real-time PCR 数据分析
实时荧光pcr原理
实时荧光pcr原理实时荧光PCR原理。
实时荧光PCR（Real-time PCR）是一种能够在PCR过程中实时监测DNA扩增情况的技术。
它通过引入荧光探针或染料，实时检测PCR反应体系中的DNA量的变化，从而实现对PCR过程的实时监测和定量分析。
实时荧光PCR的原理主要包括以下几个方面：1. 荧光探针。
在实时荧光PCR中，常用的荧光探针包括TaqMan探针、Molecular Beacon探针和SYBR Green染料。
这些荧光探针在PCR过程中与靶标DNA结合，并产生荧光信号。
通过检测荧光信号的强度，可以实时监测PCR反应的进程。
2. 荧光信号检测。
实时荧光PCR系统配备了特殊的光学检测装置，能够实时监测PCR反应体系中荧光信号的强度变化。
当靶标DNA逐渐扩增，荧光信号也会随之增加。
通过检测荧光信号的变化，可以实时获取PCR反应的动态信息。
3. 数据分析。
实时荧光PCR系统通常配备了专门的数据分析软件，能够实时处理和分析检测到的荧光信号。
通过对荧光信号的定量分析，可以计算出PCR反应体系中靶标DNA的初始量，并绘制出PCR扩增曲线。
通过PCR扩增曲线的形态和特征，可以对靶标DNA进行定量分析和检测。
4. 应用领域。
实时荧光PCR技术在生命科学领域有着广泛的应用，包括基因表达分析、病原微生物检测、基因型分析等方面。
由于其高灵敏度、高特异性和高准确性，实时荧光PCR已成为现代分子生物学研究和临床诊断中不可或缺的技术手段。
总结。
实时荧光PCR技术通过引入荧光探针和光学检测装置，实现了对PCR反应的实时监测和定量分析。
它在生命科学领域有着广泛的应用前景，为基因分析、疾病诊断和药物研发等领域提供了强大的技术支持。
随着技术的不断进步和完善，实时荧光PCR技术必将在未来发挥更加重要的作用。
荧光定量PCR技术
03
结果重复性差
可能原因包括实验操作不规范、仪器 故障等。解决方案包括规范实验操作 、定期维护和校准仪器等。
05
荧光定量PCR技术在生物医学 研究中的应用
基因表达水平检测
绝对定量
通过标准曲线对未知模板进行定量分析，确 定基因的表达量。
相对定量
比较不同样本间基因表达的差异，常用于研究基因 在不同组织、不同发育阶段或不同处理条件下的表 达模式。
光信号的特性，实现对PCR产物的实时监测。
02
第二代荧光定量PCR技术
引入了特异性更高的荧光探针（如TaqMan探针），提高了检测的准确
性和特异性。
03
第三代荧光定量PCR技术
在第二代技术的基础上，进一步改进了荧光探针的设计，引入了多种荧
光基团和猝灭基团，实现了多重荧光定量PCR检测。
应用领域及意义
研究微生物与环境因素的相互作用
荧光定量PCR技术可用于研究微生物与环境因素（如温度、pH值、营养物质等）的相互 作用，揭示微生物在环境中的适应机制和生态功能。
食品安全领域应用
检测食品中的病原微生物
荧光定量PCR技术可用于快速、灵敏地检测食品中的病原微生物，如沙门氏菌、大肠杆菌等，保 障食品安全。
评估食品中的转基因成分
重复性原则
设计合理的实验重复和对照，以验证结果的 稳定性和可靠性。
定量准确性原则
选择合适的荧光定量方法和标准曲线，确保 目标序列的准确定量。
样品准备与DNA提取方法
样品准备
收集待测样品，如组织、细 胞、血液等，并进行适当的 处理，如研磨、裂解等，以
释放DNA。
DNA提取方法
根据样品类型和实验需求选 择合适的DNA提取方法，如 酚氯仿抽提法、试剂盒法等 ，以获得高质量的DNA模板
荧光定量pcr步骤
荧光定量pcr步骤荧光定量PCR(real-timePCR)一种高通量的核酸定量分析技术，用于检测和定量检测基因表达以及实验条件下的细菌基因或病毒基因含量。
荧光定量PCR是基于反转录-聚合酶链反应（RT-PCR）和实时PCR技术，结合这两种技术，可以非常快速地检测和定量基因表达。
本文将介绍荧光定量PCR的步骤。
第一步：样品的准备与检测1.1品的准备：首先，细菌或病毒样品根据实验要求进行灭菌或病毒灭活。
1.2测：根据需要，采用适当的抗体检测样品中是否有病毒和细菌，将病毒和细菌样品中的RNA或DNA分离出来，将分离出来的核酸用于下一步检测。
第二步：荧光定量PCR反应2.1品添加：将分离出来的核酸和所需的实验试剂（如反转录酶、DNA聚合酶、定量PCR探针、模板DNA，以及相关配套试剂）混合，反应体系得到。
2.2动PCR反应：将反应体系定温热处理，使反转录酶向模板DNA 中的特定序列引物亲和，以实现反转录。
2.3入PCR探针：将定量PCR探针加入反应液中，以实现基因表达荧光定量PCR。
2.4复PCR循环：每次循环引入一定量的反应物，以实现基因表达荧光定量PCR，并在每次循环时观察荧光信号，从而实现基因表达定量。
第三步：数据分析3.1据分析：对荧光信号数据进行定量分析，实现基因表达定量，并将结果画在实验曲线上，以观察基因表达的变化情况。
3.2验结果：在实验曲线上，横坐标为PCR循环次数，纵坐标为基因表达量，可以观察实验结果，以确定基因表达量的情况。
荧光定量PCR步骤是用于检测和定量检测基因表达以及实验条件下的细菌基因或病毒基因含量的有效技术，它包括样品的准备和检测、荧光定量PCR反应、数据分析三个步骤，可以快速准确地定量检测基因表达情况，为实验中的细菌和病毒基因分析领域提供有效的参考依据。
RealtimePCR原理及其定量方法
定量PCR技术： 通过对PCR扩增反应中每一 个循环产物荧光信号的实 时检测从而实现对起始模 板定量及定性的分析
2、荧光定量PCR常用的三个概念
扩增曲线、阈值、CT值
plateau phase Liner phase
Exponential phase
Normalised reporter Fluorescence （Rn)
另一种思路
由于PCR反应体系中荧光物质的荧光强度与PCR产物的量成 正比，所以可以用荧光强度来代替PCR产物的量，同时考虑 荧光本底值，则：
Rn= RB+ X0(1+ Ex) Rs
总荧光信号强度=本底信号+分子数量×单位信号强度
Rn：第n个循环时的总信号 RB：本底 RS：单位信号强度 X0：起始DNA数目 Ex：PCR扩增效率
线性关系、扩增效率确认
相关系数（R2）：大于0.98 标准曲线斜率: -3 到 -3.5 PCR扩增效率（Ex）: 0.9到1.2
扩增效率
106 105 104 103 102 10
荧光强度---循环数曲线
初始模板量对数---C(T)循环数标准曲线
扩增效率理论值为1，即每增加一个循环PCR产物加倍。
实时荧光定量PCR原理和定量方法 一、荧光定量PCR的原理
在PCR反应体系中加入荧 光基团，利用荧光信号累积 实现了实时监测整个PCR进程， 对起始模板进行定量分析的 方法。
三个关键词： 实时，定量，荧光
1、定量与常规PCR的差别
常规PCR技术： 对 PCR 扩 增 反 应 的 终产物进行定量及 定性分析
非理想的PCR反应：
Xn＝X0 ×（1＋Ex）n
n：扩增循环数 X0：起始模板数量 Xn：第n次循环后扩增产物数量 Ex：PCR扩增效率
实时荧光定量PCR的数据分析方法
实时荧光定量PCR的数据分析方法
作者：易健明， 屈武斌， 张成岗， YI Jian-Ming， QU Wu-Bin， ZHANG Cheng-Gang
作者单位：易健明,张成岗,YI Jian-Ming,ZHANG Cheng-Gang(军事医学科学院放射与辐射医学研究所,蛋白质组学国家重点实验室,全军军事认知与心理卫生研究中心,北京100850;安徽医科大学研究生院,安徽合肥230032)
， 屈武斌,QU Wu-Bin(军事医学科学院放射与辐射医学研究所,蛋白质组学国家重点实验室,全军军事认知
与心理卫生研究中心,北京100850)
刊名：
生物技术通讯
英文刊名：Letters in Biotechnology
年，卷(期)：2015,26(1)
引用本文格式：易健明.屈武斌.张成岗.YI Jian-Ming.QU Wu-Bin.ZHANG Cheng-Gang实时荧光定量PCR的数据分析方法[期刊论文]-生物技术通讯 2015(1)。
Real-timePCR实验原理与技术
实时荧光定量PCR技术原理
01
在实时荧光定量PCR反应中， DNA模板被扩增时，与荧光探 针结合，产生荧光信号。
02
随着DNA的扩增，荧光信号逐 渐增强，通过对荧光信号的实 时监测和分析，可以计算出 DNA的起始浓度。
03
通过标准曲线或内参基因的校 准，可以将起始浓度转化为目 标基因的表达量或基因拷贝数 。
实时监测荧光信号
实时监测荧光信号，确保PCR产物在指数扩增阶段被检测到。
标准化实验流程
建立标准化实验流程，确保实验结果的可靠性和可重复性。
未来展望
新技术应用
01
随着新技术的不断发展，如数字PCR、微流控PCR等，Real-
time PCR技术将得到进一步优化。
高通量检测
02
通过多重PCR和高通量检测平台，实现大规模样本的快速检测。
03
Real-time PCR 实验数 据分析
数据收集与整理
数据收集
在实时PCR实验中，数据收集通常涉 及记录每个循环的荧光信号强度。这 些数据通常以图表形式表示，其中横 轴表示循环数，纵轴表示荧光信号强 度。
数据整理
收集到的原始数据需要经过整理，包 括去噪、去除异常值和标准化等步骤， 以确保数据分析的准确性。
自动化与智能化
03
实现Real-time PCR的自动化和智能化，提高实验效率，减少人
为误差。
THANKS FOR WATCHING
感谢您的观看
real-timepcr实验原 理与技术
contents
目录
• Real-time PCR 实验原理 • Real-time PCR 实验技术 • Real-time PCR 实验数据分析 • Real-time PCR 实验应用 • Real-time PCR 实验注意事项与优化建
Real-time_PCR(从原理到实验方法及数据分析)
total RNA total RNA
cDNA
cDNA
cDNA
cDNA
相对定量：内对照 Endogenous Control
用以标准化样品操作
time t =0 t=12 t=24 t=48
total RNA total RNA
total RNA total RNA
cDNA
cDNA
cDNA
cDNA
线性图谱
对数图谱
基线
阈值
Ct值
[DNA]0
什么是阈值？
1. 基线（空白）信号的产生是由于测量的偶然误差引起的。 2. 偶然误差的结果满足对数分布。 3. 阈值 = 基线（背景）信号标准偏差 x 10。 4. 由于测量的偶然误差而导致测得的荧光信号大于阈值的概率小于10－5。 5. 当荧光信号大于阈值时，可以肯定是由于PCR的扩增使得荧光强度得以测量。
突变的存在形式
目标序列的有无
等位基因分型
• 定义：等位基因分型(AD)分析是一种多重（每个反应包括一个以上的 引物和探针对）、终点（在PCR过程的终点收集数据）分析实验，用 于检测某个核酸序列的变异。 每个反应中包括两个引物和探针对，允许在一个目标模板序列的单核 苷酸多态性（SNP）位点上出现两个可能的变异基因型。 目标序列的实际量不确定。
1. 2. 3. 4. 5. 6. Transcription Hairpin release in the nucleus Export to cytoplasm Dicer processing Strand selection by RISC Translational repression
*mature active strand
等位基因自动识别软件
Realtime-PCR
实时荧光定量（Realtime ）PCR检测●原理所谓的实时荧光定量 PCR ，其反应体系中，引入了一种荧光化学物质，随着PCR 反应的进行，PCR反应产物不断累计，荧光信号强度也等比例增加。
每经过一个循环，收集一个荧光强度信号，这样我们就可以通过荧光强度变化监测产物量的变化，从而得到一条荧光扩增曲线一般而言，荧光扩增曲线可以分三个阶段：荧光背景信号阶段，荧光信号指数扩增阶段和平台期。
在荧光背景信号阶段，扩增的荧光信号被荧光背景信号所掩盖，我们无法判断产物量的变化。
而在平台期，扩增产物已不再呈指数级的增加。
PCR 的终产物量与起始模板量之间没有线性关系，所以根据最终的 PCR 产物量不能计算出起始 DNA拷贝数。
只有在荧光信号指数扩增阶段，PCR产物量的对数值与起始模板量之间存在线性关系，我们可以选择在这个阶段进行定量分析。
为了定量和比较的方便，在实时荧光定量PCR 技术中引入了两个非常重要的概念：荧光阈值和 CT 值。
荧光阈值是在荧光扩增曲线上人为设定的一个值，它可以设定在荧光信号指数扩增阶段任意位置上，但一般我们将荧光域值的缺省设置是3-15 个循环的荧光信号的标准偏差的 10 倍。
每个反应管内的荧光信号到达设定的域值时所经历的循环数被称为CT 值（ threshold value )。
定量荧光扩增曲线是荧光量与循环数的图表。
荧光阈值线的位置一般事实上位于减去本底的位置上，这时的荧光信号超过了荧光背景信号并且开始增加。
对某一样品的C（ t ）值就定义为荧光量与荧光阈值线交叉时的循环数。
CT 值与起始模板的关系研究表明，每个模板的 CT 值与该模板的起始拷贝数的对数存在线性关系，起始拷贝数越多，CT 值越小。
利用已知起始拷贝数的标准品可作出标准曲线，其中横坐标代表 CT值，纵坐标代表起始拷贝数的对数。
因些只要获得未知样品的 CT值，即可从标准曲线上计算出该样品的起始拷贝数。
SYBR Green Ⅰ荧光染料●荧光定量 PCR 实验过程a. 准备样品及试剂PCR Master Mix ；光学96孔板和光学盖；客户样品cDNA （浓度不低于10ng/ul ）；b. 设计并合成引物和 TaqMan 探针c. 定量 PCR 实验d. 引物和探针稀释e. 制备标准曲线样品取一个客户的样品做至少5个梯度稀释，用于做标准曲线。
Real_Time_PCR
核糖核苷酸
Q
Cycling Probe法基本原理
热变性 退火 酶切 延伸
SYBR Green I法vs Probe法
SYBR Green I 法
◆优点：价栺便宜、使用方便、无需合成特异性探针。 ◆缺点：引物要求高（要求特异性扩增）、不能进行多重PCR。
Probe法
◆优点：特异性强，能进行多重PCR。 ◆缺点：需要设计特异性探针，成本高、有时设计困难。
实时荧光定量PCR
（Real Time PCR）
主要内容
Real Time PCR 基础知识 Real Time PCR 实验方法
Real Time PCR 解析方法
Real Time PCR 应用实例
Real Time PCR 基础知识
Real Time PCR 的用途及原理
Real Time PCR 检测方法
互补性
特异性
★★★
★★★
RT-PCR用引物 ★★
★号表示重要程度，★号越多，表示该参数越重要，设计时要优先考虑
Real Time PCR引物及探针设计
好的引物 需要寻找好的参照序列
目的基因 目的基因序列获得 引物设计 分析序列
RefSeq序列
特异性确认
基因组序列确认 Real Time RT-PCR 引物
Real Time PCR 检测系统
Real Time PCR 用途
定性分析
病毒和病原菌检测 生物品种鉴定
绝对定量
病毒和病原菌定量分析 导入基因拷贝数解析
相对定量
差异显示结果验证 基因芯片结果验证 siRNA效果确认 mRNA表达量分析
SNP解析
GMO定量检测
操作简单，无需电泳，检测快速，降低污染几率， 适用于大量样品检测，检测灵敏度高； 可以在宽广范围内进行准确定量。
pcr数据分析
一般来讲，进行real-time qPCR MasterMix都是2×的浓缩液，只需要加入模板和引物就可以。
由于real-time qPCR灵敏度高，所以每个样品至少要做3个平行孔，以防在后面的数据分析中，由于Ct相差较多或者SD太大，无法进行统计分析。
通常来讲，反应体系的引物终浓度为100-400mM；模板如果是总RNA一般是10ng-500，如果cDNA，通常情况下是1ul或者1ul的10倍稀释液，要根据目的基因的表达丰度进行调整。
当然这些都是经验值，在操作过程中，还需要根据所用MasterMix，模板和引物的不同进行优化，达到一个最佳反应体系。
在反应体系配置过程中，有下面几点需要注意：1. MasterMix不要反复冻融，如果经常使用，最好溶解后放在4度。
2. 更多的配制Mix进行，减少加样误差。
最好能在冰上操作。
一般来讲，进行real-time qPCR MasterMix都是2×的浓缩液，只需要加入模板和引物就可以。
由于real-time qPCR灵敏度高，所以每个样品至少要做3个平行孔，以防在后面的数据分析中，由于Ct相差较多或者SD太大，无法进行统计分析。
通常来讲，反应体系的引物终浓度为100-400mM；模板如果是总RNA一般是10ng-500，如果cDNA，通常情况下是1ul或者1ul的10倍稀释液，要根据目的基因的表达丰度进行调整。
当然这些都是经验值，在操作过程中，还需要根据所用MasterMix，模板和引物的不同进行优化，达到一个最佳反应体系。
在反应体系配置过程中，有下面几点需要注意：1. MasterMix不要反复冻融，如果经常使用，最好溶解后放在4度。
3. 每管或每孔都要换新枪头！不要连续用同一个枪头加样！4. 所有成分加完后，离心去除气泡。
5. 每个样品至少3个平行孔。
参比或者校正染料（reference dye，passive dye）常用的是ROXTM（现在已经是ABI的注册商标了！）或者其他染料，只要不影响检测PCR产物的荧光值就可以。
real time PCR 数据分析
real time PCR 数据分析real-timepcr数据分析无论使用哪种类型的实时PCR，正确的数据分析对于获得有效的实验结果都非常重要。
这里我们介绍实时PCR数据分析的知识。
在讨论基本分析过程之前，先介绍如何设计一个好的实验。
如果你是自己设计的引物和探针，那有助于下一步的工作。
但是在有些情况下，人们使用出版文献上的序列会更方便。
记住，即便是出版物提供的序列也不能保证会得到优化的实验结果。
而且排版错误的可能性也需要考虑在内。
所以进入实验室之前使用blast对全部序列进行核实确保他们是正确的。
下订单前先检察引物和探针的序列和tm值是实验设计的基本要求。
标准曲线是判断实验质量的重要手段。
以已知模板、PCR产物、合成寡核苷酸或转录RNA为标准曲线，可以确定PCR的效率、灵敏度、动态范围等参数。
建立标准曲线时使用od260的模板样本。
模板的总量由DNA分子的数量来描述。
将质量转化为DNA含量的公式如下：（质量（克）*阿伏伽德罗常数）每个碱基的平均质量*模板的长度。
例如，合成70-mer单链DNA时，样品质量为0.8*10-11gm。
代入公式：（0.8*10?-11*6.023*10?23molecules/mole）330gm/mole/base*70base。
如果使用双链模板，基底的平均质量为660克/摩尔/基底。
标准曲线使用的模板含量从1*10?7开始连续稀释7次每次稀释10倍，最终得到10个模板拷贝。
这样的浓度有助于得到最高的δrn和最低的ct。
用excel画曲线时以模板数量的对数值为x，ct（cyclethreshold）值为y轴。
标准曲线的计算公式如下：y=mx+b。
y是CT，M是斜率，x=log10templateamount，b=y-截距。
用斜率计算出实验效率efficiency【10?（-1/斜率）】-1。
实验效率告诉我们pcr反应的执行情况。
鉴定系数r?2是实际结果和理论值相符程度，表示稀释和移液的准确性。
rt-pcr结果判读标准
实时定量聚合酶链反应（Real-time Quantitative Polymerase Chain Reaction，简称RT-qPCR）是一种用于检测和定量RNA表达水平的高灵敏度技术。
RT-qPCR结果的判读通常遵循以下标准：1. 阈值循环（Threshold Cycle，Ct值）：- Ct值是指达到检测阈值时的循环次数，它反映了样本中目标RNA的初始浓度。
- Ct值越低，表示目标RNA的浓度越高。
-通常，Ct值低于某个特定值（如30或35）被认为是阳性结果，高于这个值则认为是阴性结果。
2. 相对表达量：-相对表达量是通过比较不同样本的Ct值来计算的，通常使用2^(-ΔCt)的方法，其中ΔCt是目标基因与内参基因Ct值之差。
-相对表达量大于1表示目标基因的表达量高于参照样本，小于1则表示表达量低于参照样本。
3. 标准曲线和溶解曲线：-标准曲线是通过一系列已知浓度的标准品来建立的，用于校正实验中的技术变异，并确保目标RNA的准确定量。
-溶解曲线用于评估扩增产物的一致性和特异性，通常在扩增结束后进行。
4. 内参基因：-内参基因是用于校正样本间RNA提取效率差异的基因，其表达量通常不受实验条件影响。
-选择合适的内参基因对于正确解读RT-qPCR结果至关重要。
5. 数据分析：-数据分析时，应考虑实验的重复性、样本间的变异性和统计学显著性。
-应使用适当的统计测试来确定结果是否具有统计学意义。
6. 质量控制：-质量控制包括检查RNA的完整性、纯度和浓度，以及PCR扩增的效率和特异性。
-应使用阴性对照和阳性对照来验证实验的准确性和可靠性。
在判读RT-qPCR结果时，应综合考虑上述标准，并结合实验的具体情况和目的进行综合分析。
荧光定量PCR实验及数据分析
荧光定量PCR实验及数据分析一、概述荧光定量PCR（Quantitative Realtime PCR，简称qPCR）是一种结合了PCR技术的高灵敏度和荧光探针技术的实时定量特性的分子生物学分析方法。
该方法通过实时监测PCR反应过程中荧光信号的变化，对模板DNA或RNA的初始浓度进行定量分析。
荧光定量PCR技术在基因表达研究、病原体检测、基因突变分析以及药物疗效评估等领域具有广泛的应用价值。
在荧光定量PCR实验中，通常使用特异性引物和荧光探针来识别并扩增目标序列。
荧光探针的设计是关键步骤之一，它必须能够与目标序列特异性结合并在PCR过程中产生可检测的荧光信号。
实验过程中还需严格控制反应条件，包括温度、时间、引物和探针的浓度等，以确保实验的准确性和可重复性。
数据分析是荧光定量PCR实验不可或缺的一部分。
通过对实验数据的收集、整理和分析，可以获取目标序列的初始浓度信息，进而对实验结果进行解读和评估。
数据分析方法包括相对定量和绝对定量两种，前者通过比较不同样本间目标序列的相对表达量来评估差异，后者则通过标准曲线法或质粒拷贝数法等方法来确定目标序列的绝对浓度。
荧光定量PCR技术是一种高效、灵敏且特异的分子生物学分析方法，对于研究基因表达、病原体检测等领域具有重要意义。
通过不断优化实验操作和数据分析方法，可以进一步提高荧光定量PCR实验的准确性和可靠性，为科学研究和临床实践提供有力支持。
1. 荧光定量PCR技术的概述荧光定量PCR技术，是一种基于DNA聚合酶链式反应的分子生物学技术，它通过引入荧光标记，实时监测PCR过程中目标DNA片段的扩增情况，从而实现对特定基因拷贝数的精确量化。
该技术结合了PCR的高效扩增能力与荧光信号的灵敏检测，使得微量DNA分子的检测成为可能，并在遗传学、分子生物学、医学诊断等领域中发挥着重要作用。
荧光定量PCR技术主要依赖于特异性引物和探针的设计，使得PCR扩增过程具有高度的特异性。
rt pcr的常用方法
rt pcr的常用方法rt-PCR( real-time PCR )是一种用于检测和定量新型冠状病毒(SARS-CoV-2)核酸的技术。
下面是 rt-PCR 的常用方法及其拓展:1. 设计引物:rt-PCR 的第一步是设计引物。
引物是探针分子,用于结合目标核酸,并用于在 rt-PCR 中扩增目标核酸。
引物的质量和准确性对 rt-PCR 的结果至关重要。
通常,引物由两个互补的短链组成,分别位于引物的两端。
引物的长度和结构可以影响 rt-PCR 的反应时间和结果。
2. 提取核酸:从患者或样本中提取足够的核酸是 rt-PCR 的第一步。
通常,需要使用核酸提取试剂盒,将患者或样本中的核酸提取出来。
核酸提取的准确性和效率对 rt-PCR 的结果也有很大的影响。
3. 混合核酸:将提取的核酸与引物一起混合,并使用 rt-PCR 试剂盒进行扩增。
扩增过程中,引物将与目标核酸结合,并生成一个反应物。
这个反应物可以在rt-PCR 中测量,并计算出病毒的数量。
4. 控制温度和湿度:rt-PCR 的反应需要一定的温度和湿度条件。
通常,需要使用专门的 rt-PCR 设备,并将设备放置在适当的温度和湿度环境中。
这有助于提高 rt-PCR 的准确性和效率。
5. 数据分析:一旦扩增了目标核酸,就需要对数据进行分析。
通常,使用rt-PCR 数据分析软件对数据进行处理和可视化。
这可以帮助确定扩增是否成功,并确定病毒的数量。
rt-PCR 是一种快速、准确和灵敏的方法来检测和定量新型冠状病毒。
通过设计合适的引物,提取足够的核酸,并将核酸与引物一起混合,并控制温度和湿度,可以提高 rt-PCR 的准确性和效率。
Real-time PCR数据分析
由于Real-time qPCR 的众多优点，现在已是生命科学领域的一项常规技术。
越来越多的研究文章中涉及RT-PCR 的实验，也基本上被real-time qPCR 所代替。
由于real-time aPCR 输出的数据不同于常规的PCR 电泳检测，不少没有做过real-time qPCR 的研究者往往感到高深莫测，不知从何入手；甚至一些做过次实验的研究者也会对数据处理分析感到迷惑，不知所措。
本文就从real-time qPCR 的发展史说起，包括real-time qPCR 的原理，实验设计，实际操作，数据分析，常见问题解答五个方面，手把手教你从各个方面了解real-time qPCR，彻底的从菜鸟到高手！一、Real-time qPCR 发展史Real-time qPCR 就是在PCR 扩增过程中，通过荧光信号，对PCR 进程进行实时检测。
由于在PCR 扩增的指数时期，模板的Ct 值和该模板的起始拷贝数存在线性关系，所以成为定量的依据。
由于常规的PCR 的缺点，real-time qPCR 由于其操作简便，灵敏度高，重复性好等优点发展非常迅速。
现在已经涉及到生命科学研究的各个领域，比如基因的差异表达分析，SNP 检测，等位基因的检测，药物开辟，临床诊断，转基因研究等。
在Real-time qPCR 技术的发展过程中，定量PCR 仪的发展起了至关重要的作用。
1995 年，美国PE 公司(已经并入Invitrogen 公司)成功研制了Taqman 技术，1996 年推出了首台荧光定量PCR 检测系统，通过检测每一个循环的荧光强度，通过Ct 值进行数据分析。
从而荧光定量PCR 获得广泛应用。
现在的定量PCR 仪有ABI7000、7300、7500，7700、7900HT、StepOnePlusTM、StepOneTM、PRISM@StepOneTM 系列；BIO-RAD 的CFX96、iCycler iQ5@、MyiQ@、MJ Research Chromo4TM Opticon 系列；Stratagene MxTM 系列；Roche LightCycler@ 系列；Eppendorf Masercycler@；Corbett Rotor-GeneTM；Cepheid SmartCycler@和BIOER 的LineGene 系列。
实时荧光定量pcr的方法
实时荧光定量pcr的方法
实时荧光定量PCR（real-time quantitative PCR）是一种用于精确测量DNA 或RNA样本中特定目标序列数量的分子生物学技术。
该方法结合了传统PCR 技术和荧光探针技术，可以在PCR反应过程中实时监测和定量特定目标序列的扩增量。
实时荧光定量PCR的步骤如下：
1. 准备反应体系：包括特定目标序列的引物和荧光探针、PCR反应缓冲液、酶和DNA模板。
2. PCR反应：将反应体系放入实时荧光定量PCR仪中进行扩增反应。
PCR过程中，引物与DNA模板结合，酶进行DNA合成，目标序列得到扩增。
3. 荧光探针监测：在PCR反应中，荧光探针与目标序列结合，产生荧光信号。
实时荧光定量PCR仪会实时监测和记录荧光信号的强度。
4. 数据分析：实时荧光定量PCR仪会根据荧光信号的强度，通过计算机算法来计算目标序列的起始数量。
可以利用标准曲线法或相对定量法进行数据分析，得到目标序列的绝对或相对数量。
实时荧光定量PCR具有高灵敏度、高特异性、高准确性和广泛线性范围等优点，
广泛应用于分子生物学、医学诊断、基因表达分析等领域。
Realtime-PCR溶解曲线分析
首先我们得来说说染料法SYBR Green的原理，SYBR Green能够结合在双链DNA上面的荧光染料，只有结合了双链DNA，才会发荧光，而游离的不会发光。
图1 SYBR Green原理
但是，染料没有选择特异性，就是只要有双链DNA，就会染上，并发荧光。
如果使用的引物产生了非特异性扩增，那么荧光强度就不是目的条带真实的强度，因此会产生严重偏差。
融解曲线我们如何判断本次qPCR扩增的都是目的片段
呢？这就需要用到融解曲线。
在qPCR循环反应结束之后，系统会进行测定融解曲线，通常的方式就是从70度加热到90度，然后每隔一定时间（1s或者少于1s）测定系统荧光强度，随着温度的升高，dsDNA都解开双链，SYBR Green 都游离之后不发荧光，荧光逐渐下降。
那么画出来一个个荧光强度和温度的曲线：
图2 融解曲线
然后我们运用医学中学到的高等数学C的求导，把荧光强度对温度求导，得出下图
图3 融解曲线的求导
为什么中间的峰那么高？dR/dT 越大，表明荧光值变化最快。
随着温度上升，达到图中Tm点时，大部分扩增出来的双链DNA解开，荧光值下降非常快。
如果qPCR产物非常特异那么，融解曲线在80-90之间会形成一个单峰(温度和qPCR产物长度以及GC含量相关)。
但是除了单峰还会出现什么样的情况呢？请看下面两个示意图
图4 前置杂峰
图5 后置杂峰。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
real-time PCR 数据分析无论所使用的real-time PCR是何种型号，正确的数据分析对于获得有效的实验结果都是至关重要的。
这里介绍有关real-time PCR数据分析的知识。
在讨论基本分析过程之前，先介绍如何设计一个好的实验。
如果你是自己设计的引物和探针，那有助于下一步的工作。
但是在有些情况下，人们使用出版文献上的序列会更方便。
记住，即便是出版物提供的序列也不能保证会得到优化的实验结果。
而且排版错误的可能性也需要考虑在内。
所以进入实验室之前使用BLAST对全部序列进行核实确保他们是正确的。
下订单前先检察引物和探针的序列和Tm值是实验设计的基本要求。
标准曲线是判断实验质量的重要手段。
使用一个已知的模板，PCR产物，合成的寡核苷酸或转录的RNA做个标准曲线能够确定PCR的效率，敏感性，动态范围和其他的参数。
建立标准曲线时使用OD260的模板样本。
模板的总量以DNA分子的数量来描述，把质量转化为DNA含量的公式如下：（质量（克）*阿伏伽德罗常数）每个碱基的平均质量*模板的长度。
例如，合成70-mer的单链DNA，样本质量为0.8*10ˆ-11gm。
代入公式得：（0.8*10ˆ-11*6.023*10ˆ23molecules/mole）330gm/mole/base*70 base。
如果使用双链的模板，则碱基的平均质量为660gm/mole/base。
标准曲线使用的模板含量从1*10ˆ7开始连续稀释7次每次稀释10倍，最终得到10个模板拷贝。
这样的浓度有助于得到最高的ΔRn和最低的Ct。
用Excel画曲线时以模板数量的对数值为X，Ct（cycle threshold）值为Y轴。
标准曲线的计算公式如下：y=mx+b。
y就是Ct，m是斜率，x=log10template amount，b=y-intercept。
用斜率计算出实验效率Efficiency【10ˆ（-1/斜率）】-1。
实验效率告诉我们PCR反应的执行情况。
鉴定系数rˆ2是实际结果和理论值相符程度，表示稀释和移液的准确性。
y-intercept说明实验的敏感度和模板含量的精确度。
通过已知的模板含量，可以计算合成一定的DNA含量需要多少次循环：n=Log（Nn）-Log（N0）/Log（1+E）Nn是n次循环后的模板含量，N0是原来的模板含量，E是实验效率Efficiency，n是所需的循环数。
一个完美实验的斜率是-3.32，效率Efficiency是100%，y-intercept在33到37次循环之间，r^2是1.00。
如果效率（Efficiency）较低，y-intercept较高，这意味着循环开始时DNA的含量不足或需要多跑几个循环。
可以接受效率Efficiency在95-100%之间的实验结果，但如果y-intercept大大高于37或低于33，这说明没有准确的查明样本数量。
通常偏高的y-intercept 值是以低浓度存储，反复冷冻解冻造成样本变性的结果。
以标准曲线证实实验有效后，就能把同样的规范用于cDNA或RNA来优化样本准备。
设备运行后的数据分析建议按照以下的步骤进行。
1. Amplification curves。
如果没有这个曲线或看上去不正常，一定要查明原因解决问题。
首先应检查染色层（dye layer）和指定的reporter，看似简单的方法确是最有可能的解释。
如果曲线看上去很不规则，可能是样本中没有荧光剂，或者是加样口根本没有样本。
具体是那种情况大约在40次循环后就可以判明，解决方法是调节设备放弃那些无用的加样口，使曲线得以连贯。
2. Baseline所有的real-time PCR都用基线（Baseline）在早先的几次循环时来检测背景噪音和荧光剂里的试剂。
这样不完整的弧线出现在正式的读出数据之前，大约在第1个到第10个循环之间。
如果Ct的最低值小于基线的上限，应该调整基线值。
通常设置2-3个循环基线的上限低于Ct最低值。
判断基线设置是否合适可以观察增扩曲线（amplification curve）Y轴(ΔRn)的线性表达而不是对数方式，有时对数曲线上看似较好的趋势在线性图上则能反映出问题。
如果上限过高，会出现在基线之下很低的Ct。
调节基线直到曲线的直线部分与基线相仿。
正确的调节会使得彩虹状残缺的对数曲线消失。
同样地，极限的上限可能会过低，也可以观察线性增扩曲线来了解。
调节基线的影响主要在于低Ct的样本或高含量的模板，如果必须重复试验，稀释模板2倍就相当于把Ct系数改变1。
下一步的重点在设置正确的阈值。
当所有增扩标定点处于指数级增长阶段，用对数值显示Y轴。
不太可能设置阈值能适合所有的曲线，一个实验里采用多种阈值只适用于mRNA含量低造成ΔRn 非常低的情况。
有人认为阈值尽可能比较好，有些分析软件调整阈值造成标准曲线有很高的R^2。
还有人认为最精确的Ct来源于选择SDM最大的曲率。
其实并没有最佳的阈值，设置低造成低Ct 也许有益于某些情况。
样本含量上2倍的差异带来Ct值1倍的变化，对效率（efficiency）的影响接近100%。
3. 污染控制（No template controls，NTC）确保测试的是样本为不是污染物，建议在正式样本前的加样孔中加入2-3个无模板对照样本。
加入正式样本前先封闭对照组，同样准备2-3对照样本在加样完成后加入。
这个步骤能发现样本是否被污染及其程度。
NTC显示Ct值低于40，可以检查增扩曲线来了解详情。
如果曲线平稳的增加不存在指数级的提高，或增扩速度很慢，用线性图观察ΔRn图形。
一种情况是下降的ROX同时FAM不变。
另一种是FAM上升但ROX不变。
使用多重试图检查每个加样孔的所有荧光试剂，搞清楚报告的信号和有关染料的关系。
如果是轻度污染，可以调节阈值来消除影响或移除有关的加样孔。
如果NTC出现指数级增扩，会是先前实验留下的PCR产物造成的。
处理方法：用dUTP (2’deoxyurindine 5’triph osphate)和酶UNG(uracil-N-glycosylase)替换dTTP。
4. 无逆转录控制（No reverse transcription control）如果real-time PCR用于mRNA定量分析，需要评估样本中染色体污染物的总量。
加入一个不含逆转录酶的样本（-RT）。
如果-RT的结果是阳性的，可以用DNase处理样本去掉主要的污染物但会减低RNA的产量，或设计引物/探针跨基因间区，或一直使用逆转录控制。
阳性控制阳性控制最好的方法是标准曲线。
用它来做量化分析，斜率和y-intercept反映了实验质量。
如果不能使用一条人工标准曲线，一条覆盖小段DNA或全长RNA的标准曲线能反映出实验的效率。
如果实验没有增扩效果，把注意力放在试剂和模板可能存在的问题上。
5. 实验样本不同厂商的探针会有不同的表现和不同的最大ΔRn值，这个差别能从实质上影响ΔRn。
但它们不会妨碍指数级增扩，只要增扩期间在设置好阈值相关数据就可用于分析工作。
有可能出现当ROX平稳下降，一些曲线在指数级增扩前是平行的状况。
还有可能看似存在增扩的曲线其实是假的。
分析软件会尽其所能处理数据，然而如果ΔRn大大的低于1，应该直接怀疑没有真正的增扩存在无论曲线看上去如何。
6. CV（coefficient of variance）CV（coefficient of variance）是标准偏差除以算数平均，用来测量实验内的再现性和实验的变化。
如果CV值较小对实验没有影响。
如果一个加样口的值明显不同于其他的，重复后的实验任然出现这样的结果，使用多成分窗口（multicomponent view）或光谱窗口（raw spectra）检查增扩情况。
如确实没增扩就需检查是否加入了探针荧光剂，也要可能缺少了探针。
排除了探针的可能性后再检查是否加入了模板。
如果异常加样口的Ct较低，可能模板被加了2次。
重复加入模板只会降低Ct 1，如果CV值大，这个想象不会被发觉。
另一个推测是容器没有很好的密封，一些加样口或试管里的试剂蒸发了。
7. 定量数据完成初步的实验和分析后，下一步要决定如何有意义地比对数据。
量化mRNA和DNA的标准曲线有时作为绝对量化的参考。
标准曲线允许在质量基础上计算总量未知的样本，但是无论材料浓度的精确性如何，最终结果是相对于一个单位的定义。
大部分设备的软件可以按事先指定的单位计算总量，也可按以下的公式：Log10 copy number = Ct–y-intercept/slope。
重要的是检验你的试剂能够给出100%的反应效率。
没必要指望你的样本里会有一个能给出精确的基因表达测量。
有关规范化和相对量化的内容本文不做展开讨论。
8. 数据统计实验完成了，数据也分析了，还有什么可做的？还有很多，real-time PCR统计与大量参数有关，如实验过程中的细胞收获，核苷酸，提取技术，逆转录，PCR条件和试剂等情况。
使用你的数据之前有必要先进行统计整理。
数据的表达取决于实验的目的，如测试受某因素影响前和后的基因表达，正常细胞对比癌症细胞，时间的影响等等。
另一类如食物、水、环境中的微生物含量，确认生物芯片、siRNA的结果等等。
根据实验的类型，有关数据应该按一定的原则整理有助于读者观察到变化，包括数据含义，标准差，置信区间。
有些统计用于告诉读者存在重大差异的可能性，大多数real-time PCR是检验假设的结果，有时这些差异很明显统计步骤只是走过场。
但是生物系统是不断变化的，不精确的，有时统计能说明数据的排他性。