PCR注意事项
PCR使用注意事项有哪些
PCR使用注意事项有哪些PCR（聚合酶链式反应）在分子生物学研究中扮演着重要的角色。
它是一种高度敏感、高度特异的技术，用于扩增特定的DNA序列。
虽然PCR技术相对简单，但在使用时仍需注意以下事项才能确保结果准确可靠。
1. 实验室准备a. 工作台和仪器确保实验室工作台、仪器以及所有用具都处于洁净状态，并进行彻底清洁和消毒，以避免污染样品。
b. 基因室PCR实验通常在基因室进行，以尽量减少外部DNA的干扰。
基因室应遵循严格的无菌操作和试验装备清洁标准。
c. 防止污染实验操作：避免接触外部DNA源，如手指、衣物等。
戴手套，使用洁净的微量移液器，并保持小心操作。
试剂和试验装备：选择高质量的试剂，并避免接触可能被污染的物品。
每个试剂都应有专用的洁净工具，避免交叉污染。
2. 样本处理a. 样本采集样本采集时应采取适当的操作方法，并严格遵循相关伦理规定。
确保样本收集后尽快进行处理。
b. DNA提取DNA提取过程要注意有效去除可能影响PCR的抑制物质（如血液中的血红素）。
遵循适当的提取方法和相关操作规程。
c. 样品储存如果无法立即处理样品，应储存于低温下以防止DNA降解。
遵循适当的样品储存条件和时段。
3. 试剂与引物a. 试剂质量选择高质量的试剂，特别是聚合酶和缓冲液等关键试剂。
定期检查试剂的有效期限。
b. 引物设计引物设计的合理性对PCR结果至关重要。
确保引物序列与目标DNA序列完全匹配，并考虑二聚体和其他非特异性连接的可能性。
4. PCR反应a. 反应体系反应液配制：精确称量和混合所有试剂，并使用无菌过滤器过滤以避免污染。
遵循特定的反应体系和配方。
反应管选择：使用透明、无RNase/DNase的PCR管，以充分观察反应过程和减少污染风险。
b. 循环条件PCR循环条件（如温度和时间）应根据模板DNA和引物的特性进行优化。
适当的循环条件可以提高PCR的特异性和准确性。
c. 阶段控制控制PCR反应的每个阶段的时间和温度，以确保充分扩增目标序列，并避免异源DNA污染。
pcr扩增实验注意事项
pcr扩增实验注意事项PCR扩增实验注意事项PCR（聚合酶链反应）是一种广泛应用于分子生物学研究的技术，可在短时间内迅速扩增DNA片段。
PCR实验的成功与否直接影响实验结果的准确性和可靠性。
为了确保PCR实验的顺利进行，以下是一些值得注意的事项。
实验前的准备工作在进行PCR实验之前，必须进行充分的准备工作。
这包括准备PCR试剂，如引物、模板DNA和聚合酶等，以及实验器材的消毒。
1.引物的设计与选择PCR扩增所需的引物应具有良好的特异性，能够与待扩增的目标DNA序列完全互补。
引物的设计可以借助于计算机软件进行，以确保引物的特异性和扩增效率。
此外，引物的长度应适中，通常选择15-30个核苷酸的长度。
2.模板DNA的准备与稀释模板DNA是PCR扩增的起点，它必须具有足够的纯度和浓度。
在准备模板DNA时，应注意避免DNA的降解和污染。
同时，还需要将模板DNA 稀释到适当的浓度，以确保PCR反应的最佳效果。
3.实验器材的消毒PCR实验需要在无菌条件下进行，以避免外源性DNA的污染。
在实验前，所有的器材和试剂瓶口都必须经过高温消毒，或使用酶切酶或DNase去除潜在的污染。
实验操作步骤实验操作步骤是PCR实验中最关键的部分，任何疏忽都可能导致实验失败或产生虚假结果。
以下是PCR实验中的一些重要操作步骤。
1.反应体系的配制PCR反应体系通常包括引物、模板DNA、dNTPs、聚合酶和缓冲液等组分。
根据实验需要，在计算器或试剂盒说明书的指导下，计算和配制所需的每个组分的量。
2.反应管的装填和密封将配制好的PCR反应体系分装到PCR反应管中，并在反应管盖上加上适当的密封层，如矿物油或矽胶珠。
这样可以防止反应体系的蒸发和污染。
3.反应条件的优化PCR反应需要针对性地进行优化，包括反应温度、循环数和延伸时间等参数。
通过合理调整这些参数，可以最大限度地提高PCR扩增的效率和特异性。
4.防止污染和交叉污染PCR反应对DNA污染非常敏感，因此需要特别注意防止样品之间的DNA 交叉污染。
pcr 操作中最应该注意的事项
pcr 操作中最应该注意的事项PCR（Polymerase Chain Reaction）是一种常用的分子生物学技术，用于扩增DNA片段。
在进行PCR操作时，有一些非常重要的事项需要特别注意，以确保实验的准确性和可靠性。
以下是在PCR操作中最应该注意的事项：1. 实验室操作规范：在进行PCR操作之前，需要做好实验室操作规范的准备工作，包括戴好实验手套、穿好实验服、清洁操作台面等。
避免在实验室中进食、饮水或使用手机等。
2. 检查实验仪器和试剂：在开始PCR实验之前，需要确保PCR仪器的正常运转和试剂的完整性。
检查PCR仪器的温控系统、离心机的转速、试剂的保质期等，确保实验条件的准确性。
3. 建立阳性和阴性对照：在每次PCR实验中，都要包括阳性对照和阴性对照，以验证实验的准确性。
阳性对照应包括已知的阳性样品，而阴性对照则应该是未添加DNA模板的反应混合物。
4. 采用单独的PCR实验室：为了避免PCR实验中的污染，最好在专门的PCR实验室中进行实验，避免与其他实验室中的DNA样品混合。
5. 严格控制实验条件：在PCR实验中，需要严格控制实验条件，包括温度、时间、试剂比例等。
确保PCR反应体系的均匀混合、温度梯度的准确性和反应时间的精确控制。
6. 避免污染：PCR实验非常容易受到外源DNA的污染，因此需要避免在实验室中的DNA样品和PCR产物的交叉污染。
实验中应该使用滤器枪头、一次性试剂盒等措施，避免污染的发生。
7. 定期维护PCR仪器：PCR仪器的维护对实验的准确性非常重要。
定期清洁PCR仪器的加热盖、检查温度控制系统的准确性、更换磁力搅拌器的磁子等，确保PCR仪器的正常运转。
8. 标记实验样品：在进行PCR实验时，需要对实验样品进行正确的标记，包括样品的编号、实验日期、PCR程序名称等。
避免实验样品的混淆和实验结果的不准确。
9. 注意PCR产物的保存和处理：PCR产物的保存和处理对实验结果的可靠性有着重要的影响。
pcr的操作及注意事项
PCR的操作及注意事项一、PCR简介PCR（Polymerase Chain Reaction）是一种常用的分子生物学实验技术，用于扩增特定的DNA片段。
PCR技术的广泛应用，使得其操作和注意事项变得尤为重要。
本文将介绍PCR的操作步骤以及需要注意的事项。
二、PCR的操作步骤1. DNA提取首先，需要从样本中提取目标DNA。
常用的提取方法包括酚氯仿法、热碱法和商业DNA提取试剂盒。
在提取DNA的过程中，应注意减少污染，保持工作区域清洁。
2. PCR反应液的配制将PCR反应液的各种试剂按照实验方案的要求配制好，主要包括模板DNA、引物、dNTPs、缓冲液和聚合酶。
保持试剂的新鲜和纯净，避免重复冻融。
3. PCR反应的设置将PCR反应液分装到反应管中，可根据需要设置多个反应管。
注意反应管的密封性，避免样品蒸发和污染。
同时，设定PCR反应的温度程序，包括变性、退火和延伸的温度和时间。
4. PCR反应的程序将反应管放入PCR仪中，启动PCR程序。
确保PCR仪的温度控制准确可靠，保持反应过程的稳定性。
根据目标DNA片段的大小，调整PCR的循环次数，一般为25-35个循环。
5. PCR产物的分析PCR反应结束后，可以通过各种方法对PCR产物进行分析，常用的方法包括琼脂糖凝胶电泳和DNA测序。
分析结果能够验证PCR扩增的特异性和产物的纯度。
三、PCR操作的注意事项1. 高品质的DNA模板PCR反应的成功与否与DNA模板的质量有很大关系。
因此，在进行PCR实验前，应确保使用高质量的DNA模板，如通过琼脂糖凝胶电泳进行检测。
2. 引物的设计和质量PCR反应中使用的引物应具有较高的特异性和准确性。
在设计引物时，应避免引物间的互补性，以免出现非特异扩增。
同时，引物的质量也很重要，选择高纯度的引物可以提高PCR反应的成功率。
3. 操作区域的消毒与隔离为了避免PCR反应过程中的污染，应定期对实验区域进行消毒，如操作台面、工作台和仪器表面。
PCR操作过程中的注意事项
PCR操作过程中的注意事项PCR（聚合酶链式反应）是一种用于扩增DNA片段的常用技术。
在进行PCR实验时，需要特别注意以下几个方面，以确保实验的成功和准确性。
实验室准备在进行PCR实验之前，需要准备一个干净整洁的实验室环境。
实验台面和操作工具应经过彻底清洁和消毒，以防止外源性污染。
此外，实验室应具备相应的PCR工作区，以便进行样品准备、试剂配制和扩增反应。
样品处理在处理样品前，应注意避免自身和外源性DNA污染。
实验人员应保持良好的个人卫生习惯，并佩戴手套、口罩和实验外套。
样品处理区应与其他区域隔离，并使用专门的试剂和工具，以防止交叉污染。
反应管选择和处理选择高质量的PCR反应管以确保准确的结果。
反应管应具有良好的耐热性和密封性。
在使用反应管之前，应检查是否有破损或污染。
使用无RNase/DNase酶的反应管，并在实验过程中避免接触皮肤和外源性RNA/DNA。
试剂配置和操作PCR试剂应根据厂家说明进行配置和操作。
重量和体积的测量应精确，并使用纯净的洗净水或无核酸酶的溶剂溶解试剂粉末。
如有需要，可以使用过滤器或离心机去除可能的污染物。
扩增反应条件PCR反应的成功与否取决于反应条件的优化。
实验人员应根据模板DNA的特性和扩增片段的大小选择合适的引物、试剂浓度和温度。
为了避免非特异性扩增，温度梯度PCR或优化的程序温度是必不可少的。
工作流程严谨在进行PCR实验时，应遵循严谨的实验流程。
准确记录每一步操作，包括试剂配制、样品处理、扩增反应条件和时间。
要尽量避免温度变化和长时间暴露，以防止DNA 降解和酶的活性损失。
阴性对照和负对照为了排除污染、引物非特异性扩增和假阳性的可能，实验中应设置阴性对照和负对照。
阴性对照是在反应中添加无模板DNA的反应管，负对照是在反应中不添加任何试剂。
通过与实验组的对照组比较，可以确定实验结果的准确性。
PCR产物处理在PCR反应后，应根据实验目的选择合适的PCR产物处理方法。
可以通过琼脂糖凝胶电泳、限制性酶切、测序等技术进行PCR产物的检测和分析。
PCR注意事项
PCR注意事项
1.用过的抢要调回最大值，用完装枪头的盒子要记得盖上。
2.红色PCR仪用的是平头的管子，白色PCR仪用的是凸头的管
子。
3.设置的程序可以标为自己的名字，储存在PCR仪中，下次使
用时调出即可。
PCR仪使用要登记。
4.无菌水存于-20°，Buffer和镁离子可以放在自己的盒子里，
Taq酶由张仰齐保管（保管半年），用时找他拿，用后要登记，dNTP为公用，存于-20°。
引物BOSS设计好由生工合成，自己的引物自己保管，一般需要将引物稀释若干倍使用。
5.连续使用PCR仪，中间间隔时间不少于半小时，供设备休息。
6.如果不是要回收的片段不必非要用新胶，旧胶即可，电泳完
毕记得关闭电泳槽的电源，观察完毕后将旧胶扔进指定的袋子，其他物件归位
PS: 温馨提示大家，电泳后如果带型好，要及时拍照，做到有图有真相，以后的数据和图片也要及时保存，非常重要。
PCR 操作注意事项
PCR 操作注意事项一、在样品的收集、抽提和扩增的所有环节都应该注意：1、戴一次性手套，若不小心溅上反应液，立即更换手套。
2、使用一次性吸头，严禁与PCR产物分析室的吸头混用，吸头不要长时间暴露于空气中，避免气溶胶的污染。
3、避免反应液飞溅，打开反应管时为避免此种情况，开盖前稍离心收集液体于管底。
若不小心溅到手套或桌面上，应立刻更换手套并用稀酸擦拭桌面。
4、操作多份样品时，制备反应混合液，先将dNTP、缓冲液、引物和酶混合好，然后分装，这样即可以减少操作，避免污染，又可以增加反应的精确度。
5、最后加入反应模板，加入后盖紧反应管。
6、操作时设立阴阳性对照和空白对照，即可验证PCR 反应的可靠性，又可以协助判断扩增系统的可信性。
7、尽可能用可替换或可高压处理的加样器，由于加样器最容易受产物气溶胶或标本DNA的污染，最好使用可替换或高压处理的加样器。
如没有这种特殊的加样器，至少PCR操作过程中加样器应该专用，不能交叉使用，尤其是PCR产物分析所用加样器不能拿到其它两个区。
枪头应选用带滤芯的。
8、重复实验，验证结果，慎下结论。
二. 试剂准备阶段1、试剂准备是PCR 操作的第一个流程，需要在试剂贮存和准备区的超净工作台或生物安全柜进行，用确保无污染的移液器、枪头及容器等进行分装。
2、所有的PCR 体系都应该在- 20℃保存，除了ddH2O 之外，其余的试剂组份需完全融化之后再加入，以免影响浓度。
3、配制反应体系应在快速进行，以减少非特异性扩增。
体系配制完成之后应马上进行PCR 反应。
三.样本制备阶段1、样本制备是整个PCR 反应中最为关键的环节，在接收样本时一定要确保样本的密封性以及样本编号的唯一性。
2、严格遵守操作规程进行加样操作，操作时候尽量少说话或者不说话。
3、所有操作需要在生物安全柜内进行，操作前后生物安全柜需要进行紫外灯消毒，注意生物安全柜中物品的排放。
4、戴手套并勤于更换，要有「无核酸观念」。
PCR实验操作注意事项
操作注意1.冻结制品融解后请上下颠倒轻轻均匀混合，避免振荡器等剧烈搅拌。
混匀制品后请用离心机轻微离心后使用。
2.本制品使用前请于-20℃保存，使用后请立即保存于-20℃。
3.尽量避免多次反复冻融，如果需要多次使用时，请在第一次融解后将制品按适当量分装后保存。
4.本制品中不含有荧光探针、荧光染料等。
5.反应液的配制、分装请一定使用新的（无污染的）枪头、Microtube等，尽量避免污染。
6.在操作中，应使用不含荧光物质的一次性手套(经常替换)、一次性薄壁进口200μl PCR管、移液器头(带滤嘴自卸式)，不能用手直接触摸PCR反应管。
7.操作台、移液器、离心机、扩增仪等仪器设备应经常用10%次氯酸钠及/或70%乙醇擦拭消毒。
实验房间、超净工作台应定期及每次实验后用紫外灯处理。
8.试剂盒请在保质期内使用。
9.配制反应体系过程中若需标记，请在试管架或离心机管架上标记，不要直接标记在离心管上。
10.实验中涉及的有害有毒的标本及试剂应妥善放置，专人保管；废弃物应置专门容器中，妥善处理。
11.荧光探针应避光保存，加入反应液中后，应尽快配制好反应体系进行扩增。
12.配制反应体系时，应注意移液器的使用方法，所有的液体都要缓慢加至管底，不要加至管壁，所有液体的混匀要用振荡器进行，不能用移液器吹打，避免产生气泡。
反应体系配制完毕后低速离心数秒，立即进行PCR扩增。
●Real Time PCR操作顺序1.溶解试剂，上下颠倒混匀，确认溶液完全溶解。
注）避免用振荡器混匀，剧烈振荡会降低制品性能。
长时间室温放置会降低制品性能。
2.按照说明书计算其余各组分的用量。
3.配制PCR反应用混合液，分装至PCR反应管中。
4.添加PCR扩增用模板。
5.使用Real Time PCR扩增仪，进行PCR扩增反应。
注） 1. 反应液配制方法和PCR扩增条件请参照使用方法。
2. Real Time PCR仪的使用方法，请参照各种仪器说明书。
3. 50℃ 2分钟→95℃ 20分钟这两步用于消除扩增产物片段污染，灭活UNG酶和进行热启动Taq 酶。
验证PCR注意事项
验证PCR注意事项PCR（聚合酶链反应）是一种被广泛应用的基因检测技术，可以在短时间内扩增小片段DNA，使其数量快速增加。
然而，PCR技术操作繁琐，在实验过程中存在许多需要注意的事项，下面我将详细回答并讨论PCR技术的注意事项。
1. 实验室准备：在进行PCR实验前，要充分准备实验室所需的基本设备和试剂，如PCR仪、热循环程序控制器、离心机、PCR试剂盒等。
还需要保证空间干净整洁，避免交叉污染。
2. 基因组DNA提取：PCR反应的第一步是提取样本中的DNA，注意要选择适当的提取方法。
常用的方法有酚/氯仿法、磁珠法、硅胶膜法等，具体选择取决于样本类型和实验目的。
此外，提取过程中要避免样本的污染，严格遵守操作规程。
3. 靶标序列选择与设计：设计引物是PCR反应成功的关键。
引物应与目标DNA序列互补，长度在18-30碱基之间，GC含量约为50-60%。
引物间应该没有互补碱基片段，以避免引物二聚体的产生。
在设计引物时，可以利用一些在线工具进行引物评估，确保引物的特异性和稳定性。
4. 引物浓度的优化：引物浓度的优化对PCR反应的成功与否至关重要。
引物过多会导致引物二聚体或非特异性扩增，引物过少则可能导致不稳定的扩增。
一般来说，引物的最佳浓度为0.1-0.5μmol/L。
5. PCR反应体系的优化：PCR反应体系主要包括引物、DNA模板、dNTPs、聚合酶、缓冲液和Mg2+等。
体系中各个组分的浓度和比例需要优化，以确保PCR反应的成功。
一般来说，每个PCR反应管中最终反应体积为20-50μl，引物浓度为0.2-0.5μmol/L，模板DNA浓度为10-200ng。
6. 热循环程序设置的优化：PCR反应的关键步骤是反应体系的热循环程序。
温度和时间的设置需要根据引物和目标序列的特性进行优化。
常规的PCR热循环程序包括：变性（94-98C）、退火（50-68C）和扩增（72C）等步骤，反应周期数一般为25-40个。
pcr注意事项
PCR做了很多，根据论坛和自己的经验总结了一下几点，算是抛砖引玉吧，呵呵：
1）PCR实验一定要保管好试剂，防止交叉污染，尤其是ddH2O2的交叉使用，极易引起污染（惨痛的教训）！
2)NA处理最好用硅烷化塑料管以防粘附在管壁上，所有缓冲液吸头、离心管等用前必须高压处理，常规消耗用品用后作一次性处理，避免反复使用造成污染。
3)PCR在超净台内进行，操作前后紫外灯消毒。
（不一定需要）
4)超净台内设内供PCR用微量离心机、一次性手套、整套移液器和其它必须品；移液品用一次性吸头和活塞的正向排液器，防止移液器基部污染。
5)PCR操作应戴手套并勤于更换。
5)成套试剂，小量分装，专一保存，防止它用。
配制试剂用新器具，用后作一次性处理。
6)试剂管用前先瞬时离心（10s），使液体沉于管底，减少污染手套与加样器机会。
7)最后加模板DNA（包括在石蜡油后），马上盖好，混匀，瞬时离心（10s），使水相与有机相分开。
加入模板且忌喷雾污染，所有非即用管都应盖严。
加模板DNA后应更换手套。
8)引物稀释时，要首先瞬时离心，以避免粉末状引物在开盖时弹出管外。
9)实验设阳性、阴性对照。
PCR注意事项
PCR操作规程1. PCR试剂要做好预混和分装：所有的PCR试剂都应进行小量分装，PCR反应液应尽可能预先配制好，然后再小量分装，在-20℃下保存，以减少重复加样次数，从而避免污染机会。
另外，PCR试剂、PCR反应液应当与样品及PCR产物分开保存，不可放于同一冰盒或冰箱。
2. 吸样枪污染防护：吸样枪是一个非常容易发生污染的设备。
如操作时不慎将样品或模板核酸吸入枪内或粘在枪头上，将会成为一个严重的污染源，因而使用吸样枪时要格外小心，吸样要慢，并尽量一次性完成，忌多次抽吸，避免发生交叉污染或气溶胶污染。
3. 减少PCR循环次数：以PCR产物达到检测水平为宜。
4. 防止操作人员污染：使用一次性手套、吸头、小离心管。
5. PCR产物的电泳检测时间:一般为48h以内，有些最好于当日电泳检测，大于48h后带型不规则甚至消失。
PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备，②引物的质量与特异性，③酶的质量及，④PCR循环条件。
寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。
实验操作注意事项尽管扩增序列的残留污染大部分是假阳性反应的原因，样品间的交叉污染也是原因之一。
因此，不仅要在进行扩增反应是谨慎认真，在样品的收集、抽提和扩增的所有环节都应该注意：1. 戴一次性手套，若不小心溅上反应液，立即更换手套；2. 使用一次性吸头，严禁与PCR产物分析室的吸头混用，吸头不要长时间暴露于空气中，避免气溶胶的污染；3. 避免反应液飞溅，打开反应管时为避免此种情况，开盖前稍离心收集液体于管底。
若不小心溅到手套或桌面上，应立刻更换手套并用稀酸擦拭桌面；4. 操作多份样品时，制备反应混合液，先将dNTP、缓冲液、引物和酶混合好，然后分装，这样即可以减少操作，避免污染，又可以增加反应的精确度；5. 最后加入反应模板，加入后盖紧反应管；6. 操作时设立阴阳性对照和空白对照，即可验证PCR反应的可靠性，又可以协助判断扩增系统的可信性；7. 尽可能用可替换或可高压处理的加样器，由于加样器最容易受产物气溶胶或标本DNA的污染，最好使用可替换或高压处理的加样器。
pcr扩增实验注意事项 -回复
pcr扩增实验注意事项-回复PCR扩增实验注意事项PCR（聚合酶链式反应）是一种在分子生物学研究中广泛应用的技术，可快速扩增特定DNA片段。
然而，进行PCR实验时需要注意一些关键事项，以确保实验的准确性和可重复性。
本文将一步一步回答关于PCR扩增实验的注意事项。
一、准备工作在进行PCR实验之前，确保已经做好以下准备工作：1. 搭建无菌工作环境：将实验室工作台面清洁消毒，并使用紫外灯照射，以消除可能存在的DNA污染。
2. 准备所需试剂：确保准备充足的PCR反应缓冲液、核酸模板、引物、dNTPs、MgCl2和聚合酶。
3. 校准PCR仪：使用一个已知序列的DNA模板进行校准，确保PCR仪能够准确地控制温度。
4. 分装试剂：根据实验计划，适当分装PCR反应液和试剂，以减少可能的污染和误操作。
二、引物设计PCR的成功与否与引物的选择和设计密切相关。
在设计引物时，请注意以下事项：1. 引物长度：引物通常应在18-25个碱基对之间，过短的引物可能导致非特异性扩增，而过长的引物则可能导致扩增效率降低。
2. 引物的碱基组成：尽量避免引物中含有多个连续的相同碱基，因为这可能导致引物间的结合不稳定，从而影响PCR反应的效果。
3. 特异性：确保引物与目标DNA序列的互补区域具有足够的特异性，以避免非特异性扩增。
三、试剂与材料的处理在PCR实验中，以下几点是需要注意的：1. 使用质优的试剂和材料：确保所使用的试剂和材料质量优良，避免使用过期或受污染的试剂，以免对实验结果产生负面影响。
2. 避免污染：使用无菌技术进行试剂和材料的处理，避免外源性DNA的污染。
同时避免重复使用塑料制品，以减少可能的交叉污染。
3. 根据需要冷藏保存：将PCR试剂储存在适当的温度下（通常为-20），以保持试剂的稳定性。
四、PCR反应条件设置PCR反应条件的设置对实验结果至关重要，以下几点需要注意：1. 反应体系的优化：根据实验需求，优化PCR反应的组分浓度，如引物浓度、dNTPs浓度和MgCl2浓度。
PCR操作有哪些注意事项
PCR操作有哪些注意事项PCR（聚合酶链式反应）是在分子生物学和遗传工程中常用的一种技术，可以扩增DNA片段。
虽然PCR操作看似简单，但是在实验过程中仍然需要注意一些重要的事项，以确保实验结果的准确性和可靠性。
1. 实验前准备在进行PCR实验之前，有几个准备工作需要提前完成： - 准备好所需的实验物质，包括DNA模板、引物、聚合酶、缓冲液等。
确保这些实验物质的质量良好，没有污染。
- 根据实验需要选择合适的PCR仪，调试好仪器参数，确保温度控制精确可靠。
- 设计合适的引物序列，确保引物能够特异性地结合到目标DNA序列上。
2. 实验操作在进行PCR操作时，需要注意以下几个关键环节： - 保持实验环境的清洁和无菌。
实验过程中，使用无菌技术操作，避免污染。
- 遵循好实验的基本原则，比如每个样本使用单独的PCR管，避免交叉污染。
- 在开始PCR反应之前，进行负对照实验，即只使用纯水或者没有模板DNA的样品作为对照，确保实验没有污染。
- 严格按照实验方案中的步骤进行操作，尽量避免实验操作的变异。
- 注意各步骤中的温度和时间控制，以确保PCR反应的有效性和效率。
3. 实验后处理实验结束后，还需要注意以下事项： - 将PCR产物进行凝胶电泳分析，验证反应结果。
如果需要定量PCR产物，可以使用荧光定量PCR技术进行分析。
- 将实验用具进行严格的清洁和消毒处理，避免实验交叉污染。
- 正确保存PCR产物，避免DNA降解。
通常可以将PCR产物保存在低温下，比如-20°C冷冻保存或制备浓缩保存。
4. 安全注意事项在进行PCR实验时，还需要注意一些实验安全措施： - 使用实验室必需的个人防护装备，比如实验手套、防护眼镜等。
- 遵循实验室中的安全操作规程，防止发生事故或暴露于有害化学物质。
- 合理储存和处理实验废液和废弃物，以保护环境和他人的安全。
综上所述，PCR操作需要注意实验前的准备、实验操作的细节、实验后的处理以及安全事项。
PCR技术操作的注意事项
PCR技术操作的注意事项1. 实验室准备在进行PCR技术操作前，需要做好充分的实验室准备工作，以确保实验的顺利进行。
首先，确保实验室环境的清洁和无菌。
实验室应该经过定期的清洁和消毒，以避免任何外源性污染对实验结果的影响。
其次，准备好所需的实验材料和试剂。
包括PCR试剂盒、引物、模板DNA等。
需要保证试剂的质量和新鲜度，经常检查试剂的保存条件和有效期。
另外，保证PCR仪和其他相关设备的正常运行。
定期检查PCR仪的温度控制、电气系统和传感器等，及时维修和更换损坏的部件。
2. 工作区准备在操作PCR技术时，需要准备一个专用的工作区，以避免交叉污染和误差。
首先，保持工作区的干净和整洁。
清除任何可能引起污染的物品，如纸屑、细菌培养物等。
其次，使用紫外灯对工作区进行紫外灭菌。
打开紫外灯15-30分钟，杀灭区域内的任何潜在污染源。
切记，紫外灯的辐射对人体有害，操作时应佩戴个人防护设备。
另外，为每个PCR反应设置一个专用的工作区域，避免不同样本之间的污染。
3. 样品处理和仪器操作在进行PCR技术操作时，对样品的处理和仪器的操作需特别注意。
首先，样品的处理要避免污染和降解。
在提取、纯化DNA或RNA过程中，使用无菌的操作手法和试剂，避免外源性DNA或RNA的污染。
此外，在制备PCR反应体系时，应分别使用不同的工作区、仪器和耗材，以防止交叉污染。
其次，合理选择模板和引物浓度。
样品的浓度应在PCR反应范围内，并合理调整引物的浓度，以确保反应的特异性和高效性。
另外，仪器的操作需要严格按照厂家指南进行。
主要包括温度设置、反应时间和循环次数等参数的设置。
在操作过程中，要注意避免震动和振荡，以避免影响PCR反应的准确性。
4. 质量控制和数据分析在PCR技术操作的过程中，质量控制和数据分析是保证实验结果准确性和可靠性的关键步骤。
首先，在PCR反应过程中，设置阴性对照和阳性对照。
阴性对照是没有目标序列的样本，阳性对照是已知含有目标序列的样本。
pcr注意事项
pcr注意事项
PCR是聚合酶链反应（Polymerase Chain Reaction）的缩写，
它是一种用于在体外人工合成DNA的方法。
PCR的注意事项
很重要，以下是几点需要注意的事项。
首先，PCR实验室必须保持干净整洁。
实验室的环境应该尽
可能干燥，空气中的灰尘和细菌对PCR实验有很大的干扰。
实验人员应该经常进行实验室的清洁和消毒工作，以确保实验的准确性和可靠性。
其次，PCR实验必须使用无菌的实验室器具。
PCR试剂和材
料的污染会导致实验结果的偏差，甚至会导致错误的结果。
因此，在进行PCR实验之前，必须确保所有用于实验的试剂和
器具都是经过无菌处理的。
此外，PCR实验必须严格控制实验环境的温度。
PCR反应需
要在不同的温度下进行，包括高温、低温和中等温度。
因此，实验室必须配备温控设备，如恒温水浴或热循环仪，以确保温度的精确控制。
另外，PCR实验必须遵循良好的实验技术和操作流程。
实验
人员应该接受相关的培训和指导，并遵循严格的实验操作流程。
任何操作失误或技术问题都可能导致实验结果的失真。
最后，PCR实验的结果必须进行正确的解读和分析。
实验结
果应该根据具体的实验目的和方法进行合理解释和判断。
任何潜在的干扰因素都应该被识别和排除，以确保实验结果的准确
性和可靠性。
综上所述，PCR实验需要注意实验环境的洁净，使用无菌的实验器具，控制实验环境的温度，遵循良好的实验技术和操作流程，以及正确解读和分析实验结果。
只有做到这些，才能保证PCR实验的准确性和可靠性。
PCR技术的操作注意事项
PCR技术的操作注意事项PCR（聚合酶链式反应）是一种重要的分子生物学技术，广泛应用于分子生物学和遗传学研究中。
在进行PCR实验时，为了获得准确可靠的结果，有一些操作注意事项需要被遵守。
1. 实验室准备在进行PCR实验之前，实验室应该保持整洁干净，并进行彻底的清洁，以避免样品的污染。
实验室人员应佩戴实验手套，避免DNA的污染。
2. 基础操作规范2.1 温度控制PCR反应需要精确的温度控制。
在进行热循环时，各个步骤的温度和时间必须严格按照实验方案来操作，以确保PCR反应的准确性和重复性。
2.2 冷藏样品PCR实验中的样品应保存在冷藏条件下，以避免其降解。
在实验过程中，如果需要长时间悬挂样品，应将其放入冰上保持低温。
2.3 制备试剂所有使用的试剂和缓冲液都应经过适当的制备和保存，以保持其活性和稳定性。
试剂的浓度和pH值应经常检查。
2.4 避免污染PCR实验中最大的威胁之一就是样品的污染。
为了避免外源性DNA的污染，需要使用精确的pipetting技术和无DNA的试剂。
同时，实验室工作区域应与样品预处理区域和扩增反应区域分开，分别使用不同的工作台、试剂和实验器材。
3. 试剂的选择PCR反应中，应该选择高质量的试剂，如聚合酶、引物和dNTP等。
试剂的质量对PCR反应结果有重要的影响，应选择具有稳定性和高效性的试剂。
4. 引物的设计PCR反应的成功与否很大程度上依赖于引物的选择和设计。
引物的设计应遵循一定的原则，如引物长度应在18至30个碱基对之间，GC含量应在40%至60%之间，引物之间的Tm值相似等。
5. 负对照和阳性对照在进行PCR实验时，应设计负对照和阳性对照以验证试验过程的可靠性。
负对照是在反应中不加入DNA样品，仅使用水取代。
阳性对照是以已知的模板DNA的PCR产物作为试验的对照。
6. 结果分析PCR反应后的产物可以通过琼脂糖凝胶电泳等方法进行分析。
在结果解读时，需要仔细观察和分析产物的大小和带状模式，以确定PCR实验的结果。
pcr操作过程中的注意事项
《pcr 操作过程中的注意事项》
1.试剂得选好，这就像做饭得有好食材，关键。
比如要用质量可靠的试剂盒，要是试剂不行，
结果可不准。
2.操作得规范，这就像开车得守规矩，必须。
比如严格按照操作规程来，要是操作不规范，容
易出错。
3.环境得干净，这就像住的地方得整洁，得有。
比如实验室要保持清洁，要是环境脏，会污染
样本。
4.温度得控制好，这就像烤面包得掌握火候，得准。
比如PCR 仪的温度要设置正确，要是温
度不对，反应不成功。
5.样本得处理好，这就像打扮得先洗脸，得细。
比如样本要提取干净，要是样本处理不好，影
响结果。
6.防止污染，这就像保护宝贝得小心，得严。
比如戴手套、勤消毒，要是不防污染，结果就乱
了。
7.仪器得校准，这就像手表得调准时间，得对。
比如PCR 仪要定期校准，要是仪器不准，结
果不靠谱。
8.耐心得有，这就像钓鱼得有耐心，得等。
比如PCR 反应需要时间，不能着急，要是没耐心，
容易出错。
9.记录得做好，这就像记账得清楚，得全。
比如实验过程要详细记录，要是记录不好，出问题
都不知道咋回事。
10.安全得注意，这就像过马路得小心，得紧。
比如使用有毒试剂要注意防护，要是不注意安全，
会受伤。
结论：PCR 操作注意事项多，得认真对待才能做好实验。
pcr操作注意事项
PCR操作注意事项PCR（聚合酶链式反应）是生物学和遗传学领域中常用的实验技术，它能够扩增特定的DNA片段。
但是，进行PCR反应时需要注意一些细节，以确保实验结果的可靠性和准确性。
本文将介绍PCR操作时的一些注意事项。
1. 实验前准备在开始PCR实验之前，需要进行一些实验前准备工作，包括：•实验室的清洁：保持实验室的干净整洁，特别是工作台面和实验仪器。
•避免污染：在实验室操作PCR反应前，必须使用无RNase和DNase的试剂和设备，以避免DNA样本的污染。
•实验器材准备：检查和准备PCR试剂盒、PCR机、电源、离心机、DNA样本等实验器材。
2. DNA样本处理对于PCR实验中的DNA样本处理，需要注意以下几点：•避免冻融：避免多次冻融DNA样本，以免降低样本的质量和浓度。
•戴手套：操作PCR反应时，务必戴上手套，防止DNA的污染和降解。
•分装样本：在处理DNA样本时，使用无菌的分装器具，并避免交叉污染。
3. PCR反应体系的准备PCR反应体系的准备对PCR实验的结果至关重要。
以下是几点需要注意的事项：•避免扩增抑制物：当样本中含有扩增抑制物时，会影响PCR反应的准确性。
因此，在准备PCR反应体系时应注意去除扩增抑制物。
•正确的试剂加入顺序：按照试剂盒说明书中的指示，按正确的顺序将试剂加入反应管中。
•负空白对照：每次进行PCR反应时，务必设置负空白对照，以检测可能的污染和控制反应的准确性。
4. PCR条件的设置PCR反应的条件设置直接影响扩增效果和特异性。
以下是几点需要注意的事项：•温度梯度实验：对于新的引物和目标DNA，建议进行温度梯度实验，优化PCR反应的温度条件。
•靶序列选择：合理选择引物的靶序列，使其具有特异性和适当的扩增长度，避免非特异性扩增和产物大小偏差。
5. 实验后处理PCR反应结束后，还需要进行一些实验后处理。
以下是几点需要注意的事项：•保存PCR产物：及时将PCR产物转移到-20℃的冰箱中保存，避免变性和降解。
pcr实验流程和注意事项
pcr实验流程和注意事项PCR（聚合酶链反应）是一种广泛应用于分子生物学领域的技术，用于扩增寻找的DNA片段。
它被广泛用于基因分型、疾病诊断、DNA克隆、基因组测序等领域。
下面将介绍PCR实验的流程和注意事项。
一、PCR实验流程：1. DNA样品提取：从所研究的样品中提取所需的DNA，可以是细胞、组织、血液等。
2.先导扩增：先导扩增是为了增加所需的DNA靶序列数目，用于后续的扩增反应。
通过使用特定的引物扩增产生所需的DNA靶序列。
3.扩增反应液的制备：准备PCR反应液，通常包括DNA样本、引物、酶（聚合酶、缓冲液）、dNTPs（四种脱氧核苷三磷酸）和Mg2+离子等。
4.反应条件设置：根据所使用的PCR仪和所需扩增的DNA靶序列长度等参数，设置PCR反应的温度、时间等条件。
5. PCR扩增：将反应液放入PCR仪中，按照所设定的条件进行PCR扩增。
6. PCR产物检测：使用琼脂糖凝胶电泳等方法，对PCR扩增的产物进行检测和分析。
7. PCR产物纯化：可以使用PCR产物纯化试剂盒，将扩增的DNA 片段纯化、回收。
8.测序：如果需要测序分析，可以将PCR产物进行测序。
二、PCR实验的注意事项：1.实验区分：DNA准备、引物配置和反应设置等步骤应在无污染的实验区中进行，避免产生假阳性和污染的结果。
2. DNA样品的准备：DNA样品的提取应严格按照操作规程执行，避免外源性DNA的污染。
同时，要确保样品的质量和浓度。
3.引物设计：合理的引物设计对PCR扩增的特异性和效率有重要影响。
引物的长度、GC含量、Tm值等要充分考虑。
4.酶的选择：PCR酶的选择应根据所需的PCR反应类型和条件来确定。
常见的PCR酶包括Taq聚合酶和Pfu聚合酶等。
5.反应条件设置：PCR反应的条件（包括温度、时间等）应根据实验需求和所用引物的特性来设定，避免扩增效率低或非特异性扩增。
6.防止污染：使用无核酸的试剂和耗材，并采取严格的无菌操作。
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影响PCR的主要因素PCR技术必须有人工合成的合理引物和提取的样品DNA，然后才进行自动热循环，最后进行产物鉴定与分析。
引物设计与合成目前只能在少数技术力量较强的研究院、所进行，临床应用只需购买PCR 检测试剂盒就可开展工作，PCR自动热循环中影响因素很多，对不同的DNA样品，PCR反应中各种成份加入量和温度循环参数均不一致。
现将几种主要影响因素介绍如下。
一、温度循环参数在PCR自动热循环中，最关键的因素是变性与退火的温度。
如操作范例所示，其变性、退火、延伸的条件是：94℃60s, 37℃60s, 72℃120s，共25～30个循环，扩增片段500bp。
在这里，每一步的时间应从反应混合液达到所要求的温度后开始计算。
在自动热循环仪内由混合液原温度变至所要求温度的时间需要30～60s，这一迟滞时间的长短取决于几个因素，包括反应管类型、壁厚、反应混合液体积、热源（水浴或加热块）以及两步骤间的温度差，在设置热循环时应充分给以重视和考虑，对每一仪器均应进行实测。
关于热循环时间的另一个重要考虑是两条引物之间的距离；距离越远，合成靶序列全长所需的时间也越长，前文给出的反应时间是按最适于合成长度500bp的靶序列拟定的。
下面就各种温度的选择作一介绍。
1．模板变性温度变性温度是决定PCR反应中双链DNA解链的温度，达不到变性温度就不会产生单链DNA模板，PCR也就不会启动。
变性温度低则变性不完全，DNA双链会很快复性，因而减少产量。
一般取90～95℃。
样品一旦到达此温度宜迅速冷却到退火温度。
DNA变性只需要几秒种，时间过久没有必要；反之，在高温时间应尽量缩短，以保持Taq DNA聚合酶的活力，加入Taq DNA聚合酶后最高变性温度不宜超过95℃。
2．引物退火温度退火温度决定PCR特异性与产量；温度高特异性强，但过高则引物不能与模板牢固结合，DNA扩增效率下降；温度低产量高，但过低可造成引物与模板错配，非特异性产物增加。
一般先由37℃反应条件开始，设置一系列对照反应，以确定某一特定反应的最适退火温度。
也可根据引物的（G+C）%含量进行推测，把握试验的起始点，一般试验中退火温度Ta(annealing temperature)比扩增引物的融解温度TTm(melting temperature)低5℃，可按公式进行计算：Ta = Tm - 5℃= 4(G+C)+ 2(A+T) -5℃其中A，T，G，C分别表示相应碱基的个数。
例如，20个碱基的引物，如果（G+C）%含量为50%时，则Ta的起点可设在55℃。
在典型的引物浓度时（如0.2μmol/L）,退火反应数秒即可完成，长时间退火没有必要。
3．引物延伸温度温度的选择取决于Taq DNA聚合酶的最适温度。
一般取70～75℃，在72℃时酶催化核苷酸的标准速率可达35～100个核苷酸/秒。
每分钟可延伸1kb的长度，其速度取决于缓冲溶液的组成、pH值、盐浓度与DNA模板的性质。
扩增片段如短于150bp，则可省略延伸这一步，而成为双温循环，因Taq DNA聚合酶在退火温度下足以完成短序列的合成。
对于100～300bp之间的短序列片段，采用快速、简便的双温循环是行之有效的。
此时，引物延伸温度与退火温度相同。
对于1kb以上的DNA 片段，可根据片段长度将延伸时间控制在1～7min，与此同时，在PCR缓冲液中需加入明胶或BSA试剂，使Taq DNA聚合酶在长时间内保持良好的活性与稳定性；15%～20%的甘油有助于扩增2.5kb左右或较长DNA片段。
4．循环次数常规PCR一般为25～40个周期。
一般的错误是循环次数过多，非特异性背景严重，复杂度增加。
当然循环反应的次数太少，则产率偏低。
所以，在保证产物得率前提下，应尽量减少循环次数。
扩增结束后，样品冷却并置4℃保存。
二、引物引物设计要扩增模板DNA，首先要设计两条寡核苷酸引物，所谓引物，实际上就是两段与待扩增靶DNA序列互补的寡核苷酸片段，两引物间距离决定扩增片段的长度，两引物的5’端决定扩增产物的两个5’末端位置。
由此可见，引物是决定PCR扩增片段长度、位置和结果的关键，引物设计也就更为重要。
引物设计的必要条件是与引物互补的靶DNA序列必须是已知的，两引物之间的序列未必清楚，这两段已知序列一般为15～20个碱基，可以用DNA合成仪合成与其对应互补的二条引物，除此之外，引物设计一般遵循的原则包括：1．引物长度根据统计学计算，长约17个碱基的寡核苷酸序列在人的基因组中可能出现的机率的为1次。
因此，引物长度一般最低不少于16个核苷酸，而最高不超过30个核苷酸，最佳长度为20～24个核苷酸。
这样短的寡核苷酸在聚合反应温度（通过72℃）下不会形成稳定的杂合体。
有时可在5’端添加不与模板互补的序列，如限制性酶切位点或启动因子等，以完成基因克隆和其他特殊需要；引物5’端生物素标记或荧光标记可用于微生物检测等各种目的。
有时引物不起作用，理由不明，可移动位置来解决。
2．（G+C）%含量引物的组成应均匀，尽量避免含有相同的碱基多聚体。
两个引物中（G+C）%含量应尽量相似，在已知扩增片段（G+C）%含量时宜接近于待扩增片段，一般以40%～60%为佳。
3．引物内部应避免内部形成明显的次级结构，尤其是发夹结构（hairpin structures）。
例如：4．引物之间两个引物之间不应发生互补，特别是在引物3’端，即使无法避免，其3’端互补碱基也不应大于2个碱基，否则易生成“引物二聚体”或“引物二倍体”（Primer dimer）。
所谓引物二聚体实质上是在DNA聚合酶作用下，一条引物在另一条引物序列上进行延伸所形成的与二条引物长度相近的双链DNA片段，是PCR常见的副产品，有时甚至成为主要产物。
另外，两条引物之间避免有同源序列，尤为连续6个以上相同碱基的寡核苷酸片段，否则两条引物会相互竞争模板的同一位点；同样，引物与待扩增靶DNA或样品DNA的其它序列也不能存在6个以上碱基的同源序列。
否则，引物就会与其它位点结合，使特异扩增减少，非特异扩增增加。
5．引物3’端配对DNA聚合酶是在引物3’端添加单核苷酸，所以，引物3’端5～6个碱基与靶DNA的配对要求必须精确和严格，这样才能保证PCR有效扩增。
引物设计是否合理可用PCRDESN软件和美国PRIMER软件进行计算机检索来核定。
人工合成的寡核苷酸引于最好经过色谱（层析）纯化或PAGE纯化，以除去未能合成至全长的短链等杂质。
纯化引物在25%乙腈溶液中4℃保存可阻止微生物的生长；一般情况下，不用的引物应保存在-20℃冰箱中，在液体中引物能保存6个月，冻干后可保存1～2年。
三、DNA聚合酶早在1956年Kornberg等就从大肠杆菌提取液中发现了DNA聚合酶，并且得到了DNA聚合酶Ⅰ纯品。
DNA聚合酶Ⅰ是由分子量为109000的一条多肽链构成，此酶可被枯草杆菌蛋白酶分解为两个片段，一个片段分子量为76000，有聚合酶活性，并有3’→5外切酶活力，即Klenow片段（Klenow fragment）。
另一个片段分子量为34000，具有5’→’3’外切酶活力。
因此，DNA聚合酶具有几种功能：一是聚合作用，以DNA为模板，将dNTP中的脱氧单核苷酸逐个加到3-OH末端。
二是有’3’→5’外切酶活力，能识别和消除错配的引物末端，与复制过程中校正功能有关。
三是5’→3’外切酶活力，它能从5’端水解核苷酸，还能经过几个核苷酸起作用，切除错配的核苷酸。
1985年Mullis 等发明了PCR方法，以Klenow片段完成β-珠蛋白的PCR后，世界上许多实验室就考虑用耐热DNA聚合酶代替Klenow 片段进行PCR，使耐热多聚酶的研究得以迅速发展。
人们从生活于60℃（B.Stearothermophilus）到87℃（S.Solfatavicus）的许多菌中分离纯化出耐热DNA聚合酶，但有些酶不能耐受DNA变性所需温度，所以无法应用于PCR。
现就PCR反应中常用的DNA聚合酶等作一详细介绍。
1．Taq DNA聚合酶用Taq DNA聚合酶代替大肠杆菌DNA聚合酶Ⅰ的Klenow片段是使PCR普及应用的关键。
Klenow片段不能耐受95℃的双链DNA变性温度，所以每次循环都要加入新酶；而Taq DNA 聚合酶可以耐受93～95℃的高温，避免了不断补加多聚酶的繁琐操作，同时使退火和延伸温度得以提高，减少了非特异性产物和DNA二级结构对PCR的干扰，增进了PCR特异性、产量和敏感度，二者相比，其主要区别在于：①Klenow酶的最适温度为37℃，扩增的产物并非全是目的序列，需用探针检测。
Taq 酶则不仅产率高而特异性也高。
它的最适温度为74～75℃。
因而使退火温度可以提高，使退火严格性提高，减少错配引物的延伸。
②循环后期酶量渐感不足而产生平坡。
到达平玻的循环次数，Klenow酶为20个（均用1μg基因组DNA开始）而Taq酶为30个。
③延伸片段长度Taq酶为10kb以内，而Klenow 酶为400bp以内。
Taq酶由水栖高温菌（Thermus aquatics）YT1蓖株中分离而得。
此菌于1969年由Brock分离自美国黄石公园温泉，作为栖热杆菌的标准菌株，其生长温度为70～75℃。
最初从中分离到分子量60～68KDa，比活性为2000～8000U/mg的DNA聚合酶。
后来Cetus公司的Kary Mullis等又分离到比活为20万U/mg的纯酶，分子量为93910。
此种9.4KDa酶的最适温度为75～80℃，与单纯核苷酸的结合率（Kcat）可达150核苷酸（nt）/s酶分子。
以M13模板，用富含G+C的30bp引物延伸，70℃时Kact>60nt/s；55℃可达24nt/s；37℃时为1.5nt/s，而22℃时低至0.25nt/s。
高于90℃时DNA合成活性甚差，这种高温条件下，引物与模板已不能牢固结合。
在PCR反应混合液中，Taq酶于92.5℃,95℃及97.5℃保持其50%活力的时间分别为130、40及5～6min，在50次循环的PCR中当管内最高温度为95℃。
每循环为20s时尚可保持65%活力。
Taq 酶在95℃的半寿期为40min，故在PCR循环中选用的变性温度，不宜高于95℃。
Taq酶现已可用基因重组的方法生产，商品名为Ampli Taq（Cetus公司）。
Taq酶的完整基因长2499bp，在大肠杆菌中表达生产，含832个氨基酸。
在氨基酸序列上与大肠杆菌DNA聚合酶Ⅰ有38%是一致的，包括对dNTP结合，引物与模板作用区均存在于Taq酶中。
Taq酶具有依赖DNA合成的5’→’3’外切酶活性，因此，模板上有一段退火的3’-磷酸化的“阻断物”，会被逐个切除而不会阻止来自上游引物链的延伸，而对于5’-32P标记的合成寡核苷酸引物，则无论是单链或是与模板复性，都未发现降解，所以该种活性不会影响PCR结果。