口膜等。
-使用消毒剂对外植体进行表面消毒。
3.接种与培养
-在无菌操作台上，将消毒后的外植体接种到预先准备好的培养基上。
-接种过程中，严格遵守无菌操作原则，避免污染。
-将接种后的培养瓶放入光照培养箱，设置适宜的光照、温度和湿度条件。
4.转瓶与继代培养
-当外植体生长至一定阶段，进行转瓶操作，更换新鲜培养基。
-转瓶过程中，注意观察外植体生长状况，调整植物生长调节剂浓度。
实验报告组培
一、实验目的1. 掌握植物组织培养的基本原理和方法。
2. 学习植物细胞全能性的概念及其在植物繁殖中的应用。
3. 培养学生的实验操作技能和科学思维。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过离体培养技术，将植物细胞、组织或器官培养成完整植株的过程。
植物细胞的全能性是指具有再分化形成完整植株的潜能。
在适宜的培养基和条件下，植物细胞可以分化成各种器官，进而形成完整的植株。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：拟南芥种子、MS培养基、琼脂糖、无菌水、消毒液等。
2. 实验仪器：超净工作台、显微镜、恒温培养箱、高压蒸汽灭菌器、移液器、剪刀、镊子等。
四、实验步骤1. 种子消毒：将拟南芥种子用70%的酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 种子萌发：将消毒后的种子接种于含有1/2MS培养基的培养皿中，置于恒温培养箱中培养。
3. 营养组织分离：待种子萌发后，选择生长良好的幼苗，用无菌剪刀将幼苗的茎尖和叶片剪下。
4. 培养基制备：将MS培养基加入琼脂糖，溶解后高压蒸汽灭菌，制成固体培养基。
5. 培养基接种：将分离得到的营养组织接种于固体培养基上，置于恒温培养箱中培养。
6. 观察与记录：定期观察培养皿中植物组织的生长状况，记录生长情况。
五、实验结果与分析1. 种子萌发：经过消毒和萌发处理后，拟南芥种子成功萌发，长出幼苗。
2. 营养组织分离：成功分离出拟南芥的茎尖和叶片。
3. 培养基接种：接种后的植物组织在适宜的培养基和条件下生长良好。
4. 生长情况：接种后的植物组织逐渐分化出根、茎、叶等器官，形成完整植株。
六、实验结论1. 本实验成功实现了拟南芥的组织培养，证明了植物细胞的全能性。
2. 通过植物组织培养技术，可以快速繁殖植物，提高植物繁殖效率。
3. 本实验为植物学研究提供了有益的参考，有助于推动植物育种和繁殖技术的发展。
七、实验讨论1. 实验过程中，种子消毒和培养基制备是关键环节，需要严格控制无菌操作。
2. 在培养过程中，注意观察植物组织的生长状况，及时调整培养基和培养条件。
植物组培实验报告
植物组培实验报告一、实验目的本实验旨在通过植物组培技术培育出按需选择的完整植株，并探究植物组培技术的应用。
二、实验材料试验材料：百香果种子、消毒酒精、无菌培养基、干燥器、灭菌器、显微镜、组织培养器具。
三、实验方法1.种子外壳处理将百香果种子先用消毒酒精处理5min，再用盐酸（1~2mL/L）处理1min，最后用净水清洗3~5次，使种子壳子软化。
2.种子表面消毒将处理后的种子放入75%乙醇，浸泡2mins，在无菌条件下进行消毒处理。
然后在滤纸上用双倍浓度的漂白粉水溶液进行消毒2~4min，之后用无菌水洗3次，每次20~30s。
3.种子萌发将消毒处理好的种子放入含有生长调节剂的MS培养基中进行培育。
培养条件为25℃，光照强度为1500lx，每天进行16小时的光照和8小时的黑暗，培养30天之后，进行观察和筛选。
4.植株分化将萌发出来的幼苗转移到含有植物生长调节剂和培养素的组织培养基上。
在培养的过程中，由于组织培养的原理是通过植物生长调节剂和培养素激活其分裂能力，以实现大规模繁殖，因此在培养时一定要注意调节生长调节剂和培养素的浓度。
5.植株转化和生长将组织培养出来的未成熟小植株转移到含有特定基因和生长调节剂的培养基上进行转化培育，并在之后进行细胞壁硬化，以使小植株具备专门应用的性状。
之后，将已转化和生长成熟的植株经过移栽成功地种植到土壤中。
四、实验结果分析1.种子处理是组织培养成功的关键处理好了种子，百香果的发芽率可达65%～80%。
可见，用酒精消毒、盐酸处理和漂白粉消毒的方法可有效控制种子的杀菌，同时软化外壳，达到提高发芽率的预期目的。
2.多种因素会影响百香果的组培成功率影响百香果组培成活率的因素很多，包括培养条件、培养液质量、培养基配方、营养成分等。
调整不同参数来探究其合理性，比如控制不同光照强度，不同的基质等。
3.尝试不同的分化方法以提高分化率在组织培养出来的小植株进行分化时，可以通过一些策略来提高分化度，如预处理再接种、生长调节剂和营养因子酵素等，以及锌、铜等金属元素。
植物组织培养实验(2)
（二）实验原理
在一定的条件下，不同器官（根、茎、叶 等）来源的外植体均可以脱分化形成愈伤 组织。
（三）实验材料和用具
实验材料：黄瓜无菌苗 实验药品： MS、 1mg/ml NAA 、 1mg/ml 6-BA、
1mol/L HCl、1mol/L NaOH、蒸馏水、灯 用酒精、70％酒精、无菌水 。 灭菌培养基：MS1 （MS+1.0mg/LBA+0.5mg/L NAA）
实验用具：
天平、烧杯、玻璃棒、量筒、移液枪、三 角瓶、pH试纸、电炉、高压灭菌锅。
无菌室、无菌滤纸、无菌培养皿、烧杯、 解剖刀、镊子、剪刀、酒精灯、酒精棉花、 滴管、记号实验步骤
1. 配制以下培养基各100ml ： MS2：MS+2.0mg/LBA+0.1mg/L NAA MS3：MS+2.0mg/LBA+0.5mg/L NAA MS4：MS+2.0mg/LBA+2.0mg/L NAA ① 取200ml烧杯3只，标记，各加入4g MS培养基和
4. 接种 ① 进入无菌室，用70％乙醇擦洗双手和工作台面，点燃酒
精灯。 ② 解开三角瓶的绳子，将三角瓶按使用先后顺序排好。 ③ 再次消毒双手和工作台面，取出无菌滤纸，用无菌水润
湿。 ④ 在火焰边打开三角瓶的封口纸，烧灼瓶口和镊子，待镊
子冷却后取出无菌苗，放置在无菌滤纸上。 ⑤ 剪成5～10mm小段（根部去掉部分根尖，叶片去叶缘后
剪成50mm2左右的小片），每平皿接种3～5段（片）。 每组接种8瓶，根、茎段、茎尖、叶各2瓶。 ⑥ 光照培养箱25℃暗培养。
作业
1. 1周后观察培养体系有无污染，计算每一个平皿 内染菌外植体数和外植体外的菌落数，分析染 菌原因。
组培实验报告
组培实验报告组培是一种人工培养细胞的方法，通过在培养皿中培养相关细胞并控制其生长条件，可以使细胞不断分裂和增殖，以达到特定的实验目的。
与传统细胞培养相比，组培更加普遍应用于细胞学、免疫学、生理学等领域，并且能够在短期内获得高度均一的细胞选择。
本篇实验报告详细介绍了组培实验的流程、实验方法以及相关应用。
一、实验简介实验名称：组培实验实验目的：了解组织细胞的生长和分化，掌握组培技术并进行体外研究。
二、实验流程1、细胞培养在实验前，准备好需要进行组培的细胞，并在培养皿中将其分散。
先将细胞加入适量的培养基中，并将其完全均匀混合。
在细胞与培养基充分混合后，将其放置于培养箱中进行培养。
培养箱应维持适宜的温度、湿度和二氧化碳浓度，以保持细胞的健康生长。
2、组织切片当细胞生长状态达到一定程度后（通常为70%左右），需要进行组织切片，也就是将细胞分散在芯片上。
为了减少组织切片时细胞遭受的伤害，需要使用无菌手术工具和组织切割器。
在操作过程中，需要非常小心并将减少细胞的损伤。
完成组织切片后，将其置于已经准备好的组织培养皿中。
与细胞培养相同，组织培养时也需要保持适宜的温度、湿度和二氧化碳浓度，以便组织细胞的生长和繁殖。
三、实验方法组织切片是将已经培养好的细胞分散在芯片上的过程。
组织切片需要使用无菌手术工具和组织切割器，以减少细胞的损伤。
手术前需要对组织切割器进行除菌消毒。
四、实验应用组培技术被广泛应用于细胞培养学、免疫学、药理学、生理学、生物材料学等领域。
在医学领域中，组织工程学更是成为了一个非常热门的研究方向。
通过组培技术，医学研究人员能够将组织细胞培养成细胞生物组织块、人工合成基质等材料，并研究其在治疗人类疾病时的应用 potential。
同时，组培还为相关领域的研究人员提供了方便的研究手段，提高了研究的效率。
组织培养实验教案
一、实验目的和要求：植物组织培养是一项十分细致的工作，为了保证植物外植体不受污染，第一关就是要对各种器皿进行清洗和消毒，使它们保持无菌状态，做这些工作同样有一套科学的方法和需要熟练的技巧，因此每一个学生必须学好这套基本功。
在进行各类具体的组培实验前，首先了解组培室的结构及主要设备的用途和性能是十分必要的，总体上的了解有利于以后各实验的进行以及正确的使用各种仪器和设备。
通过实际操作，学会洗涤剂的配制和各种器皿的清洗和灭菌方法。
二、仪器设备：天平、烧杯、容量瓶、量筒、移液管、培养瓶、烘箱三、试剂：过氧化氢、高锰酸钾、漂白粉、次氯酸钠、酒精四、实验步骤：1. 讲解实验室的构建情况。
2. 讲解内部仪器设备的名称及作用。
3. 组培实验室常用器械的洗涤和灭菌。
(一)玻璃器皿的洗涤1. 新购置的玻璃器皿的洗涤(学习、操作)因有游离碱性物质，使用前先用1%稀盐酸浸泡一夜，然后用肥皂水洗净，清水冲洗，最后用蒸馏水冲洗一次，干后备用。
2. 已用过玻璃器皿先将残渣除去；用清水洗净，再用热肥皂水或者洗衣粉洗净，清水冲洗干净，最后用蒸馏水冲洗一次，干后备用。
3. 对一些不宜刷洗的玻璃器皿如：吸管，滴管及较脏的器皿等先用去污粉和去油剂刷洗，自来水冲干净后，晾干，再浸入硫酸－重铬酸钾洗液中浸泡若干小时，用夹子取出在自来水冲洗干净，再用蒸馏水冲洗1－3 遍，稍晾不滴水后置于干燥箱内烘干备用。
4. 对带有凡士林，石蜡，或者胶布的器皿选用特殊方法处理后，再用常规方法洗涤。
带有凡士林的器皿须先用废纸把凡士林擦去，再用汽油擦洗干净，然后用热肥皂水煮沸半小时，刷洗后，自来水冲干净。
若带有石蜡，可在玻璃器皿下垫几层废纸，放入60－70℃温箱中加热1－2 小时，待石蜡融化后，再用废纸反复擦2－3 次即去石蜡再泡入洗衣粉的热水中洗干净最后用自来水冲洗，蒸馏水冲洗干净若有胶布粘着物，先用70%酒精棉球擦数遍，溶解粘胶物，并用少许去污粉刷抺，再用洗衣粉煮沸半小时，刷洗干净，自来水冲洗，晾干，再泡入洗液。
组培实验报告
一、实验简介实验名称：植物组织培养实验目的：通过植物组织培养技术，了解植物细胞生长、分化和再生的过程，掌握组培技术的操作方法，并应用于植物繁殖和遗传改良。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养基和外界条件，使植物组织在体外进行生长、分化和再生，最终形成完整的植株。
该技术广泛应用于植物繁殖、遗传改良、基因工程等领域。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：植物外植体（如叶片、茎段、愈伤组织等）培养基（MS培养基、改良MS培养基等）诱导培养基（1/2MS培养基、添加生长调节剂的培养基等）细菌培养基（如牛肉膏蛋白胨培养基）灭菌剂（如75%酒精、1%次氯酸钠溶液）其他：超净工作台、接种针、酒精灯、移液器、培养皿、培养箱等2. 实验仪器：电子天平高压蒸汽灭菌器移液器超净工作台培养箱显微镜四、实验步骤1. 材料预处理：选择健康、无病虫害的植物材料，用流水冲洗干净。
将外植体浸泡在1%次氯酸钠溶液中消毒5-10分钟，然后用无菌水冲洗3-5次。
将消毒后的外植体用无菌滤纸吸干水分。
2. 培养基制备：称取适量的培养基粉末，加入少量蒸馏水溶解。
将溶解后的培养基过滤除菌，加入适量的琼脂和生长调节剂。
将培养基倒入培养皿中，待凝固后备用。
3. 外植体接种：在超净工作台中，用无菌接种针将外植体接种到培养基上。
每个外植体接种3-5个，确保接种密度适宜。
4. 培养与观察：将接种后的培养皿放入培养箱中，控制适宜的温度、光照和湿度。
定期观察外植体的生长情况，记录愈伤组织形成、芽生长和根生长等过程。
5. 培养基调整与继代培养：当外植体形成愈伤组织或芽生长到一定长度时，可进行培养基调整和继代培养。
将愈伤组织或芽切割成小块，重新接种到新的培养基上。
根据生长情况，适时调整培养基成分和生长调节剂浓度。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织形成：在适宜的培养基和条件下，外植体可形成愈伤组织。
愈伤组织是细胞增殖和分化的基础，是组织培养成功的关键。
组培实验的实习报告
一、实习背景随着生物技术的发展，植物组织培养技术作为一种无性繁殖的新技术，在农业、林业、医药等领域得到了广泛应用。
为了提高自身实践能力，我参加了为期一个月的组培实验实习。
本次实习旨在通过实践操作，了解植物组织培养的基本原理、技术流程以及实验方法，提高自己在植物组织培养方面的实际操作技能。
二、实习内容1. 实验目的（1）掌握植物组织培养的基本原理和实验技术；（2）了解植物组织培养在农业生产、医药研究等方面的应用；（3）提高自身动手操作能力和团队协作精神。
2. 实验材料（1）植物材料：柳树、紫玉兰、栀子花等；（2）培养基：MS培养基、1/2MS培养基、改良培养基等；（3）仪器设备：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、培养箱、剪刀、镊子、解剖针等。
3. 实验方法（1）植物材料的采集与处理：选取生长健康的柳树、紫玉兰、栀子花等植物，采集其茎段、叶片等组织，进行消毒处理。
（2）外植体培养：将消毒处理后的外植体接种于MS培养基中，置于培养箱中培养。
（3）培养基的配制与灭菌：根据实验要求，配制不同成分的培养基，进行高压蒸汽灭菌。
（4）观察与记录：定期观察植物组织培养的生长状况，记录培养过程中的各项数据。
三、实习过程1. 实习初期在实习初期，我主要学习了植物组织培养的基本原理和实验技术。
通过查阅资料和老师的讲解，我对植物组织培养有了初步的了解。
在实验过程中，我严格按照操作规程进行操作，确保实验结果的准确性。
2. 实习中期在实习中期，我逐渐掌握了植物组织培养的实验技术。
在老师的指导下，我学会了培养基的配制、灭菌、接种等操作。
同时，我还参与了植物材料的采集、处理等工作。
在实验过程中，我遇到了一些问题，如外植体褐化、培养基污染等，通过查阅资料和请教老师，我找到了解决问题的方法。
3. 实习后期在实习后期，我参与了植物组织培养的整个流程。
从外植体的采集、处理到接种、培养，我都亲身体验了每个环节。
在实验过程中，我积累了丰富的实践经验，提高了自己的动手操作能力。
植物组培实验课分组及任务
植物组培实验课分组及任务实验一：培养基母液和固体培养基的配置（一）实验目的：学习和掌握培养基母液和固体培养基的配置和操作过程，为下一步的接种工作做好准备。
（二）实验内容1.MS大量元素、微量元素、维生素、铁离子和植物生长调节剂（2,4-D、6-BA和NAA）母液的配置；2.单子叶植物（甘蔗、水稻）愈伤组织诱导固体培养基的配置；3.双子叶植物（木薯、红薯）愈伤组织和从芽诱导固体培养基的配置；（三）分组和各组任务每个小组4~5人，自由组合。
一组：配置2,4-D母液200ml（浓度1mg/mL）二组：配置6-BA母液 200ml（浓度为1mg/mL）三组：配置NAA母液 200ml（浓度为1mg/mL）四组：配置0.1%升汞溶液3升，五组：灭无菌水、镊子和刀具等。
水稻愈伤组织诱导培养基：MS+2,4-D 2mg/L+NAA 0.1mg/L水稻愈伤组织诱导培养基：MS+2,4-D 3mg/L+NAA 0.1mg/L配置木薯、红薯丛芽诱导培养基：MS+6-BA 3mg/L+NAA 0.1mg/L （四）每个小组配置固体培养基1000ml，分装成35瓶，每瓶装25~30ml 培养基，每人接种5~6瓶。
（五）培养基配置的操作过程：按量取各组分混匀置于锅中，加入适量的蒸馏水，称取7g琼脂粉和30g蔗糖加入锅中，煮开至琼脂粉和白糖溶解，调pH值至5.8~6.0，混匀，定容至1000ml，混匀，分装，然后高压灭菌20min。
（六）需要准备好接种用的碟子、镊子和刀具，用牛皮纸包装好，进行高压灭菌备用；用瓶子装上清水300ml左右（40-50瓶）、进行高压灭菌，供清洗外植体用。
实验二、几种作物的组培快繁实验技术（一）实验目的1.学习和掌握植物组织培养的外植体消毒、接种和培养的基本过程和实验操作技能；2.采用单子叶和双子叶植物的不同外植体进行接种，比较研究用不同外植体诱导愈伤组织和从芽的效应。
（二）实验内容1.玉米和水稻：（1）水稻和玉米种子先用清水冲洗干净，用0.1%升汞溶液消毒10min，无菌水漂洗3-4次，用种子或胚做外植体接种到培养基上，每瓶接种3个外植体。
组培实验报告结果(3篇)
第1篇一、实验简介实验名称：植物组织培养实验实验目的：通过植物组织培养技术，探究植物细胞分裂、分化和再生能力，掌握植物组织培养的基本操作流程，并观察培养过程中植物组织的生长变化。
实验材料：水稻、玉米、小麦等植物叶片、茎段、愈伤组织等。
实验方法：采用植物组织培养技术，对植物叶片、茎段、愈伤组织进行体外培养，观察其在不同培养基、激素浓度、光照条件下的生长和分化情况。
二、实验结果与分析1. 培养基对植物组织生长的影响实验结果表明，不同培养基对植物组织的生长和分化具有显著影响。
其中，MS培养基（Murashige and Skoog培养基）对植物组织的生长和分化效果较好，愈伤组织诱导率和再生植株数量较高。
（1）MS培养基在MS培养基中，水稻叶片愈伤组织诱导率为80%，玉米叶片愈伤组织诱导率为75%，小麦叶片愈伤组织诱导率为70%。
再生植株数量分别为：水稻40株，玉米30株，小麦20株。
（2）改良MS培养基在改良MS培养基中，水稻叶片愈伤组织诱导率为70%，玉米叶片愈伤组织诱导率为65%，小麦叶片愈伤组织诱导率为60%。
再生植株数量分别为：水稻25株，玉米20株，小麦15株。
2. 激素对植物组织生长的影响实验结果表明，激素对植物组织的生长和分化具有显著影响。
其中，生长素（IAA）和细胞分裂素（KT）对植物组织的生长和分化效果较好。
（1）生长素和细胞分裂素浓度对愈伤组织诱导率的影响当生长素和细胞分裂素的浓度分别为0.5mg/L和0.1mg/L时，水稻叶片愈伤组织诱导率达到最高，为80%。
玉米叶片愈伤组织诱导率达到最高，为75%。
小麦叶片愈伤组织诱导率达到最高，为70%。
（2）生长素和细胞分裂素浓度对再生植株数量的影响当生长素和细胞分裂素的浓度分别为0.5mg/L和0.1mg/L时，水稻再生植株数量为40株，玉米再生植株数量为30株，小麦再生植株数量为20株。
3. 光照条件对植物组织生长的影响实验结果表明，光照条件对植物组织的生长和分化具有显著影响。
组培苗的炼苗实验报告
组培苗的炼苗实验报告实验目的：炼制组培苗并评估其成功率。
实验原理：组培法是植物的无性繁殖方法之一，通过将植物的组织培养于培养基中进行营养和生长，进而繁殖整株植物。
组培苗的制备主要包括以下几个步骤：消毒表面，切取外植体，培养基配制，培养和生长。
实验材料：- 植物外植体：可以选择来自植物茎、叶或芽尖等部位的组织。
- 培养基：包括基础培养基和添加适当激素的生长调控培养基。
实验步骤：1. 消毒表面：将外植体放入70%乙醇中浸泡5分钟，随后转移到稀释过的漂白粉溶液（5%漂白粉）中浸泡20分钟，最后用去离子水冲洗3次。
2. 切取外植体：使用对显微镜进行消毒的工具，如刀片、剪刀等，将外植体切取为适当大小。
3. 培养基配制：根据实验需要，制备基础培养基和添加适当激素的生长调控培养基。
4. 培养和生长：将切好的外植体放入装有培养基的培养皿中，密封好并置于适宜的温度和光照条件下进行培养和生长。
实验结果：根据实验设置的不同条件和培养基的配制，可得到不同的组培苗结果。
观察生长情况，记录外植体的存活率和苗种的生长状况。
实验讨论和结论：通过实验观察结果和记录的数据，可以评估组培苗的制备成功率，并对不同因素对组培苗生长的影响进行分析和讨论。
根据实验结果，可以得出对于特定植物的组培苗制备的最佳条件，以便在实际繁殖中应用。
实验注意事项：1. 实验操作需在无菌条件下进行，避免外界微生物的污染。
2. 使用消毒工具时，进行充分的消毒，以避免传播病原体。
3. 培养基的配制需要保证成分的准确和均匀混合，以保证培养基的质量。
4. 培养皿的密封和温湿度的控制对于组培苗的生长至关重要。
5. 在实验过程中，及时观察和记录外植体的变化和苗种的生长情况，以帮助分析结果和得出结论。
实验补充说明：实验中可以进行不同因素的处理，如不同激素浓度的应用、不同外植体来源的比较等，以探究其对组培苗的影响。
同时，可以结合其他方法，如细胞学观察、遗传学分析等，进一步研究组培苗的性状和品质。
最新组培实验报告
最新组培实验报告
在本次的组织培养实验中，我们的目标是优化植物细胞的增殖条件，并提高培养效率。
实验采用了拟南芥（Arabidopsis thaliana）作为模式生物，以下是实验的主要步骤和结果概述。
实验材料：
- 拟南芥种子
- MS培养基
- 植物生长调节剂（包括生长素和细胞分裂素）
- 无菌水
- 培养皿和培养瓶
- 消毒剂（如次氯酸钠）
- pH计和pH缓冲液
- 显微镜
实验步骤：
1. 种子消毒：首先将拟南芥种子在70%的酒精中浸泡5分钟，然后用无菌水冲洗三次以去除表面杂质。
2. 培养基准备：按照MS培养基配方，添加适量的蔗糖、植物生长调节剂，并调节pH至5.5-6.0。
3. 接种与培养：将消毒后的种子接种到培养基中，放入25°C恒温培养箱中，光照周期为16小时光照/8小时黑暗。
4. 观察记录：每隔一天观察并记录种子的发芽情况、生长状况和细胞增殖情况。
实验结果：
- 在实验的第一周，种子开始萌发，幼苗生长良好，但细胞增殖速度较慢。
- 第二周开始，通过调整培养基中的生长素和细胞分裂素的比例，观
察到细胞增殖速度明显加快。
- 经过四个星期的培养，我们得到了一批增殖良好的细胞团，这些细
胞团可作为后续研究和应用的基础材料。
讨论与展望：
本次实验表明，通过调整植物生长调节剂的比例，可以有效提高细胞
的增殖效率。
未来的工作将集中在进一步优化培养条件，如光照强度、温度和培养基成分，以期达到更高的增殖率和更好的细胞质量。
此外，我们还将探索不同植物种类的组培条件，以拓宽组织培养技术的应用
范围。
组培综合实验报告
一、实验简介实验名称：组培综合实验实验目的：通过本实验，了解组织培养的基本原理和操作流程，掌握植物组织培养技术，并应用于植物繁殖和育种。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过离体培养的方法，使植物细胞或组织在人工控制的环境下生长、发育，最终形成完整的植株。
本实验主要涉及以下原理：1. 细胞全能性：植物细胞具有全能性，即具有发育成完整植株的潜力。
2. 培养基：培养基是植物组织培养的基础，提供植物生长所需的营养物质、激素等。
3. 灭菌：灭菌是防止微生物污染的关键环节，保证培养过程的顺利进行。
4. 光照：光照是植物进行光合作用的必要条件，有利于植物生长。
三、实验材料与仪器1. 材料：（1）植物材料：选用健康、无病虫害的植物器官或组织。
（2）培养基：MS培养基、1/2MS培养基等。
2. 仪器：（1）超净工作台：用于无菌操作。
（2）接种针：用于接种植物材料。
（3）培养箱：用于培养植物材料。
（4）显微镜：用于观察植物细胞形态。
（5）剪刀、镊子、酒精灯、烧杯等。
四、实验步骤1. 材料准备：选取健康、无病虫害的植物器官或组织，用自来水冲洗干净，然后用无菌水浸泡一段时间。
2. 灭菌：将准备好的植物材料放入70%酒精中浸泡30秒，然后用无菌水冲洗干净，再用0.1%氯化汞溶液浸泡5分钟，最后用无菌水冲洗干净。
3. 接种：将灭菌后的植物材料用接种针接种到培养基上。
4. 培养基配制：根据实验需求，配制MS培养基或1/2MS培养基。
5. 培养过程：将接种后的培养基放入培养箱中，控制温度、光照等条件，观察植物材料的生长情况。
6. 观察与记录：定期观察植物材料的生长情况，记录生长状态、植株高度、叶片数量等。
7. 数据分析：对实验数据进行整理、分析，得出结论。
五、实验结果与分析1. 植物材料在培养基上的生长情况良好，部分材料分化出芽和根。
2. 通过观察和记录，发现不同植物材料的生长速度和分化能力存在差异。
3. 分析实验数据，得出以下结论：（1）植物组织培养技术可以成功应用于植物繁殖和育种。
组培实验方案
组培实验方案一、实验目的本实验旨在通过组织培养技术，观察不同生长因子及生长环境对植物生长的影响，了解植物发育的基本过程和规律。
二、实验原理组织培养技术是一种利用高分子基质负责支持和保护植物细胞体的组合细胞培养方法，常用于植物生长和发育的研究。
本实验以豆科代表植物——草履菜为实验材料，采用MS(g)+6-BA、MS(g)+NAA、MS(g)+6-BA+NAA三组处理与对照组，观察不同生长因子及生长环境对植物生长的影响。
三、实验步骤1.培养环境准备：洗涤无菌器、洗手间、超净台、塑料夹子、菌种、MS培养基、琼粉、平板；2.实验前准备：检查装备是否需要消毒，准备组织培养所需物品；3.实验操作步骤：a)将草履菜的种子放置在MS培养基上，放置条件为25±1℃，光照16h/8h黑暗；b)昼夜光周期：草履菜的种子苗维持每日光照12小时和黑暗12小时，温度为25±1℃；c)处理组：将MS(g)+6-BA、MS(g)+NAA、MS(g)+6-BA+NAA均匀滴在琼粉带菌器平板上（除对照组），半透明装入不同的草履菜苗上，放置在培养箱中；d)对照组：将简单培养基MS涂在层面带菌装置上，放置在培养箱中。
4.实验后处理：观测组织生长情况，记录草履菜苗高度及芽数量；四、实验注意事项1.操作前必须穿戴干净的实验服，并洗手消毒；2.操作过程中尽可能避免造成细菌的传播；3.实验室内为严密环境，减小人员出入次数；4.实验后务必清理完毕，保持实验室环境清洁卫生。
五、实验结果分析根据实验结果表明，添加6-BA及NAA处理的草履菜显著高于对照组，且MS(g)+6-BA+NAA的处理效果更佳。
说明在特定的生长因子及环境下，能够改变植物生长与发育进程。
六、实验结论本实验说明了组织培养技术的基本原理和操作方法，通过评估实验结果证明了豆科代表植物——草履菜在不同的生长因子及环境下，对其生长和发育有显著影响。
本实验为今后相关领域开展研究提供了理论和实践基础。
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一、实验室器具洗涤工艺流程：浸、刷、冲、涮、干、存。
洗净判定标准：透明锃亮，内外壁水膜均一，无成股的水流或不挂水珠。
二、无菌室及培养室的日常维护方法：1 启用时清扫擦拭灰尘；2 定期、不定期给予紫外线照射，用来苏尔、福尔马林、双氧水、漂白粉等消毒房间。
三、外植体消毒的一般程序（菊花为例）：选取幼苗——切下合适外植体——流水冲洗10-30min——75%酒精泡30s（倒入废液桶）——0.1%升汞泡10min（倒入升汞回收瓶）——无菌水洗三至五遍。
四、与固体培养基凝固有关因素：1 琼脂浓度过高或用量不足；2 灭菌时间过长或灭菌时未排气；3 灭菌温度过高；4 ph值过酸或过碱；5、操作失误。
五、无菌操作技术要点：1 组培室消毒处理；2 超净工作台开紫外线照射10-20min送风；3 严格消毒外植体；4 已消毒的外植体接触的所有工具、器皿，包括空气均须是无菌的。
六、高压灭菌锅的使用方法：1 开盖：向左旋转移动手轮数圈，直至移动到顶，使锅盖充分提起，拉起左力柱上的保险栓，侧向推开横梁； 2 通电：插好插头，将控制面板上的电源开关按至on处；3 加水：加入约8L淹没发热管；4 堆放：各包之间应留有一定的间隙，勿将灭菌包堵住安全阀气孔；5 密闭：使锅盖与锅体充分密合，绿灯亮时，表示容器密闭到位；
6 灭菌：控制面板上的加热灯亮，待指针指向0.05mp时打开排气阀让少量蒸汽排除，待排尽后关闭排气阀，可以达到灭菌温度均衡的目的；
7 排气：灭菌完成，关闭电源开关，拔掉插头，待压力表指示为零后，开启安全阀，放尽气体；
8 起盖。
七、污染率=100%污染数/总接种数成活率=100%成活的/未污染的
八、继代培养的目的：愈伤组织在培养基上生长一段时间后，营养物枯竭，水分散失，并已经积累了一些代谢产物，此时需要将这些组织转移到新的培养基上，为植株生长提供营养物质。
九、菊花快繁生根培养，选择1/2MS作为培养基的原因：选择1/2MS作为培养基，即降低了无机盐的含量，降低了渗透压，有利于芽系从培养基中吸水，促进根的生长。
十、大蒜脱毒的方法及原理：方法：选择品种和母株——获取茎段——芽段消毒——剥离茎尖接种—分化成苗——保存无毒试管苗——扩展或试管诱导——原种——生长种。
原理：由于病毒在植株体内分布不均匀，存在于根尖，茎尖部分病毒含量低，或无病毒，以茎尖作为外植体，能获得脱毒植株，供繁种、生产使用。
十一、配方1/2MS+BA2.0+NAA0.05+蔗糖3%+琼脂0.7%+PH5.4的含义：1/2MS：降低了无机盐的含量，降低了渗透压，有利于芽系从培养基中吸水，促进根的生长；BA2.0+NAA0.05：即BA=2.0mg/L，NAA=0.05mg/L，Ni=BA/NAA=40,根据植物生长激素CTK/AUK生长调控理论，Ni值越大，越有利于跟的生长。
配置方法：1、洁净的白色搪瓷杯，取蒸馏水700ml，待冒白气加入7g琼脂搅拌至溶化后，加30克蔗糖溶解；2、移取母液（1/2MS):用移液管分别量取MSI 25ml、MSII 5ml、MSIII 5ml、MSV 5ml、MSIV 5ml，取1mlNAA 加入其中;3、将上述溶液定容至1000ml调节ph至5.8; 4、趁热分装，包扎封口；5、高压灭菌锅灭菌15-20min，降温冷却，备用。
十二、快繁的技术路线：取植物外植体——（j1）-诱导丛生芽——（j2）-丛生芽增值——(j3)生根——再生根
十三、大蒜脱毒的工艺流程：选择品种和母株——获取茎段——芽段消毒——剥离茎尖接种—分化成苗——保存无毒试管苗——扩展或试管诱导——原种——生长种。
十四、大蒜脱毒效果检测方法：
十五、简述配500mlMS+BA0.5+NAA0.2+蔗糖3%+琼脂0.7%+PH5.6的过程：1、洁净的白色搪瓷杯，取蒸馏水300ml,待冒白气加入3.5g琼脂搅拌至溶化后，加15克蔗糖溶解；2、移取母液（1/2MS):用移液管分别量取MSI 25ml、MSII 5ml、MSIII 5ml、MSV 5ml、MSIV 5ml，
取2.5mlBA，1mlNAA 加入其中；将上述溶液定容至500ml调节ph至5.6；4、趁热分装，包扎封口；5、高压灭菌锅灭菌15-20min，降温冷却，备用。
十六、组培中外植体污染原因及预防措施：原因：1、培养基灭菌不彻底；2、外植体、工具器皿、空气中本身带毒；3、操作不规范。
预防：1、保持已消毒的外植体接触的所有工具、器皿。
包括空气均是无菌；2、操作规范、认真对待；3、外植体取材要正确小心，消毒时应该彻底。
十七、菊花快繁实验中，请写出所用到的三种培养基，并用器官分化理论简单作出分析
十八、某组培公司计划扩繁非洲菊，拟用配方为：MS+BA2.0+NAA0.1，年计划生产试管苗12万只，请计算出拟购BA的用量（单位：g）。
（注：每升培养基可以分装60只试管）：解：BA2.0即每升要使用2mg；而每升可以分装60支试管故需要120000/60=2000升；因此至少需要拟购2000*2.0/1000g=4g的BA。
十九、某公司经初步实验表明：玫瑰每四周扩繁一次，增殖倍数为4。
现有玫瑰试管苗200只，试计算该公司年产玫瑰苗的数量
产玫瑰苗134.22亿。