动物生理学实验指导书
《动物生理学》课程实验教学大纲
《动物生理学》课程实验教学大纲一、实验总学时数：18二、应开实验个数：9 必开实验个数：9 选开实验个数：0三、适用专业：动物科学四、考核方式及评定标准：实验课的考核主要根据实验报告评分考核，实验课成绩占课程总成绩的15%。
五、配套的实验教材或指导书：王丙云,雷历,陈胜锋,冼琼珍编著《动物生理学实验指导》（自编教材）六、实验项目：实验一BL-420E+生物机能实验系统简介及蛙坐骨神经干分离学时：2（一）实验类型：验证型（二）实验类别：学科基础实验（三）实验目的：掌握BL-420E+生物机能实验系统的操作及应用，掌握蛙坐骨神经干标本的制备。
（四）实验内容：1．介绍BL-420E+生物机能实验系统的操作与应用。
2．分离蛙坐骨神经干。
（五）要求：必开（六）每组人数：2（七）主要仪器设备及其配套数：BL-420E+生理记录系统6套。
（八）所在实验室：生物实验教学中心生理室实验二蛙坐骨神经干动作电位、动作电位传导速度与不应期的测定学时：2（一）实验类型：验证型（二）实验类别：学科基础实验（三）实验目的：了解测定神经冲动传导速度的原理和方法，测定蛙坐骨神经干的相对不应期和绝对不应期。
（四）实验内容：1．分离蛙的坐骨神经。
2．利用BL-420E+系统来记录蛙坐骨神经干的动作电位，并测定动作电位的传导速度。
3．利用BL-420E+系统来测定蛙坐骨神经干的相对不应期和绝对不应期。
（五）要求：必开（六）每组人数：2（七）主要仪器设备及其配套数：BL-420E+生理记录系统、引导电极、刺激电极、神经标本盒等各6套。
（八）所在实验室：生物实验教学中心生理室实验三骨骼肌的单收缩与复合收缩学时：2（一）实验类型：验证型（二）实验类别：学科基础实验（三）实验目的：观察并分析单收缩的特征及复合收缩形成的条件。
（四）实验内容：1．蛙坐骨神经腓肠肌标本和缝降肌标本的制备方法。
2．阈刺激、阈上刺激与最大刺激。
3．骨胳肌的单收缩和复合收缩。
动物生理学实验指导书
目录生理学常用实验仪器和手术器械的认识---实验前教育 (1)实验一反射弧的分析 (7)实验二坐骨神经-腓肠肌标本的制备和骨骼肌的特性 (9)实验三刺激的极性法则 (14)实验四鱼类血红蛋白含量测定 (15)实验五红细胞比积（比容）的测定 (17)实验六红细胞的溶解——溶血作用 (19)实验七白细胞机能的实验观察 (21)实验八鱼心期前收缩和代偿间歇 (22)实验九蛙类离体心脏灌流 (23)实验十蛙类心脏的神经支配 (28)实验十一蛙肾小球血流的观察 (30)实验十二迷走神经对鱼胃运动的影响 (31)实验十三鱼类肾小管的主动运输 (34)实验十四胰岛素致低血糖效应 (36)实验十五抗利尿激素（ADH）对蟾蜍膀胱水转运的影响 (37)实验十六腺垂体激素对蛙体色和生殖的影响 (38)附录常用生理溶液的配制 (40)生理学常用实验仪器和手术器械的认识---实验前教育一分组（每班分成6组或8组，每组人数视班级总人数而定）二设备的管理采取登记使用制度，具体方案由实验室管理办公室制定。
三实验课的目的和要求动物及鱼类生理学既是一门理论性学科，也是一门实验性学科。
它的理论和概念都是根据实践观察和科学实验中总结出来的，它的发生和发展都离不开科学实验，因此，实验课在生理学中占有重要的地位，实验课的目的在于：（一）了解获得生理学知识的科学方法，加强理论来源于实践的认识。
（二）熟悉和掌握生理学实验的一般方法及基本操作技能。
（三）亲自动手，直接验证理论，加深印象，以巩固理论知识。
（四）在实验中训练严谨的科学作风和实事求是、一丝不苟的科学态度，加强辨证唯物主义的观点。
（五）培养科学的思维方法和独立地分析问题、解决问题的能力。
为达到以上目的，要求同学们必须做到以下几点：（一）实验前认真做好准备1．仔细阅读实验指导，了解当次实验的目的和要求、方法和步骤，牢记注意事项。
2．结合实验内容认真复习和掌握有关理论，预测各项实验应得的结果和可能产生的误差。
10-11(上)动物生理实验
动物生理学实验指导刘红云编写动物生理学实验规则动物生理学是生命科学教育的基础学科，动物生理学的实验目的是使学生理论联系实际，验证与巩固课堂理论知识，培养学生独立思考、独立工作的能力，通过实验使学生树立实事求是的科学态度和严谨细致的工作作风，具有良好的社会公德和团结互助精神。
在实验中学生应遵守下列规则：1．实验前必须预习实验指导，对实验内容应有所了解，做到实验时心中有数。
2．认真听讲了解重点、难点和注意事项，听从老师的指导，严格遵守操作规范。
3．实验时应细心操作和观察，认真做好实验记录，分析实验结果。
实验后，应按指导老师要求，独立完成实验报告。
4．遵守课堂纪律，不无故迟到和早退。
保持课堂安静，不喧哗，不谈笑，不乱丢纸屑与实验废弃材料，保持实验室的整洁。
5．培养良好的社会公德。
爱护国家财产，爱惜仪器设备和标本，节约实验材料。
损坏标本、仪器应立即报告教师，做好登记，按规定赔偿或酌情处理。
6．每次实验完毕后，应将器皿处理干净，放回原处，解剖后的动物尸体，应集中放在指定地点，不能随便丢弃。
轮流做好值日工作，保持实验室的清洁卫生和正常的教学秩序。
实验一计算机生物信号采集处理系统在生理学实验中的应用实验目的：掌握计算机生物信号采集处理系统在生理学实验中应用的方法。
实验原理：计算机生物信号采集处理系统（Pclab）是近些年来开发出来的一个供机能实验使用的软件系统，它是根据电生理实验的特点，将传统仪器的优点与计算机强大处理功能相结合而设计的系统，由硬件和软件两大部分组成。
Pclab硬件主要完成对特种生物信号(如：心电、肌电、脑电)与非电生物信号(如：血压、张力、呼吸)的调整、放大，并进而对生物信号进行模/数（A/D）转换，使之进入计算机。
硬件是由3802型（或其它型号）内置四通道生物信号放大端（内含刺激器）与NSA4型数据采集卡两部分组成。
这种将模拟信号与数字信号分开处理的硬件实现方案符合数字化仪器设计要求，完全解决了“一块卡”设计中不同性质信号间相互干扰问题，使系统的抗干扰性能大为提高，生物信号放大。
动物生理学实验指导
绪言动物生理学是一门实验性学科。
因此学习动物生理学必须通过做一定的实验，才能更好地理解和掌握生理学的基本理论知识和知识。
是生理学教学中的一个重要组成部分。
一．实验课的目的生理学实验是以活的动物或人体为对象和材料进行实验，以此来了解和获得生理学知识的科学方法。
通过实验可以验证、巩固和加深课堂中生理学基本理论和知识。
同时，可通过生理实验，初步掌握生理学实验的基本技能和基本操作。
培养学生的科学思维方法和严肃的科学实验态度。
通过实验训练，可提高学生对各种生理现象的观察分析能力，以及解决问题的能力。
同时还可以培养学生的独立思考能力。
二．实验课的要求实验前，必须详细阅读实验指导，了解实验目的、原理和基本操作步骤。
并结合其基本理论，做到充分理解，心中有数。
并能预测实验的正确结果和可能出现的问题。
实验过程中，实验器材力求安放整齐，布局合理，便于操作。
同时要保持桌面清洁。
随时清除实验中的污物。
公用仪器、药品等不得随意挪动。
要爱护仪器。
节省实验动物和药品。
实验中还应注意实验分工交换，人人动手，使每个学生都有学习各种操作的机会。
实验时要认真、仔细、耐心地观察实验中出现的现象，并如实记录。
同时应对各种变化的原因进行分析和处理。
另外仪器发生故障应及时报告。
不得自行拆动。
实验用品损坏也应及时报告和登记。
实验后，将所用物品及器材进行整理和清洗。
实验用过的动物处死后，放在指定处。
最后要认真写出实验报告，及时上交。
三．实验结果的处理实验过程所得的结果都要分析和整理。
凡是属于测量性质的结果，如高低、长短、快慢、轻重、多少等，均应以正确的单位和数值定量。
凡有曲线记录的实验应尽量用曲线记录实验结果，并在曲线上标明各个变化。
如刺激标记，时间标记等。
有些结果为了比较和分析之便，可用表格或绘图表示。
制表时要全面而又简单明确。
绘图时应标出各坐标的意义。
非连续变化可用柱形图表示。
例如：对几个（组）实验对象，分别进行同样系列的实验观察所得结果，最宜制成表格。
动物生理学实验指导
动物生理学实验指导
《动物生理学实验指导》是由栾新红主编，2012年由高等教育出版社出版的全国高等学校“十二五”农林规划教材。
该教材可供农业院校、师范院校以及综合性大学的动物科学、动物医学和生物科学等相关专业的生理学实验课选用，也可供相关专业硕士研究生及生理、药理学工作者参考。
该教材分为十二个章节，主要包括基础知识和基本实验技能、神经与肌肉生理、血液生理、循环生理、呼吸生理、消化生理、体温与能量代谢生理、泌尿生理、中枢神经生理、内分泌与生殖生理、设计性实验、生理学实验新技术等内容。
此外，还包括五个附录的内容。
内容简介
《动物生理学实验指导》分为十二个章节，主要包括基础知识和基本实验技能、神经与肌肉生理、血液生理、循环生理、呼吸生理、消化生理、体温与能量代谢生理、泌尿生理、中枢神经生理、内分泌与生殖生理、设计性实验、生理学实验新技术等内容。
此外，还包括五个附录的内容。
实验1动物生理实验-LIU-1
示波
停止
暂停 记录
标记方式选择、增加标记、删除标记、标记词组选择、打标记
结语
谢谢大家！
RM6240生理信号采集处理系统介绍
一.系统简介 1.集生物信号采集、放大、显示、记录与分析为一体，是传统医学实验系统（由放大器、记
录仪、刺激器和示波器组成）的换代产品。 2.采用windows中文图形界面，操作简便易学，可使用鼠标，可将图形或实验数据导入
Word、Excel中。 3.系统功能更强大与灵活，可处理多种生理信号，具有实时显示、记录、分析、处理、打印
▪ 时间常数越小，下限截止频率就越高，即对低频成分的滤波程度越大。
▪ 当选择直流时，放大器不作高通滤波。
滤波频率： 用来滤除信号的高频成分。当信号有效成份频率较低时，应选择低的滤波频率，以滤除高 频干扰。如观察脉搏波时，选择10Hz的滤波,代表此时放大器的上限截止频率为10Hz， 可将10Hz以上的各种干扰滤掉。
等多种功能。
二.软件的使用
先开外置仪器，然后再进入“实验系统”，否则系统无法进行“示波”或“记录”，只 能对以前记录的波形进行分析。
采集频率 通道模式 扫描速度 灵敏度
时间常数
滤波频率
பைடு நூலகம்
相关参数
采集频率：系统采集数据的频率，如采集频率100kHz表示系统100000点/秒的速度采 集数据。由于计算机画一个波形是以若干点组成的，所以采集频率应高于信号频率若干 倍才能分辩出有效信号。信号频率越高，需要的采集频率就越高。
– 有齿直止血钳、有齿弯止血钳 – 无齿直止血钳、无齿弯止血钳 – 蚊嘴钳（蚊式止血钳）
常用手术器材
动物生理学手术操作训练： ——家兔颈动脉插管及动脉血采集
（一）兔抓握方法 （二）麻醉 （三）背位交叉固定 （四）颈动脉插管手术操作
《动物生理学实验》教学大纲
《动物生理学实验》教学大纲一、实验课程基本信息课程名称：动物生理学实验英文名称：Animal Physiology Experiments课程编号：095023B课程性质：非独立设课课程类别：专业扩展选修课课程总学时：16课程周学时：3课程总学分：0.5开设实验项目数：5适用专业：生物检测先修课程：动物生物学、动物生物学实验、细胞生物学、细胞生物学实验开课系部：生命科学系和生化实验中心二、实验课程的目的与要求(一)实验目的《动物生理学实验》课程是本科专业拓展课程《动物生理学》的实验部分，是本科专业基础实验课程之一。
课程教学目标在于通过实验动手操作，使学生掌握生理学实验的基本理论、方法和技能；从实验中观察到的生理现象或效应，可加深对动物生理学理论知识的直观理解，为后续学习专业基础课程、掌握临床操作技能和开展科学研究等打下坚实的基础。
（二）实验任务通过课堂教学等环节培养学生扎实的动物生理学实验技能和创新思维与意识，支撑专业学习成果中相应指标点的达成。
（三）实验要求主要以活体动物或具有生物学活性的材料为研究对象，采取急性离体和在体实验的实验方法，主要利用急性分离、离体灌流等实验技术设计动物生理学的实验内容，用以验证动物生理学的基本理论。
大部分实验是以学生自己设计、动手操作为主，发挥学生的主观能动性，在实践中培养学生掌握科学实验的基本方法及操作技能，培养科学的思维方法及严谨的科学态度，培养动手能力及独立解决问题的能力。
其次，通过计算机对实验结果的处理、统计以及对实验结果进行分析讨论，书写规范的实验报告，使学生初步掌握撰写科技论文的基本方法。
三、实验项目名称和学时分配四、实验内容、要求和所用设备实验一用显微镜观察四种基本组织一、目的要求联系机能了解被覆上皮组织的结构特点及分布；观察并了解结缔组织的共同特征，并联系机能了解结缔组织的结构特点及分布；比较观察平滑肌、骨骼肌和心肌三种肌纤维的结构特点；观察神经元的结构特点及尼氏体的形态与分布；观察有髓神经纤维的的形态结构；识别并比较观察各种血细胞与血小板的形态特征。
《动物生理学实验》课件
实验展望与未来发展方向
新技术应用
未来可以将更多新技术引入动物 生理学实验，如虚拟现实技术、 人工智能等，提高实验的智能化
和自动化水平。
实验内容拓展
可以进一步拓展实验内容，研究 动物生理系统的更多细节，更深
入地揭示动物生理机制。
加强跨学科合作
可以加强与其他相关学科的合作 ，如生物化学材料科学等，开展
跨学科的综合性研究。
THANK YOU
感谢聆听
100%
实验图像
拍摄或记录实验过程中的图像或 视频，以便后续分析。
80%
实验表格
整理实验数据，制作清晰明了的 表格，方便查看和对比。
实验结果分析方法
统计分析
运用统计学方法对实验数据进 行处理和分析，如计算平均值 、标准差、相关性分析等。
图表制作
将实验数据以图表形式呈现， 如折线图、柱状图、饼图等， 直观展示数据变化趋势。
手术器械的使用
根据手术需要选择合适的器械，遵循无菌操作原 则，确保手术顺利进行。
实验仪器保养维护
生理信号放大器的保养
定期清洁电路板和外壳，保持干燥，避免潮 湿。
注射器的保养
每次使用后清洗干净，干燥保存，避免锈蚀 。
刺激器的保养
定期检查电极和线路是否完好，避免破损或 老化。
手术器械的保养
每次使用后清洗干净，消毒灭菌，妥善保管 ，避免损坏。
伦理考虑
确保实验动物的福利，遵循伦 理原则，避免不必要的痛苦和 伤害。
法律限制
遵守相关法律法规，确保实验 动物来源合法。
实验动物饲养管理
01 饲养环境 提供适宜的温湿度、光照、通风等环境条件，确保动 物健康。
02 饲料与饮水 提供营养均衡的饲料和清洁饮用水，保持动物良好的 营养状况。
动物生理学实验
直至心房、心室搏动停止。
3.蛙心正常起搏点在静脉窦，潜在起搏点在心房。
回答问题：
1.正常蛙心起搏点是什么？传导顺序如何？
静脉窦，由静脉窦发出，沿心房传至房室结，再由房室结经房室束传至心室肌
肉。
2.结扎后静脉窦、心房、心室的搏动次数是多少？
2.实验前2～3 h将兔喂饱，实验结果较好。
[思考题]
1.胃肠上滴加乙酰胆碱或肾上腺素，胃肠
运动有何变化？为什么？
增强，抑制
2.正常情况下胃、小肠有哪些运动形式？
紧张性收缩、蠕动、分节运动及摆动
实验九 小肠吸收和渗透压的关系
[实验原理] 肠内容物的渗透压为制约肠吸收的重要因素。同种溶液在
一定浓度范围内，浓度愈大，吸收愈慢；浓度过高时，反而会出现反渗
低渗溶液中越不容易发生溶血，即红细胞渗透脆性越小。
凡上层溶液开始微呈淡红色，而极大部分红细胞下沉，称开始溶血或最小
抗力（红细胞的最小抵抗力）。
凡液体呈均匀红色，管底无红细胞下沉，则称完全溶血或最大抗力（红细
胞的最大抵抗力）
[注意事项]
1.小试管要干燥，加血的量要一致，只加一滴。
2.混匀时，轻轻倾倒1～2次，减少机械震动，避免人为溶血。
2.消毒部位自然风干后再采血，血液容易聚集成滴，便于取血。取血不宜过少，以免影响观察。
3.采血后要迅速与标准血清混匀，以防血液凝固。
4.在进行交叉配血实验时，一定要防止将主侧配血和次侧配血搞混了。
实验五 蛙心起搏点的观察
实验步骤：先结扎静脉窦与心房之间，然后在心房与心室之间结扎
[注意事项]
1.结扎前要认真识别心脏各部分的界线。
动物生理学实验指导(生院)
动物生理学实验指导张素华编动物科技学院生理实验室第一部分实验总论第一节绪论一、实验目标与要求通过实验使学生初步掌握生理学实验的一些基本操作技能，学会检查人体功能活动的一些测试方法，验证和巩固某些基本理论知识，培养认真、负责、严谨求实的态度和团结协作的良好作风，增强对事物进行观察、比较、分析和综合的能力。
为此要求：1.实验前应仔细阅读实验指导，了解本次实验的目标、原理、步骤等，并复习有关理论知识。
2.实验时要按照实验指导及教师的指示进行操作和观察，客观、及时地记录实验现象或结果，并联系讲授内容进行思考。
3.实验后须及时整理实验记录，分析实验结果，按照规定格式书写实验报告，按时交负责教师评阅。
二、实验报告书写要求因实验内容不同，可以填表、叙述等形式写出报告。
书写要整洁，文字应简练、通顺。
首先注明班级、组别、姓名、实验日期，写出实验题目、实验目标等项目，然后着重书写实验结果以及分析和讨论。
并要求：1.实验结果必须凭自己观察，随时记录，如实填写。
有曲线记录的，经必要注明后，剪贴在实验报告上。
2.分析和结论实验结果的分析，是根据学过的理论知识对结果进行解释。
如果出现非预期的结果时，应分析其可能的原因。
实验结论，是从实验结果中归纳出概括性的判断，即本次实验所验证的理论概要。
三、生理实验室规则1.须携带实验指导、记录本等文具准时进实验室，并穿戴实验衣帽。
2.遵守学习纪律，保持实验室安静；严肃、认真、安全地进行实验，不做与本实验无关的事情。
3.实验室的一切物品，未经教师许可，不得擅自取用或带出。
4.各组应用的实验器材、物品，在使用前应查点清楚，不得随意与别组调换；如遇机件不灵或损坏时，应报告教师，以便及时修理或更换。
5.节约水电及一切消耗性物品，爱护仪器和用具。
损坏物品应赔偿。
6.保持实验室整洁。
公共器材和药品用毕后立即归还原处，动物尸体和废弃物应放到指定地点。
7.实验完毕，应将实验器材、用品和实验台收拾干净，查点清楚，放还原处。
《第二部分动物生理学》实验指导书.docx
动物生理学实验指导书实验一基本生理实验操作——蛙坐骨神经-腓肠肌标本制备（2学时）［实验目的］学习生理学实验基本的组织分离技术；学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法；了解刺激的种类。
［实验原理］蛙类的一些基木生命活动和生理功能与恒温动物相似，若将蛙的神经-肌肉标木放在任氏液中，其兴奋性在几个小时内可保持不变。
若给神经或肌肉一次适宜刺激，可在神经和肌肉上产生一个动作电位，肉眼可看到肌肉收缩和舒张-•次，表明神经和肌肉产牛了-•次兴奋。
在牛理学实验屮常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋、兴奋性；刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等，制备坐骨神经腓肠肌标木是生理学实验的一项基木操作技术。
［实验对象］蟾赊或蛙［实验药品］任氏液、食盐、1% H2SO4滤纸［仪器与器械］普通剪刀、手术剪、眼科蹑（或尖头无齿银）、金属探针（解剖针）、玻璃分针、蛙板（或玻璃板）、蛙钉、细线、培养皿、滴管、锌铜弓（或电了刺激器）、酒精灯。
［实验方法与步骤］（一）标木制备1.破坏脑脊髓：左手持蛙，用食指下压吻端，拇指按压背部，使蛙头前俯；右手食指沿两鼓膜」［沖向后触摸，触及一凹陷处，即枕骨大孔。
用蛙针由凹陷处乖直刺入枕骨大孔，再向前伸入颅腔，捣毁脑；向后插入椎管，捣毁脊髓。
或把铁剪刀插入口裂，沿两眼后缘剪去头，再以蛙针捣毁脊髓。
待蛙四肢肌肉紧张性完全消失，即表示脑和脊髓己破坏完全。
2.剪除躯干上部及内脏：在腋部用铁剪刀剪断脊柱，将头、前肢和内脏一并弃去，仅保存一段脊柱和后肢。
脊柱的两旁可见坐骨神经从。
3.剥皮：先剪去肛门周I韦I皮肤，然后用左手捏住脊柱断端，右手捏住断端边缘皮肤，向下剥掉全部后肢皮肤。
标本放入盛有林格液的小烧杯中，将手及用过的器械、蛙板洗净，以免皮肤分泌物污染神经-肌肉标本。
若标本系电生理实验用则禁止撕皮，需用剪刀剪断皮F 结缔纟R织来分离皮肤。
4.分离标本为两部分：沿脊柱正中线将标本均匀地分成左右两半，分别作进一步剥制。
生理学实验指导copy
膝反射：受试者取坐位，双小腿自然下垂悬空。检查者 以右手持叩诊槌，轻叩膝盖下股四头肌肌腱。正常反应 为小腿伸直动作（图3-30左）。
实验原理： 视神经自视网膜穿出的部位缺乏感光细 胞，外来的光线成像于此处不能引起视 觉。因此，将视神经穿出视网膜的部位 称作盲点。我们可以根据物体成像的规 律，从盲点的投射区域，推算出盲点所 在的位置和范围。
实验对象： 人
实验器材和用品： 白纸，铅笔，小黑色目标物，尺，遮眼 板。
实验步骤和观察项目：
1.证明盲点的存在：
在黑板上贴一张50×20 cm的白纸，在白纸的 左侧面画一个小而显眼的黑色“+”字，距“+” 字右侧25 cm处画一个直径5 cm的黑色圆形色 标。受试者站在距白纸2m处，遮住左眼，用 右眼注视正前方白纸上的“+”字，此时白纸右 侧的圆形色标清楚可见。令受试者向白纸缓慢 前行，在前进中圆形色标突然从受试者视野中 消失，若继续缓慢前行，圆形色标又会在受试 者视野中重新出现。这样可证明盲点的存在。
40℃ 温水 刺激 心室
40℃ 温水 刺激 静脉 窦
冰水 刺激 心房
冰水 刺激 心室
冰水 刺激 静脉 窦
斯氏 第一结扎
斯氏 第二 结扎
心室 搏动 频率
静脉 窦搏 动频 率
2. 蛙坐骨神经一腓肠肌标本的制备
见动物生物学实验指导-蛙的系列实验
3.蛙脊髓反射及反射弧分析
蛙的处理：只毁脑，不毁脊髓。 见动物生物学实验指导-蛙的系列实验。
动物生理学实验指导书
动物生理学实验指导书生理学实验指导目录实验一神经生理实验1.1 蛙坐骨神经腓肠肌标本制备1.2 神经干动作电位引导 1.3 神经传导速度的测定实验二血液生理实验2.1 红细胞计数 2.2 红细胞渗透脆性试验实验三循环生理实验之蛙心起搏点及心肌特性3.1 蛙心起搏点 3.2 心肌特性实验四循环生理实验之蛙心灌流 4.1 蛙心灌流实验五循环生理实验之动脉血压的直接测定及其影响因素5.1 动脉血压的直接测定及其影响因素实验六消化生理实验7.1 胃肠运动的直接观察 7.2 小肠吸收和渗透压的关系 7.3 离体肠段运动描记实验七泌尿生理实验8.1 尿的分泌及其影响与调节实验八泌尿、循环、呼吸生理综合实验（综合计划 07级）实验九肌肉生理实验9.1 阈刺激、阈上刺激与最大刺激 9.2 肌肉的单收缩9.3 肌肉的强直收缩和收缩总和实验一神经生理实验年月日星期1.1 蛙坐骨神经腓肠肌标本制备目的和原理：蛙类的一些基本生命活动和生理功能与温血动物相似，它的离体组织所需要的生活条件又比较简单，易于控制和掌握，因此在实验中常用蟾蜍或蛙坐骨神经腓肠肌标本来研究神经肌肉的一般生理，如：神经干动作电位引导、神经传导速度测定、肌肉收缩的机能等。
实验对象：蟾蜍或蛙实验器材和药品：中式剪子，眼科剪，眼科镊，蛙板，玻璃分针（玻璃勾），探针，锌铜弓，培养皿，大头针，棉花，线，任氏液，纱布等。
实验方法：1、破坏脑脊髓取一只蟾蜍或蛙，用自来水冲洗干净。
保定好，用探针从枕骨大孔垂直刺入，然后向前刺入颅腔，左右搅动捣毁脑组织，再向后刺入脊椎管捣毁脊髓。
此时蟾蜍四肢松软，呼吸消失，表示脑脊髓破坏完全。
2、剪除躯干上部及内脏，提起蟾蜍的背部，在骶髂关节水平以上0.5-1.0厘米处剪断脊柱（见图），用左手捏住蟾蜍骶髂关节以下的脊柱，使蟾蜍头与内脏自然下垂，右手持中式剪刀，沿脊柱两侧剪除皮肤肌肉和一切内脏（注意勿损伤坐骨神经），仅留骶尾联合以下的后肢、骶骨、脊柱及由它发出的坐骨神经。
水产动物生理学实验指导
⽔产动物⽣理学实验指导⽔产动物⽣理学实验指导⽬录第⼀部分⽔产动物⽣理学实验概述⼀、⽔产动物⽣理学实验的⽬的、任务与要求⼆、⽔产动物⽣理学实验报告的写作第⼆部分基本⽣理实验操作第⼀节组织、器官的机能实验实验1 ⽣理学常⽤仪器使⽤⽅法介绍实验2 坐⾻神经—腓肠肌标本的制备实验3 刺激强度对⾻骼肌收缩的影响实验4 刺激频率对⾻骼肌收缩的影响实验5 蛙⼼起博点实验6 期前收缩与代偿间歇实验7 蛙⼼灌流实验8 鱼类⼼脏灌流实验9 离体⼩肠平滑肌的⽣理特性实验10 反射中枢活动的某些基本特征及反射弧分析第⼆节⾎液组成成分及其性质的分析、⾎清中部分物质含量的测定实验11 红细胞与⽩细胞计数实验12 ⾎红蛋⽩含量测定实验13 ⾎涂⽚制作与⽩细胞分类计数实验14 红细胞沉降率的测定实验15 红细胞⽐容的测定实验16 红细胞渗透脆性的测定—浓度梯度法实验17 蛋⽩质含量的测定I—双缩脲法实验18 ⾎清γ—球蛋⽩的分析测定—盐析法实验19 ⾎清⽩蛋⽩和球蛋⽩的分析测定—盐析法实验20 醋酸纤维素薄膜电泳分离⾎清蛋⽩实验21 聚丙烯酰胺凝胶盘状电泳分离⾎清蛋⽩实验22 糖含量的测定II—邻甲苯胺法实验23 总脂的测定—⾹草醛法实验24 胆固醇的测定—邻苯⼆甲醛法实验25 ⾎清尿素氮的测定第三节酶活⼒的分析测定实验26 过氧化氢酶活⼒的测定实验27 酸性磷酸酶活⼒的测定实验28 硷性磷酸酶活⼒的测定实验29 ⾕丙转氨酶（GPT）活⼒的测定实验30 蛋⽩酶活⼒的测定实验31 淀粉酶活⼒的测定实验32 脂肪酶活⼒的测定第四节营养、消化、吸收与代谢机能实验实验33 耗氧率的测定实验34 氨氮排泄率的测定第三部分研究设计型实验第⼀节疾病对⽔产动物机能影响的研究实验参考选题1、中国对虾（或南美⽩对虾）红腿病的发病机制的分析研究2、中国对虾⿊鳃病⼏项⽣理、⽣化、免疫指标变化的分析研究3、鲤肠炎病⼏项⽣理、⽣化、免疫指标变化的分析研究4、草鱼出⾎病⼏项⽣理，⽣化，免疫指标变化的分析研究5、寡糖类免疫增效剂对提⾼中国对虾抗病⼒的影响及其作⽤机制6、微⽣态制剂对提⾼鲤抗病能⼒的影响及其作⽤机制7、抗⽣素对鲤免疫机能影响及其作⽤机制第⼆节环境因⼦对⽔产动物机能影响的研究实验参考选题1、温度对鲤（或⽛鲆）⽣长、消化、代谢、消化酶活⼒及免疫⼒的影响2、低温条件下鲤、鲫、鲢、鳙抗寒⼒的⽐较研究3、氨氮、硝态氮、亚硝态氮对鲤抗病⼒影响的研究4、农药对南美⽩对虾⼏项⽣理、⽣化、免疫指标的影响5、⽔质净化剂对提⾼中国对虾免疫⼒的影响及其作⽤机制第三节营养和⾮营养因素对⽔产动物⽣长和物质利⽤影响的研究实验参考选题1、饥饿对美国红鱼的消化、代谢机能的影响2、不同脂肪源对⽛鲆⽣长和代谢的影响3、美国红鱼的营养需求量的研究4、微⽣态制剂饲料添加剂对促进鲤⽣长的影响及其作⽤机制附录常⽤试剂配制第⼀部分⽔产动物⽣理学实验概述⼀、⽔产动物⽣理学实验的⽬的、任务与要求（⼀）⽣理实验课的⽬的和任务⽔产动物⽣理学实验是⽔产动物⽣理学的配套课程，也是⽔产养殖专业的专业基础课，更是主要实践环节之⼀。
动物生理学实验指导实验报告
动物生理学实验指导实验报告实验报告：动物生理学实验指导一、实验目的：1.了解动物生理学实验室常用的实验方法和技术。
2.学习动物生理学实验设计的基本原理和步骤。
3.培养动物实验技术操作能力和实验数据分析处理能力。
二、实验原理：实验设计的步骤有如下三个方面：1.确定实验目标：根据实验目的及具体需求，选择合适的动物对象和实验方法。
2.编制实验方案：包括实验流程、动物选择、观察时间和实验操作方法等。
3.建立实验组和对照组：为了验证实验结果的有效性，常常需要建立对照组来进行数据对比和分析。
三、实验步骤：1.动物选择：根据实验目的，选择合适的动物对象，如小鼠、大鼠、兔子等。
2.动物标本采集：选择合适的动物标本以及标本处理方法。
3.实验方案编制：根据确定的实验目标和动物选择，编制实验方案，包括实验流程、观察时间和实验操作方法等。
4.动物实验操作：根据实验方案，进行实验操作，包括给药、观测和记录等。
5.数据处理与分析：对实验获得的数据进行整理和分析，验证实验结果的可靠性。
6.实验记录和总结：将实验操作的过程和结果进行记录和总结，为后续的实验提供参考依据。
7.实验报告：根据实验记录和总结，编写实验报告，包括实验的目的、原理、步骤、结果和结论等。
四、实验数据与结果：实验数据是实验结果得出的基础，对于实验结果的分析和解释具有重要意义。
通过对实验数据的分析和对比，我们可以得出结论是否支持实验目标。
五、实验结论：实验结论是对实验结果和数据的总结和归纳。
实验结论应该明确、准确、简练，能够回答实验目的所提问题，并对实验结果进行合理解释和分析。
六、实验优化与改进：七、实验安全：八、实验意义与应用：动物生理学实验具有广泛的应用前景和科学意义。
可以通过动物实验来研究动物体内的生理过程和机制，从而为人们提供丰富的科学依据和理论支持。
同时，动物实验还可以应用于药物研发、基因工程等领域，为人类的健康事业做出贡献。
十、致谢：感谢指导老师的悉心指导和同学们的帮助，使得本次实验圆满完成。
人体及动物生理学实验指导
人体及动物生理学 实验指导支立峰 徐平 编著2007 年 3 月实验一动物生理学实验常用仪器和基本技术1.1 动物生理实验常用手术器械1.1.1 常用手术器械的使用方法动物生理学实验常用手术器械与医学外科手术器械大致相同，但也有一些专用器械。
现仅介绍常规的手术器械。
1、手术刀手术刀主要用来切开皮肤和脏器。
手术刀片有圆刃、尖刃和弯刃三种。
刀柄也分多种，最常用的是4号刀柄和7号刀柄（图3.1-1）。
可根据手术部位、性质的需要自由拆装和更换变钝或损坏的手术刀片（图3.1-2）。
持刀的方式有4种(图3.1-3)，其中“执弓式”是一种常用的的持刀方式。
其动作范围广泛而灵活，用于腹部、颈部或股部的皮肤切口。
2、手术剪和粗剪刀手术剪分钝头剪、尖头剪。
其尖端有直、弯之分。
主要用于剪皮肤、肌肉等软组织。
也可用来分离组织，即利用剪刀尖插入组织间隙，分离无大血管的结缔组织。
另外，还有一种小型的眼科剪，主要用于剪血管和神经等软组织。
一般说来，深部操作宜用弯剪，不致误伤。
剪线大多为钝头直剪，剪毛用钝头、尖端上翘的。
正确执剪姿势是用拇指与无名指持剪，食指置于手术剪的上方（图3.1-4）。
粗剪刀，为普通的剪刀。
在蛙类的实验中，常用来剪蛙的脊柱、骨和皮肤等粗硬组织。
3、手术镊手术镊种类很多，名称也不统一，常用的有无齿镊和有齿镊两种,用于夹住或提起组织，以便剥离、剪断或缝合。
有齿镊用于提起皮肤、皮下组织、筋膜、肌腱等较坚韧的组织，使其不易滑脱。
但有齿镊不能用以夹持重要器官，以免造成损伤。
无齿镊用于夹持神经、血管、肠壁或其他脏器,较脆弱组织，而不致使之受损伤。
正确执镊方法如图3.1-5，用力适当地把持着。
4、血管钳血管钳又称止血钳，有直、弯、带齿和蚊式钳等数种。
主要用于夹血管或止血点，以达止血的目的。
也用于分离组织、牵引缝线，把持或拔缝针等。
正确持钳和持剪方法相同（图3.1-6）。
开放血管钳的方法是利用右手已套入血管钳的拇指与无名指相对挤压，继而两指向相反的方向旋开，放开血管钳(图3.1-7)。
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生理学实验指导目录实验一神经生理实验1.1 蛙坐骨神经腓肠肌标本制备1.2 神经干动作电位引导 1.3 神经传导速度的测定实验二血液生理实验2.1 红细胞计数 2.2 红细胞渗透脆性试验实验三循环生理实验之蛙心起搏点及心肌特性3.1 蛙心起搏点3.2 心肌特性实验四循环生理实验之蛙心灌流4.1 蛙心灌流实验五循环生理实验之动脉血压的直接测定及其影响因素5.1 动脉血压的直接测定及其影响因素实验六消化生理实验7.1 胃肠运动的直接观察7.2 小肠吸收和渗透压的关系7.3 离体肠段运动描记实验七泌尿生理实验8.1 尿的分泌及其影响与调节实验八泌尿、循环、呼吸生理综合实验（综合计划 07级）实验九肌肉生理实验9.1 阈刺激、阈上刺激与最大刺激9.2 肌肉的单收缩9.3 肌肉的强直收缩和收缩总和实验一神经生理实验年月日星期1.1 蛙坐骨神经腓肠肌标本制备目的和原理：蛙类的一些基本生命活动和生理功能与温血动物相似，它的离体组织所需要的生活条件又比较简单，易于控制和掌握，因此在实验中常用蟾蜍或蛙坐骨神经腓肠肌标本来研究神经肌肉的一般生理，如：神经干动作电位引导、神经传导速度测定、肌肉收缩的机能等。
实验对象：蟾蜍或蛙实验器材和药品：中式剪子，眼科剪，眼科镊，蛙板，玻璃分针（玻璃勾），探针，锌铜弓，培养皿，大头针，棉花，线，任氏液，纱布等。
实验方法：1、破坏脑脊髓取一只蟾蜍或蛙，用自来水冲洗干净。
保定好，用探针从枕骨大孔垂直刺入，然后向前刺入颅腔，左右搅动捣毁脑组织，再向后刺入脊椎管捣毁脊髓。
此时蟾蜍四肢松软，呼吸消失，表示脑脊髓破坏完全。
2、剪除躯干上部及内脏，提起蟾蜍的背部，在骶髂关节水平以上0.5-1.0厘米处剪断脊柱（见图），用左手捏住蟾蜍骶髂关节以下的脊柱，使蟾蜍头与内脏自然下垂，右手持中式剪刀，沿脊柱两侧剪除皮肤肌肉和一切内脏（注意勿损伤坐骨神经），仅留骶尾联合以下的后肢、骶骨、脊柱及由它发出的坐骨神经。
3、剥皮剪去泄殖腔外口的皮肤后，用镊子夹住脊柱断端的皮肤边缘，剥掉躯干及后肢的全部皮肤，然后将已剥掉皮肤的后肢，背位放在预先用任氏液浸湿过的清洁蛙板伤。
4、分离两腿用玻璃分针分离和挑起坐骨神经丛，剪断神经下的骶骨及骨盆联合前缘的软组织，留下一块椎骨。
沿脊髓正中线剪开脊椎，将剪开的脊椎骨连同神经分别放在左右大腿的肌肉上，此时须注意不得伤及两侧坐骨神经，最后在骨盆联合部猛然剪开两腿，将两条腿浸于盛有任氏液的培养皿中。
5、分离坐骨神经取一只腿，背面向上放在蛙板上，用玻璃分针沿股二头肌及半膜肌所形成的肌沟，剥离肌膜，露出位于肌沟深处的坐骨神经，，然后沿神经走向仔细分离坐骨神经。
6、完成坐骨神经小腿标本在膝关节上方将股骨周围所有的大腿肌肉完全分离，从膝关节附近剪掉肌肉，露出股骨后，在膝关节以上1厘米处剪断股骨，即成为坐骨神经小腿标本。
7、完成坐骨神经腓肠肌标本在跟腱下穿线结扎，贴股面剪下跟腱，使腓肠肌与周围组织脱离。
在膝关节下将其他组织完全剪断，即成为有一段股骨的坐骨神经腓肠肌标本（见图）。
8、用锌铜弓检查标本用经任氏液润湿的锌铜弓迅速接触坐骨神经，如果腓肠肌发生明显而灵敏的收缩，则表示标本的兴奋性良好，即可将标本放在盛有任氏液的培养皿中，已备实验之用。
注意事项：1、在剥离标本时，不能用金属器械触碰神经干。
2、分离时，一定要把神经周围的结缔组织剥离干净。
3、不能使皮肤分泌物和血液等玷污神经和肌肉，也不能用水冲洗，以免影响组织的兴奋性，要随时用任氏液湿润神经和肌肉，防止干燥。
4、从第4步起每步均用锌铜弓检察标本的兴奋性，如兴奋性太低或丧失，表明神经的结构或机能受到损伤，则应放弃此标本，重新制作。
实验结果分析：1、任氏液的生理作用是什么？2、为什么不能用金属物品触碰神经干？1.2 神经干动作电位引导目的和原理：了解双相和单相动作电位的形成和波形，并熟悉PcLab生物信号采集处理系统的使用方法。
双相动作电位：将两个记录电极置于神经干的正常部位时，描记出的曲线是双相的，叫做双相动作电位；若将一记录电极置于正常部位，另一电极置于损伤处，则记录出的曲线是单相的，叫做单相动作电位：伪迹：刺激电流沿神经干表面的电解质液传导到记录电极下而被引导、放大出来的电信号，几乎与刺激信号同时出现。
实验对象：蟾蜍或蛙实验器材和药品：示波器，前置放大器，电子刺激器，神经屏蔽盒，蛙类手术器械，滤纸片，棉球，任氏液。
实验方法：1、制备蟾蜍或蛙坐骨神经标本与制备坐骨神经腓肠肌标本方法相同，只是将坐骨神经分离至趾部，然后两端结扎，将坐骨神经从机体上完全分离，不带任何组织。
2、连接PcLab生物信号采集处理系统刺激器使各仪器同步。
3、将标本放入湿润的屏蔽盒中，调节各仪器的参数至屏幕上明显地显示出伪迹和双相动作电位的波形。
注意事项：1、神经的两端不可碰在屏蔽盒壁上，也不要把神经两端折叠在电极上，以免影响动作电位的大小及波形。
2、刺激的强度要由弱到强，逐步增加至适宜强度，以免过强刺激伤害神经标本。
3、检查刺激电极与引导电极之间接地是否良好，并采用各种方法减少伪迹。
4、在操作过程中要防止神经标本因蒸发而干燥。
实验结果分析：实验中，在一定范围内，神经干动作电位的幅度随刺激强度的改变而改变，这是否与单根神经纤维动作电位的“全或无”定律相矛盾？为什么？实验二血液生理实验年月日星期2.1 红细胞计数目的和原理：了解红细胞计数的原理并掌握其计数的方法；用特制的计算红细胞的吸管，吸取一定量的血液，用稀释液将血液稀释100或200倍，然后将稀释后的血液置于记数室中，在显微镜下记数一定容积的稀释血中的红细胞数，再将结果换算成每升血液内的红细胞数。
实验对象动物血液实验器材和药品显微镜，采血针，酒精棉球，95%酒精，75%酒精，生理盐水，蒸馏水，血球计（红细胞稀释吸管，记数板），手摇计数器，盖玻片，栽玻片，乙醚，1%的氨水。
实验方法1、洗记数板和红细胞血管：吸血管中血迹先用自来水冲洗，再用蒸馏水清洗三遍，然后用95%酒精洗两次以除去管内的水分，最后，吸入乙醚1-2次，以除去酒精。
每次排除管内洗涤液时不可用嘴吹，以免吹入水气，可将橡皮管折叠积压数次，便可驱尽。
计数板只能用自来水和蒸馏水相继冲洗，然后用擦镜纸轻拭，切不可用酒精和乙醚洗涤。
2、了解血球计的构造血球计由计数板和红细胞稀释吸管组成，计数板为长方形玻璃板，中间有四条平行槽沟，在中间两条槽沟之间，有一条横槽沟，使其构成长方形的平台。
平台比整个玻璃板的平面低0.1mm，所以当搁上一块玻璃片后，平台与盖玻片之间距离（高度）为0.1mm。
两平台中心部分各有一计数室（见图），为每边3mm长的方格，并划分为9个大方格，每个大方格的面积为1平方毫米，体积为0.1立方毫米。
四角的大方格又各分为16个中方格，使用于白细胞计数。
中央的一个大方格则由双线划分为25个中方格，每个中方格面积为0.04平方毫米，体积为0.004立方毫米，每个中方格又分为16个小方格，适用于红细胞计数（有的计数室划分为16个中方格，每个中方格也划分为16个小方格，但其小方格的面积均相同）。
红细胞稀释细管如图所示，其上有刻度0.5、1.0、101。
3、将血液样品混匀用红细胞稀释吸管精确吸血至刻度0.5处，然后立即吸取稀释液（生理盐水）至刻度101处，然后用手指按住吸血管的上下端，轻轻摇动，使血液与稀释液充分混合均匀，此时稀释倍数为200倍；如果吸血管是超过刻度0.5，可进而吸至1.0处，然后再吸入稀释液至101处，摇匀备用，此时稀释倍数为100倍。
4、计数调整好显微镜，要注意显微镜的载物台应绝对水平，以免红细胞向一边集中，光线不可太强，可调节显微镜的虹彩和集光器。
计数时，选用四角及中间的5个中方格（共80个小方格），数出其中所有的红细胞数，计数顺序如图所示。
对压线的红细胞，计数时按数上不数下，数左不数右的原则计数，计数出80个小方格中红细胞的数量。
计算 n（一个小方格中的红细胞数、个）=5个中方格的红细胞数/80v（立方毫米）=1/20（长）*1/20（宽）*1/10高k=稀释倍数N（红细胞数、个/mm3=n/v*k然后将结果换算成个/L注意事项：1、吸血时不应将气泡吸入。
2、中方格之间红细胞数相差超过15个时，表示红细胞分布很不均匀，应重做。
3、吸血管、盖玻片及计数板等用过后，必须立即洗涤干净。
2.2 红细胞渗透脆性试验目的和原理：测定正常动物的红细胞脆性。
将血液滴入不同浓度的低渗盐溶液中，可以检查红细胞膜对低渗透压的抵抗力有多大。
开始出现溶血现象的低渗盐溶液浓度，为该血液红细胞的最小抵抗。
开始全部溶血的低渗盐溶液浓度，为红细胞的最大抵抗。
对低渗盐溶液的抵抗力小表示红细胞的渗透脆性高，反之表示脆性低。
前者代表红细胞的最大脆性，后者代表红细胞的最小脆性。
实验对象：动物血液实验器材和药品：试管架，试管，滴管，吸管，1%NaCl溶液，蒸馏水。
实验方法：1、制备各种低渗盐溶液取试管10个，作好编号，按顺序排列在试管架上。
参照下表所示剂量向各试管中加入1%NaCl溶液，然后再加蒸馏水，制备成各种低渗盐溶液。
2、将血液样品混匀用吸管吸取血液向十个试管中分别滴加一滴，充分混合，然后在室温下静置1小时，观察实验结果。
3、判定标准A、一小时后试管内液体变成完全透明，说明红细胞完全溶血。
引起红细胞刚好全部溶血时的盐溶液的浓度，即为最大抵抗力。
B、试管内上层为透明红色液体，下层为浑浊红色，表明部分红细胞发生溶血，刚好引起部分红细胞发生溶血的盐溶液浓度，即为红细胞的最小抵抗力。
实验记录：实验结果分析：1、何谓红细胞的渗透脆性？2、红细胞抵抗力与红细胞的脆性有何关系？实验三循环生理实验之蛙心起搏点及心肌特性年月日星期3.1蛙心起搏点目的和原理：观察蛙心脏各部分活动的先后顺序和频率，来分析心脏活动规律及其产生原理，心脏的特殊传导系统具有自动节律性，但各部分自律性的高低是不一致的。
在哺乳动物以窦房结（两栖类叫静脉窦）的自律性最高，正常的心脏搏动每次都由窦房结发出冲动，沿传导组织引起心房、心室收缩。
所以窦房结又称为哺乳动物的心脏起搏点。
蛙等两栖类动物的起搏点是静脉窦。
它收缩的先后顺序为静脉窦、心房、心室、动脉球。
实验对象：蟾蜍或蛙实验器材和药品：蛙板，探针，玻璃分针，中式小剪，眼科剪，镊子，蛙心夹，大头针，线，滴管，任氏液。
实验方法：1、取一只蟾蜍，用探针破坏脑和脊髓，仰卧固定在蛙板上。
用镊子提起腹部中央的皮肤，先剪一小口，然后将剪刀由切口伸入皮下，向左右两侧肩关节方向剪开皮肤，分离后剪掉，用镊子轻轻提起甲状软骨，在腹肌上剪一小口，将剪刀深入体腔，沿皮肤切口方向剪下一块三角形肌肉，即可看到心包内跳动着的心脏。
小心剪开心包，暴露心脏。
2、首先分清心脏各个部分，然后注意观察静脉窦、心房、心室之间的活动顺序，并记录心搏频率。