动物全血量及最大注射量
动物麻醉剂及麻醉剂量
动物麻醉方法及给药剂量【1】一、动物麻醉的目的1.清醒状态的动物虽然更加接近其生理状态，但是试验过程中的各种强刺激容易引起动物大脑皮质的抑制，使动物机体发生生理机能障碍影响到实验的结果。
甚至引起动物死亡或休克。
2.防止动物伤害实验操作者。
3.基于人道主义的考虑，麻醉是动物保护所必需采取的措施。
二、麻醉的类型和方法1.全身麻醉的方法：吸入麻醉：吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体的麻醉剂经过动物的呼吸道进入体内产生麻醉的效果。
常见的麻醉剂有乙醚、安氟醚、三氟乙烷等，其中乙醚因麻醉深度容易掌握、安全、动物容易恢复等优点，使用最为广泛。
1）大鼠、小鼠、豚鼠的乙醚麻醉：将含有乙醚的棉球/纱布放在大烧杯中，将动物放入，封口。
动物先兴奋后抑制，自行倒下。
当动物角膜反应迟钝，肌肉紧张度降低时，即可取出动物。
如果动物逐渐恢复肌肉紧张（挣扎），可重复麻醉一次，待平静后即可开始试验。
如果试验时间较长，可将动物固定在其口鼻处放置含有乙醚的棉球或纱布，并在实验中注意动物的反应，适时追加乙醚的吸入量，以维持麻醉的深度和实践。
2）猫、兔的乙醚麻醉：将动物放进内装含有乙醚的棉球/纱布的麻醉瓶中，封口。
经过1~2min，从动物后腿依次出现麻痹现象，而后失去运动能力，表明动物进入麻醉状态。
4~6min后可以将动物麻醉，如观察到动物倾斜不能站立、跌倒时，说明动物已经深度麻醉，立即取出动物，这时动物肌肉松弛、四肢紧张度降低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，可进行试验。
3）犬的乙醚麻醉：首先将犬用绳子绑定，根据犬的大小选择适合的麻醉口罩，将纱布/棉花放到口罩内，加入乙醚。
一人固定犬的前后肢，另一人用膝盖顶住犬的胸颈处，一手捏住头颈（注意力量，防止窒息），将口罩套在犬嘴上。
开始乙醚用量可大一些，之后逐渐减少。
犬开始兴奋后出现挣扎、呼吸不规则现象，而后呼吸逐渐平稳，肌肉紧张度逐渐消失，角膜反射迟钝，对皮肤刺激无反应，此时可开始试验。
乙醚吸入如果出现呼吸窒息应暂停吸入乙醚，等呼吸恢复后在继续吸入。
动物实验
动物实验●动物的选择选择的原则：一切实验动物应具有个体间的均一性，遗传的稳定性和容易获得三个基本要求。
1.从研究目的和实验要求选择，尽量选择与研究对象的机能，代谢，结构，疾病性质的动物。
2.是否易获得，是否经济，是否容易饲养。
●实验动物本实验室常用的实验动物多为小鼠和家兔1.小鼠(Mus musculus)实验小鼠是目前教学，医学科学研究工作中经常应用的，使用量最大的一种动物。
其性成熟早，产仔多，繁殖快，体型小，便于管理，价格低廉，应用极广，特别使用于需要大量动物进行的实验，如药物筛选，半数致死量，药物的效价比较等。
用人工接种或化学致癌物方法可以导致生长各种响应肿瘤，因此也很适应抗癌药物的研究。
我国医学实验中常用的小鼠是野生鼷鼠的变种，属于哺乳纲，啮齿目，鼠科，鼠属。
小鼠1.5-2 月龄体重达20g以上，可供实验使用。
常用的实验小鼠，尤其是纯品系小鼠，经过人们长期的定向培育与纯化之后，一般具有与野生动物或家畜不同的独有特性（对实验的敏感性和实验结果的一致性，个体动物遗传的均一性），这些都是衡量实验小鼠质量好坏的重要标志。
我国常用的实验小鼠品种有：Balb/c鼠，昆明鼠等。
2．家兔(Oryctolagus cunieulus Rabbits)兔形目，兔科。
常用的家兔为真兔属，由欧洲野生穴兔驯化而成，目前已有五十多个品种。
生物医学研究中常用的家兔均为欧洲兔的后代，使用最多的有新西兰兔，大耳白兔，青紫兰兔，荷兰兔，弗莱密西兔。
●抗原剂量的选择不同抗原的免疫原性强弱不同，取决于其分子量，化学活性基团，立体结构，物理性状和弥散速度等。
抗原的免疫剂量依照给予抗原的种类，免疫次数，注射途径以及受体动物的种类，免疫周期及所要求的抗体特性等而不同。
剂量过低不能形成足够强的免疫刺激，剂量过高，又有可能造成免疫耐受。
在一定范围内，抗体效价随注射抗原的剂量而增高。
蛋白质抗原的免疫剂量比多糖类抗原宽。
一般而言，小鼠首次抗原剂量为50-400μg/次，大鼠为100μg-1mg/次，加强免疫的剂量为首次剂量的1/5-2/5。
常用实验动物的给药途径和方法
常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。
由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。
灌胃量0.2～0.5ml/10g。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。
灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
灌胃量10～20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。
具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。
此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。
实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。
动物实验操作的基本知识
动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
毒理学实验
积分
0 1 2 3 4
0 1 2 3 4
应选作实验动物。 – (6)消化道：无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。 – (7)神经系统：无震颤、麻痹。若动物(大鼠、小鼠)出现圆圈动
作或提尾倒置呈圆圈摆应放弃该动物。 – (8)四肢及尾：四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
（二）动物性别鉴定
• (1)大鼠、小鼠：主要依肛门与生殖孔间的距离 区分，间距大者为雄性，小者为雌性。成年雄鼠 卧位可见到辜丸，雌性在腹部可见乳头。
1：k系列稀释法 • 最大剂量组浓度C1 （母液浓度）
C1=200mg/kg=2mg/10g 0.2ml/10g→2mg/0.2ml=10mg/ml • 每组最大体积m=20ml（设每只鼠需2ml
） • k：相邻两组剂量之比=64.89/85.981=0.75 • V总=m/（1-k）=81.53ml（各组母液和
急性毒性、急性毒性分级标准
• 急性毒性：一次或多次接触，短时间产生 的毒性效应，包括一般行为和外观改变， 大体形态改变以及死亡效应等。
• 农药的急性毒性分级：低、中、高、剧毒
LD50计算方法
• 改良寇氏法：计算简便，准确率高，常用 • 霍恩法 • 序贯法 • Bliss法
改良寇氏法要求
• 每组动物数相等 • 各剂量组组距呈等比级数 • 死亡呈正态分布 • 最低剂量组死亡<20% • 最高剂量组死亡>80%
表 1 皮肤刺激反应评分 皮肤反应
红斑和焦痂形成 无红斑 轻微红斑（仅仅可觉察到） 明显红斑 中等程度到重度程度红斑 严重红斑（轻微的结痂）至轻度焦痂（深度损伤）
水肿形成 无水肿 很轻微水肿（仅仅可觉察到） 轻微水肿（肿起部位边界清楚） 中度水肿（隆起约 lmm） 严重水肿（隆起约 lmm，超出染毒部位）
项目二十七 常用实验动物的接种和采血方法
项目二十七常用实验动物的接种和采血方法一、接种方法(一) 皮下注射皮下组织疏松的部位都可皮下注射。
一般小鼠在腹部两侧，豚鼠在腹部或大腿内侧，家兔取背部，大腿内侧或耳根部皮下注射。
注射部位消毒后，左手提起皮肤，右手持注射器将针头水平刺入皮下，针头摆动无阻力，说明已进入皮下，慢慢注入，注射部位随即隆起。
注射完毕，用棉球压住针刺处，再拔出针头。
小鼠注入量一般为0.2～0.5ml。
家兔或豚鼠注入量为0.5～1.0ml．(二) 皮内注射先将动物注射部位的毛剪去，消毒，然后左手绷紧皮肢，针头斜面向上，紧贴皮肤表层刺入，然后向上挑起再稍刺入，缓慢注射。
若注入皮内，注射部位马上有小泡隆起。
皮内注射量一般为0.1～0.2ml。
(三) 肌内注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。
一般多选臀部、大腿内侧或外侧。
针头直接刺入肌肉，回抽针栓如无回血即可注射。
家兔等大动物注射量不超过2ml。
(四) 腹腔注射小白鼠腹腔注射时，用右手拉鼠尾，左手食指和拇指捏住脑背部皮肤，翻转鼠体，把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间，使动物处于头低位，使内脏移向上腹，右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下，沿皮下朝头部方向进针0.5～1.0cm，再以45°角刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液，尿液或血液即可缓缓注入。
家兔等较大动物注射，应先固定，于腹部腹中线旁侧1cm处进针。
小鼠注射量一般为0.5～1.0ml，家兔或豚鼠为5ml。
(五) 静脉注射1．家兔将家兔固定，用酒精棉球轻轻按摩耳翼，压迫耳根部静脉，使耳缘静脉扩张。
用左手拇指与中、食指抓住耳尖部，从耳尖部边缘静脉平行进针，试推进少量注射液，如果觉得没有阻力，局部也没有隆起，表示已进入静脉，将注射液缓缓注入。
若失败，再逐步向耳根部移位重新注射。
注射完毕，用棉球压住针眼处，拔出针头。
注射部位一般选用耳外缘静脉，易固定，表浅；耳内缘静脉深，不易固定，故不常用。
2．小鼠于尾部两侧静脉注射。
常用的麻醉剂和麻醉方法(人医和动物均有)
常用的麻醉剂和麻醉方法常用的麻醉剂大致分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。
麻醉方法一般分为吸入、注入（静脉、皮下、肌肉、腹腔等）、口服、灌胃等。
麻醉药物应用的方法和剂量如下：一最常用的挥发性麻醉药物为乙醚开放麻醉法是用脱脂棉浸湿乙醚后，小动物如大鼠、小鼠可将头部放入蘸有乙醚棉球的广口瓶内，4～6分钟后即处于麻醉状态。
适用于各种实验动物。
如实验过程较长，可在其鼻部放棉花或纱布，不时滴加乙醚维持，也可用乙醚先麻醉后再用非挥发性麻醉剂维持麻醉。
较大动物可用麻醉口罩滴药法。
封闭麻醉法是将小动物置于一封闭容器中，该容器中预先置于浸泡乙醚之棉球，乙醚挥发后使动物吸入而置麻醉。
在给药过程中必须随时观察动物的变化，如果发现动物的角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。
防止麻醉过深，引起死亡。
常用全身麻醉剂：乙醚乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各种动物都可应用。
其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。
但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动，并且容易引起窒息，在麻醉过程中要注意。
但总起来说乙醚麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比较安全，而且麻醉后恢复比较快。
其缺点是需要专人负责管理麻醉，在麻醉初期出现强烈的兴奋现象，对呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品(基础麻醉)，通常在麻醉前20－30分钟，皮下注射盐酸或硫酸吗啡(每公斤体重5～10mg)及阿托品(每公斤体重0.1mg)。
盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性，提高痛阈，还可节省乙醚用量及避免乙醚麻醉过程中的兴奋期。
阿托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞，或手术后发生吸入性肺炎。
进行手术或使用过程中，需要继续给予吸入乙醚，以维持麻醉状态。
慢性实验预备手术的过程中，仍用麻醉口罩给药，而在一般急性使用,麻醉后可以先进行气管切开术,通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。
实验动物麻醉
实验动物麻醉所有可能引起实验动物疼痛或不适的实验方案都必须使用合适的麻醉剂、止痛剂和镇静剂。
如麻醉剂、止痛剂或镇静剂可能影响实验数据，该实验方案可不使用麻醉剂、止痛剂或镇静剂，但必须在实验方案中予以详细说明，并在实验动物管理委员会批准后方可开展相关实验。
包括动物品系、使用途径、体重、性别、动物健康状况、温度、其它同时使用的药物在内的多种因素影响麻醉剂、止痛剂或镇静剂的使用剂量和有效时间。
因此，在使用麻醉剂时必须时刻监测实验动物的麻醉深度，以防止过度麻醉导致动物死亡或麻醉不足无法缓解动物的疼痛。
足底反射、角膜反射、肌肉紧张和对皮肤夹捏的反应是检测动物麻醉深度的有用指标，在条件许可时，推荐测量动物心率、血压、呼吸频率及体温作为检测动物麻醉深度更为精确的指标。
使用麻醉剂时，一定要注意方法的可靠性，根据不同的动物选择合适的方法。
1．麻醉剂的用量，除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性不同。
一般说，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小。
在使用麻醉剂过程中，特别是使用巴比妥类药物时，一般应首先使用较小剂量，随时检查动物的反应情况，并逐步提高剂量。
2．动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。
相比清醒的动物，麻醉后的动物反应相对迟钝。
因此，推荐使用循环水浴保温垫，不推荐使用照明灯、电加热器等不易控制温度的设备，以免灼伤实验动物。
3．静脉注射麻醉剂发挥作用速度快，静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应,当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。
配制的药液浓度要适中，不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。
实验操作涉及腹腔注射时，不应使用腹腔注射麻醉剂。
4．气温较低时，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。
5．注射麻醉剂前12小时实验动物应禁食，以防止食物回流。
注射前3小时应限制饮水。
6．如需使用抗生素以防止术后感染，手术前1小时应肌肉注射抗生素，并于手术过程中静脉注射抗生素。
实验动物学
1. 人类疾病动物模型：是指生物医学研究过程中所建立起来的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象及相关实验材料。
2. 实验性动物模型：是指研究者通过使用物理的、化学和生物的致病因素作用于动物，造成动物组织、器官或全身一定的损害，出现某些类似人类疾病时的功能、代谢或毒使动物患相应的传染病，又如用化学致癌剂、放射线、致癌病毒诱发动物的肿瘤等。
3. 实验动物：是指经人工培育，对其携带的微生物实行控制；遗传背景明确或来源清楚的，用于科学研究、教学、生产、检定以及其他科学实验的动物。
4. 实验用动物：是指所有应用于科学实验的动物，包括实验动物、野生动物、经济动物和观赏动物。
5. 近交系动物：又叫纯系动物。
是采用同胞兄妹或亲子交配，连续繁殖20代以上所培育出来的，遗传上达到高度一致的动物群。
6. 3R原则：○1Reduction（减少）指在科学研究中，使用较少量的动物获取同样多的试验数据或使用—定数量的地动物能获得更多实验数据的科学方法。
○2Replacement（替代）指使用其他方法而不用动物所进行的试验或其他研究课题，以达到某—试验目的。
或是使用没有知觉的试验材料代替以往使用神志清醒的活的脊椎动物进行试验的一种科学方法。
○3Refinement（优化）指在符合科学原则的基础上，通过改进条件，善待动物，提高动物福利：或完善实验程序和改进实验技术，避免或减轻给动物造成的与实验目的无关的疼痛和紧张不安的科学方法。
7. 无菌动物：应用现有技术，在体内、外检测不出任何活的微生物和寄生虫的动物。
来源于无菌手术剖腹取胎，饲养在无菌隔离器内，人工喂乳或保姆代养培育而成。
8. SPF级动物：体内不存在特定病原微生物和寄生虫的动物，简称SPF动物。
是指无传染病的健康动物。
这种动物都是来自无菌动物或悉生动物，转移到屏障系统中饲养和实验。
9. 隔离系统：无菌隔离系统是完全密封的，将药品、生物制品控制、并处理成无菌状态。
一个完整的操作过程可能需要若干个隔离器组成的系统来完成，从而将整个流程与可能的污染源（如：周围的设备和操作者）彻底分开。
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 实验动物参数分级给药体积大全
0.25 (0.5)
2
c
10 (15)
2 (5)
C (20)
0.25 (0.5)
2.5
(10)
10 (15)
1 (2)
1 (20)
0.25 (0.5)
2.5
(5)
a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能
超过 2 次。皮下注射每天限制在 2~3 个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。
0.1 ml。
动物种属
小鼠 大鼠 兔 犬 猴 狨猴 小型猪 说明:
表 1 各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积 a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except bml/site)d
Oral
10 (50) 10 (40)
sc
10 (40) 5 据。 d．每一栏内有两组数字，左边的数字代表的是指导原则中适用于单次或多次给药时的给药 体积。右边括号内的数字代表的是可能的最大给药体积。如果超过这个给药体积那么将会导 致动物权益与实验的科学性之间产生矛盾。在某些情况下，给药体积要与药典的要求相适应。
二、静脉内给药 1.静脉推注：这种给药方式可使受试药在很短的时间内进入体内（大约在 一分钟内）。如此的快速注射要求试样与血液之间要能配伍且粘性不能太大。当 大体积的注射物质进入体内时，注射液应预热到动物体温水平。对于啮齿类动 物，给药速度不能超过 3ml/min。观察到把生理盐水以 6 ml/kg 给狗快速静脉内 注射时（<1 min），犬的血细胞容量计、心率方面没有发现可观察到的改变，但 是以 20ml/kg 给药时，血液被稀释 15%，且会出现短暂的心动过速。 2.静脉内缓慢注射：静脉缓慢注射是指注射过程超过 5~10min，此时应使用 蝶状针，或在浅静脉中留置静脉管套（短期），以便长时间内多次给药。 当给小鼠每日以 1ml/min 的速度，80ml/kg 的给药量，连续静脉内注射等渗 盐 4 天，经观察没有发现不良应激的显著体征以及肺损害。但以 0.25、0.5、 1.0ml/min 的速度给药且治疗时间延长至 30 天时，肺损害的严重程度和发生率 增加。 在早期可能也会产生不良影响，但因时间较短，不足以观察到病理学改 变。 3.连续输注：为了与临床用药一致,有时需连续静脉内输注。在 2 小时内， 单次给药的给药体积应小于循环血量的 10%。 对动物有效固定但不激惹之，对于维持长时间输液来说是个关键的因素。 一次输注时总的持续时间也是一个因素。表 2 提供了推荐使用的关于非连续 输注给药（每天 4 小时）及连续输注给药（24 小时）的给药体积、给药速度。
各种动物的全身麻醉
（一）牛的全身麻醉牛能在站立保定和施行局部麻醉的情况下进行多种手术（包括瘤胃切开等大手术），即使需要全身麻醉的手术，一般也应在中、浅麻醉情况下，配合局部麻醉进行。
牛在全身麻醉时，因其解剖、生理上的特点，在全身麻醉下停止嗳气，因而瘤胃易发生臌气。
在卧倒时腹压增大，不仅造成呼吸困难，而且不利于手术操作。
此外，多数的全身麻醉药都能引起牛的大量流涎。
加上深麻醉时，贲门括约肌松弛导致瘤胃液状内容物从口鼻涌出的可能性，都有造成吸入性肺炎的危险。
牛全身麻醉应该禁食24h；为了减少唾液腺和支气管腺体的分泌，常采用小剂量（0.4mg/kg）的阿托品作为麻醉前用药；为了预防瘤胃臌胀，可在麻醉前30min灌服食醋0.5～1kg，或灌适量的鱼石脂酒精，同时也应备有胃管和瘤胃放气套管针。
总之对牛施实全麻绝不可麻醉过深，最好采用配合麻醉，麻前停食停水给予阿托品。
1.隆朋、静松灵、速眠新麻醉隆朋或静松灵肌肉注射0.2～0.6mg/kg体重，速眠新1mg/100kg体重剂量时，一般可于7～15min内进入麻醉状态。
精神沉郁，嗜眠，头颈下垂，眼半闭，唇下垂，大量流涎，绝大多数牛只站立不稳，俯卧，头部多扭向躯体一侧（呈产后瘫痪姿势），全身肌肉明显松弛，少数牛可见舌肌松弛并伸出口腔外。
此时针刺躯干及四肢上部时无痛感，可在侧卧保定下进行各种手术，但前肢末端、鼻镜等处有时仍有镇痛不全表现。
此种情况一般可维持1h以上（视频020）。
小剂量麻醉的牛意识一直没有完全消失，手术时仍应加以适当保定。
如果肌肉注射隆朋或静松灵剂量超过0.6mg/kg或速眠新2mg/100kg体重时，可观察到呼吸困难，心音减弱，腹部臌胀等不良反应，但一般不会造成严重后果，约在2h后可逐渐恢复正常。
据报道，水牛对该类药的反应不如黄牛敏感，故施行大手术时剂量可增加。
如手术完毕而使牛尽快苏醒，可用同等剂量的苏醒灵静脉注射，在1～2分钟苏醒（视频021）。
2.水合氯醛麻醉由于水合氯醛的安全性较小，并因前述的原因牛容易发生并发症，所以在牛一般不用水合氯醛进行深麻醉。
动物实验基本方法
1. 麻醉之前应禁食，准确称量动物体重，作为计算麻醉剂用量的依据。 2. 应注意不同麻醉药对动物的作用是不同的，如戊巴比妥钠、硫贲妥钠等能抑 制心肌收缩力，使肌肉松弛，而氯胺酮则相反。 3. 大动物犬、猴、羊等麻醉前半小时应注射麻醉前给药如阿托品和苯巴比妥钠。 4. 静脉注射麻醉药是必须缓慢，边注射边观察动物。 5. 在麻醉过程中密切观察动物的反应，动物在麻醉期间体温下降，应注意保温。
抓取注意点
不要轻易使用长柄铁钳，钳伤造成的伤害 会使它对你更加恐惧，影响以后实验的 进行。 抓取后用绳子将嘴绑住。
家兔的抓取
狗嘴的捆绑方法
二、实验动物的麻醉方法
实验动物的麻醉方法
对实验动物进行麻醉的目的是：消除实验过程中引起的痛苦和不适， 确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行，是动物实验伦理的一个 重要方面。 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康状况等因素进行综合考 虑，决定选用的麻醉剂和麻醉方法。 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验动物的麻醉中绝大多数 采用全身麻醉。
2～4小时。 对呼吸和神经 影响小，但可 降低血压 2～4小时。 注射后作用迅 速，一般最常 用，肌松不够 完全。 约半小时。
戊巴比妥钠 （1～4％）
30～40（ip） 45～50（ip） 40～50（ip） 40～50（ip） 20～25（iv）
硫喷妥钠 （2～4％）
30～40（iv）
实验动物的麻醉方法
三、实验动物血液的采集方法
实验动物血液的采集方法
1、大鼠、小鼠的采血方法
剪尾采血 眼眶后静脉丛采血 颈(股)静脉或颈(股)动脉采血 摘眼球采血 断头采血 心脏采血
尾部采血
心脏采血
实验动物处死和取血
实验动物处死(鼠，兔类)标准操作规程(SOP)目的：遵循安乐死的原则，在不影响动物实验结果的前提下，使实验动物短时间无痛苦地死亡。
主体内容：一、颈椎脱臼（断颈）处死法此法是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。
操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部，右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。
二、断头处死法此法适用于鼠类等较小的实验动物。
操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。
三、击打头盖骨处死法主要用于豚鼠和兔的处死。
操作时抓住实验动物尾部并提起，用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。
四、放血处死法此法适用于各种实验动物。
具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。
如兔等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。
操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。
五、空气栓塞处死法处死兔类常用此法。
向实验动物静脉内注入一定量的空气，形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞，或导致心腔内充满气泡，心脏收缩时气泡变小，心脏舒张时气泡变大，从而影响回心血液量和心输出量，引起循环障碍、休克、死亡。
一般空气栓塞处死法注入的空气量兔为20~50ml。
六、过量麻醉处死法此法多用于处死豚鼠和家兔。
快速过量注射非挥发性麻醉药（投药量为深麻醉时的30倍），或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经经过过度抑制，导致死亡。
七、毒气处死法让实验动物吸入大量CO2等气体而中毒死亡。
实验动物的取血标准操作规程(SOP)目的：规范实验动物(家兔、狗，豚鼠，)取血的方法和途径,主体内容：（一）家兔1．耳缘静脉取血法选好耳缘静脉，拔去被毛，用二甲苯或酒精涂擦局部，小血管夹夹紧耳根部，使血管充血扩张。
实验动物的给药方式
实验动物的给药方式在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引发的转变，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方式多种多样，可按如实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况肯定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性转变或观察皮内反映。
如将必然量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环转变，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方式是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管通过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右边腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推动约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液散布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作历时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右双侧和背侧各1根，双侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾双侧，使静脉充盈，注射时针头尽可能采取与尾部平行的角度进针。
宠物疾病临床治疗方法—输血疗法
血液相合试验
➢交叉配血(凝集)试验 ➢三滴试验法 ➢ 生物学相合试验
交叉配血(凝集)试验
操作步骤
➢ 1.取试管2支作好标记，分别由受血动物和供血动物的颈 静脉各采血5～10 ml，于室温下静置或离心析出血清备 用。
急需时可用血浆代替血清。即先在试管内加入4％枸 橼酸钠溶液0.5ml或1.0 ml，再采血4.5ml或9.0 ml，离心 取上层血浆备用。
病畜表现 消失。
防治办法
✓主要是严格执行无热原技术与无菌技术； ✓在每l00ml血液中加入2％普鲁卡因5ml，或氢化可 的松50mg； ✓反应严重时应停止输血，并肌肉注射盐酸哌替啶( 杜冷丁)或盐酸氯丙嗪； ✓同时给予对症治疗。
原因：
过敏反应
由于输入血液中所含致敏物质，或因多次 输血后体内产生过敏性抗体所致。
犬后肢外侧隐静脉
输血量
一般为其体重的1％～2％左右。 犬，200～300 ml； 猫，40～60 ml。
输血速度
➢ 犬在开始输血的15 min内应当慢， 以5ml/min为度，以后可增加输血速度。 ➢ 猫输血的正常速度为1～3ml/min。
输血注意事项
输血注意事项
输血注意事项
➢ 输血过程中，一切操作均需按照无菌要求进行。 ➢ 采血时需注意抗凝剂的用量，应充分混匀；在输
➢ 取其压积红细胞2滴，各加生理盐水适量，用吸管混合，离 心并弃去上清液后，再加生理盐水2 ml混悬，即成红细胞悬 液。
➢ 3.取清洁、干燥载玻片2张，于一载玻片上加受血动物血清( 或血浆)2滴，再加供血动物红细胞悬液2滴(主侧)； 于另一载玻片上加供血动物血清(或血浆)2滴，再加受血 动物红细胞悬液2滴(次侧)。 分别用火柴梗轻轻混匀，置室温下经1 5～30 min观察 结果。
实验动物学复习题(研)
一、名词解释1.人类疾病动物模型生物医学研究中所建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和相关实验材料。
2.实验性动物模型又称为诱发性动物模型，是指研究者通过使用物理的、化学的、生物的和复合的致病因素作用于动物，而造成动物组织、器官或全身一定的损害，出现某些类似人类疾病时的功能、代谢或形态结构方面的病变，即人为地诱发动物产生类似人类疾病模型。
3.实验动物经人工培育，对其携带的微生物实行控制，遗传背景明确或来源清楚的，用于科学研究、教学、生产、检定以及其他科学实验的动物。
4.实验用动物所有用于科学实验的动物。
包括实验动物、野生动物、经济动物、观赏动物。
5.近交系动物又叫纯系动物。
是采用同胞兄妹或亲子交配，连续繁殖20代以上所培育出来的，遗传上达到高度一致的动物群。
基因纯合程度可达99.8%。
6.3R原则指动物实验替代方法，即减少(Reduction) 、替代(Replacement)和优化(Refinement)。
意思为尽量减少动物实验的次数和使用动物数量；尽可能使用替代物和善待动物；使实验设计尽善尽美。
所以能用小动物的不用大动物，能用低等动物不用高等动物。
7.无菌动物应用现有技术，在体内、外检测不出任何活的微生物和寄生虫的动物。
来源于无菌手术剖腹取胎，饲养在无菌隔离器内，人工喂乳或保姆代养培育而成。
8.SPF级动物体内不存在特定病原微生物和寄生虫的的动物，简称SPF动物。
9.隔离系统是以隔离器及其他附属装置所组成的饲养系统。
该设施采用无菌隔离装置以保存无菌或外来无污染动物。
10.清洁级动物又称最低限度疾病动物, 除普通级动物要求排除的病原微生物外，还要求排除对动物危害大和对科学研究干扰大的病原微生物和寄生虫该动物应饲养于屏障环境中。
11.免疫缺陷动物由于先天性遗传突变或用人工方法造成一种或多种免疫系统组成成分缺陷的动物。
12.转基因动物指用实验的方法导入的外源基因,在其染色体基因组内稳定整合并可以表达和传给后代的一类动物；整合在动物基因组内的外源基因称为转基因。
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家兔
（ml/kg）
狗
（ml/只）
皮下
0.1~0.2
0.3~0.5
0.5~2
0.5~1.0
3~10
肌肉
0.05~0.1
0.1~0.2
0.2~0.5
0.1~0.3
2~5
腹腔
0.1~0.2
0.5~1.0
2~5
2~3
5~15
静脉
0.1~0.2
0.3~0.5
1~5
2~3
5~15
实验动物采血量
采血动物品种
表12-22实验动物全血、血浆、红细胞的容量和静脉血比容[61]
实验动物
全 血 容 量
血 浆 容 量
血细胞容量
静脉血比容
方法
毫升/公斤体重
方 法
毫升/公斤体重
方 法
毫升/公斤体重
牛
PV/（100-VH）×100
57.2(52.4～60.6)
T～1824
38.8(36.3～40.6)
-
-
32.2(30.3～34.9)
94.1(76.5～107.3)
T～1824
55.2(43.7～73)
32P
39(28～55)
44(35～54)
猫
PV+EV
55.5(47.3～65.7)
T～1824
40.7(34.6～52)
51Cr
14.8(12.2～17.7)
-
兔
PV+EV
55.6(44～70)
T～1824
38.8(27.8～51.4)
马
EV/VH×100
109.6(94.3～136)
BV～EV
61.9(45.5～79.1)
32P
47.1(39.6～57.5)
43.3(37～56)
猕猴
PV+EV
54.1(44.3～66.6)
T～1824
36.4(30～48.4)
32P
17.7(14.3～20.0)
39.6(35.6～42.8)
狗
PV+EV
32P
16.8(13.7～25.5)
-
兔
EV×100/0.858(VH)-0.2
57.3(47.8～69.5)
-
-
32P
35.2(28.6～41.0)
45公斤
EV/VH×100
65(61～68)
32P
猪
BV*VH/100
25.9(20.2～29.0)
39.1(30.3～43.1)
50公斤
32P
69.4
豚鼠
PV/(100-VH)×100
75.8(67～92.4)
I131
39.4(35.1～48.4)
-
-
-
大白鼠
PV+EV
64.1(57.5～69.9)
T～1824
40.4(36.3～45.3)
32P
23.7(18.4～26.0)
50.3(42.3～61.5)
小白鼠
PV+EV
77.8
T～1824
48.8
最大安全采血量(ml)
最小致死采血量(ml)
小鼠
0.2
0.3
大鼠
1
2
豚鼠
5
10
兔
10
40
狼狗
100
500
猎狗
50
200
猴
15
60
动物种类
体重
最大灌胃量（ml）
小鼠
20~24
25~30
30以上
0.8
0.9
1.0
大鼠
100~199
200~249
250~300
300以上
3.0
4~5
6.0
8.0
豚鼠
250~300
300以上
4~5
Hale Waihona Puke 6.0家兔2000~2400
2500~3500
3500以上
100.0
150.0
200.0
猫
2500~3000
3000以上
50~80
100~150
狗
10000~15000
200~500
32P
29.0
-
鸡
-
56.0
T～1824
31.0
-
-
-
鸭
PV/(100-VH)×100
102.0
131I
65.5
BV×(VH/100)
27.5
-
注：Pv=血浆容量VH=红细胞比积EV=红细胞容量BV=全血容量
几种动物不同给药途径的最大注射量（ml）
注射途径
小鼠
（ml/10g）
大鼠
（ml/100g）
豚鼠
BV～EV
41.9
27.5
山羊
PV+EV
70.5(56.8～89.4)
T～1824
55.9(42.6～75.1)
51Cr
14.7(9.7～19.3)
24.3(18.5～30.8)
绵羊
PV+EV
66.4(59.7～73.8)
T～1824
46.7(43.4～52.9)
51Cr
19.7(16.3～23.8)