细胞转染成功与否的八大要素

细胞转染成功与否的八大要素

摘要: 转染是否成功的影响因素很多，如需要转染的细胞类型(对于困难的细胞系尤其如此)，需要被转染的分子(DNA、RNA、寡核苷酸、蛋白质)，转染试剂等。但无论在何种情况下，转染的成功均取决于

知己知彼，方能百战不殆。做细胞转染也一样道理。细胞转染实验的影响因素很多，如需要转染的细胞类型(对于困难的细胞系尤其如此)，需要被转染的分子(DNA、RNA、寡核苷酸、蛋白质)，转染试剂等。但无论在何种情况下，以下八个要素都不容忽视。

要素一：细胞

分裂细胞相比较非分裂细胞——分裂细胞往往要比静止细胞更易于摄取并表达外源DNA。因此对大多数转染操作而言，细胞都在转染当天或前一天种板。同样重要的是细胞在种板进行转染时不应处于过度生长的状态;此外，还常用促有丝分裂刺激物(如，病毒转化，生长因子，条件培养基，以及滋养细胞)来活化原代培养细胞。

贴壁细胞相比较悬浮细胞——在转染效率方面贴壁细胞和悬浮细胞之间的差异显著。相对于贴壁细胞(如HEK，CHO)，悬浮细胞(如HL 60，Jurkat)非常难以转染，可能是因为细胞间膜结构的差异，但目前还没有分子水平上合理机制的解释。

分板方案——在对培养细胞进行分板传代培养之前，必须把贴壁细胞用胰蛋白酶消化使之脱离培养基质。这个常规操作可导致正常细胞功能受到严重损害。因此分批方案的不同(如，胰蛋白酶消化时间的长短，胰蛋白酶的灭活等)需要优化。

传代次数——传代次数是指对一个细胞系进行分批传代的频度(通常在一个实验室范围内)。某些细胞系相比较其他细胞系而言较不稳定，可能会随着培养时间的延长而改变，视不同的细胞系和培养条件而定。因此名称相同的同一细胞系在生理学和形态学(以及转染能力)性质也可能会有很大的差异。一般而言，细胞在冻存复苏后的一两代之内或直到它们完全复苏之前都很难转染。

细胞数量(融合率)——只要培养基质(组织培养皿)尚有空间，细胞就会按指数规律分裂。对于正常细胞而言，细胞生长的速度受细胞密度大小的抑制(接触抑制)，但癌细胞则不受此限制而会继续生长并可互相叠加。营养物质的耗竭以及代谢废物的积聚会影响所有的细胞生长。细胞会因受到营养物质匮乏的压力而不适于转染。报告基因的表达率与转染开始时的细胞数量和细胞健康以及细胞溶解之前的生长情况相关。

培养物污染——培养物可被细菌、酵母、真菌、病毒、支原体、甚至其他细胞种类所污染。各种污染都会导致产生错误的结果。

支原体污染——支原体污染在所有培养细胞中的比例为5-35%，它可改变细胞生长特性，酶的作用途径，细胞膜的组成，染色体结构，以及转染效率。特别是，支原体对采用脂质、DEAE-右旋糖酐、磷酸钙或腺病毒介导的转染技术有所干扰，其结果致使非典型转染或转染效率偏低。这些影响会导致实验结果的不可靠以及时间和珍贵细胞系的损失。和细菌及真菌不同，支原体污染无法通过视觉检查发现。它们非常小甚至能够通过大多数的无菌滤膜;它们还对常用抗生素有抗药性。所以必需进行支原体污染的常规筛查。

要素二：载体DNA

一般原则：对纯化所得的载体进行质量鉴定。确定维持其正常功能的基因序列是否适合于您的细胞体系。在测定细胞体系的参数时，一定要选用一种已知具有功能的载体做对照。

载体的完整性——载体是否具有功能取决于它结构的完整性。转染效率受到质粒制备物的超螺旋结构和舒展结构之间比例、双螺旋断裂、核酸酶的降解，以及来自于储存和处理过程中的物理压力的影响。

载体制备物——各种载体是按照不同的方案在细菌体系中制备并纯化。制备产物中残余的污染物(如CsCl，内毒素)可能会影响转染效率。

载体构造(启动子/增强子/ORI)—转染体系通常用带有强病毒调节元件(如，RSV，CMV，和SV40)的对照载体进行优化和比较。然而，病毒启动子/增强子体系的相对有效性在不同细胞系间的差异可大到两个数量级。例如，在某些细胞系中，由于自发的质粒扩增，SV40体系可高效表达large T抗原(如，COS);而在其他许多细胞系中，则是CMV启动子更为有效。

除此之外，各种CMV载体的表达率也会有超过一个数量级的差异，这部分是由于载体中其他调节元件所引起的。

要素三：组织培养试剂

一般原则：优化您的细胞生长条件。只使用新鲜配制的培养基和添加剂，并尽可能减少所用试剂的变更。

基础培养基——培养基的成分包括营养物质(氨基酸，葡萄糖)，维生素，无机盐，和缓冲物质。有些成分非常不稳定，因此如果在使用时不是新鲜，加入就可能会产生问题。配置时要使培养基务必避光保存;因为已知有一些组分和缓冲物质，如HEPES，当暴露于光照下就会分解产生细胞毒性物质。

胎牛血清——血清是一种含有白蛋白、球蛋白、生长促进因子和生长抑制因子的极为复杂的混和物。采集血清所用动物的年龄、营养水平和健康状况可影响到血清中这些成分的数量和质量，从而引起显著生物学变化。

添加剂——某些细胞的生长依赖于一些对生命力或细胞分裂必不可少的物质(如，生长因子，微量元素，必需代谢物和蛋白等)。

CO2培养箱——细胞生长所需环境为37℃、相对湿度为95%的CO2培养箱。用CO2是为了控制pH值，细胞生理对pH的变化非常敏感，因此多数细胞培养基都含有碳酸氢盐缓冲体系。有些培养基需要CO2 浓度为5%来有效控制pH值，而另一些则需要10%的CO2。需要向您的培养基供应者核对一下适当的CO2浓度。如果培养箱内培养条件与所需条件不一致(温度、湿度和CO2)则会导致实验结果的板间变异。来自于培养箱内的污染物、化学物质，或真菌/细胞的污染也都可能影响到细胞生理。

要素四：使用瞬时转染来生产蛋白瞬时转染表达蛋白

以往为了获得蛋白质的高表达产量，必须先转染细胞，然后挑选一个稳定的转染细胞系进行蛋白的扩增和富集。而挑选这样一个细胞系往往需要花费数周甚至数月的时间，这既可能是由于试剂的细胞毒性也可能是由于转染的低效率。如果是因为转染试剂具有细胞毒性，那么只有少数细胞能够存活，从而导致蛋白质的产量很低。而如果是因为转染成功的细胞太少，那么那些未转染的细胞生长速度大大超过转染成功的细胞，其结果同样也只能产生少量的目标蛋白。使用一种温和的可以转染大多数细胞的转染试剂，就可获得蛋白质的高表达。

现将一些影响蛋白高效表达的关键因素分列如下：

细胞系(有些类型的细胞比其他细胞产量高)

质粒骨架(例如：增强子，启动子，转录调控元件)

目的蛋白(有些蛋白很难获得高表达量)

目的蛋白的cDNA序列(例如：密码子的优化)

培养条件(营养物，代谢废物，转染抑制物)

当这些因素都得到优化，并加入合适配比和数量的转染复合物(转染试剂-质粒)后，就可获得至少达到平均表达水平的稳定表达克隆。

要素五：瞬时转染和稳定转染

制备一种稳定细胞系的第一步是选择一种同时含有选择性标记物和目的基因的载体。选择性标记物通常是可以产生一种蛋白质或者酶来帮助细胞在某些毒性物质存在下存活的基因。

一旦选好了质粒载体，无论瞬时或者稳定表达都采用一样的转染方法。在加入选择性试剂之前，被转染的细胞至少要在标准培养基中培养过夜。这样就使细胞有时间表达足量的蛋白使之能够耐受选择性试剂的作用。细胞于是在加有选择性试剂的培养基中生长。那些未成功转染质粒的细胞即被杀死。而只有那些成功转染的细胞能够生长。有的时候，还可以将选择性试剂持续加入到培养基中，以维持对细胞的选择压力。

要素六：转染方案

一般原则：建立一套适当的转染方案;首先从一种标准方案开始，然后通过改变试剂/DNA的配比和复合物的剂量进行优化。

转染复合物的制备——诸如转染试剂/DNA配比，离子强度，缓冲液pH值，以及温度等变量都会影响到转染复合物的组成和功能。质粒可用无菌水或TE缓冲液稀释。如果您要使用一种市售的转染试剂，就应当仔细阅读该试剂所提供的使用说明。在不含血清或其他蛋白的培养基中制备转染复合物;如果制备复合物所使用的培养基含有血清，它就会对转染产生抑制。制备转染复合物的最佳孵育时间是一个非常关键的环节，对于不同的转染试剂而言可能差别很大。

转染试剂/DNA配比(负载比)——所有的转染试剂都会在某一个试剂/DNA配比时最为有效。有时候这种最佳配比的所在范围非常狭窄;而且对于每种实验体系都必须进行优化才能得到最佳配比。