动物的给药、麻醉、处死术
小鼠处死方法
小鼠处死方法小鼠是一种常见的实验动物,广泛应用于医学、生物学等领域的实验研究中。
在实验完成后,需要对小鼠进行处死,以终止其生命。
正确的处死方法不仅可以减少小鼠的痛苦,还可以保证实验结果的准确性。
本文将介绍几种常见的小鼠处死方法,供大家参考。
1. 麻醉后处死。
首先,可以选择使用麻醉药物将小鼠进行麻醉,待小鼠完全失去知觉后,再使用适当的方法进行处死。
常见的麻醉药物包括异氟醚、氯仿等,这些药物可以迅速使小鼠陷入麻醉状态,减少其痛苦。
在小鼠完全失去知觉后,可以选择采用颈部脱臼、颈椎切断等方法进行处死。
这种方法可以确保小鼠在没有任何痛苦的情况下结束生命。
2. 窒息处死。
另一种常见的小鼠处死方法是利用二氧化碳或一氧化碳进行窒息。
将小鼠置于密闭的容器中,注入适量的二氧化碳或一氧化碳,待小鼠呼吸困难,最终窒息死亡。
这种方法可以快速、有效地结束小鼠的生命,减少其痛苦。
在使用二氧化碳或一氧化碳进行处死时,需要注意控制浓度和时间,以确保处死的效果和速度。
3. 颈椎切断。
颈椎切断是一种常见的小鼠处死方法,适用于需要获取小鼠脑组织样本的实验。
在进行颈椎切断时,需要将小鼠固定在手术台上,用手术刀迅速切断颈椎,使小鼠立即丧失知觉并死亡。
这种方法需要专业人员操作,以确保操作的准确性和速度,避免小鼠产生痛苦。
4. 麻醉药物注射。
除了麻醉后处死外,也可以选择直接使用麻醉药物进行注射处死小鼠。
将适量的麻醉药物注射到小鼠体内,使其迅速失去知觉并死亡。
这种方法需要注意药物的剂量和注射部位,以确保小鼠在短时间内安全、无痛苦地结束生命。
总之,正确的小鼠处死方法可以减少小鼠的痛苦,保证实验结果的准确性。
在进行处死操作时,需要严格遵守实验室的规定和操作流程,以确保小鼠在最短的时间内安全、无痛苦地结束生命。
希望本文介绍的小鼠处死方法对大家有所帮助,谢谢阅读。
小鼠的基本技能操作
山西医科大学晋祠学院教案No挂牌法是将标有编号的金属制号码牌固定在实验动物的耳部皮肤上,大动物可挂在颈上或笼箱上。
3. 烙印法烙印法是用刺数钳在动物无体毛或明显部位(如耳、面鼻部和四肢等部位)刺上编号,然后用棉签蘸着溶有乙醇的黑墨汁在编号上涂抹。
烙印前,最好对烙印部位预先用75%乙醇消毒,以免造成皮肤局部感染。
五、小鼠的捉拿、给药方法及处死1、捉拿:可采取双手法和单手法两种形式。
双手法:右手提起鼠尾,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后方轻拉,小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤(图1),并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部,固定于手中。
单手法:小白鼠置于笼盖上,先用左手食指与拇指抓住鼠尾,手掌尺侧及小指夹住尾根部,然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
2、给药方法(1)、灌胃(po):小白鼠一般由一人操作,左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤,使动物腹部朝向术者,右手将连接注射器的灌胃针由口角处插入口腔,用灌胃针将动物头部稍向背侧压迫,使口腔与食管成一直线,将灌胃针沿上颚壁轻轻插入食道,小白鼠一般用3 cm。
插管时应注意动物反应,如插入顺利,动物安静,呼吸正常,可注入药物;如动物剧烈挣扎或插入有阻力,应拔出灌胃针重插,如将药物灌入气管,可致动物立即死亡。
常用灌胃量为0.1~0.2 ml/10g。
注意事项1、捉拿固定某一动物之前,要对该动物的习性有一定的了解。
2、捉拿固定动物时须小心谨慎,大胆果断,但切不可粗暴3、捉拿动物过程中要以规范性的方法抓取和固定动物,要避免因动作粗暴而造成动物的损伤。
例如家兔这样的动物,不能采用抓双耳或抓提腹部的错误捉拿方法。
4、抓取大鼠或小鼠尾部时动作要轻,防止拉断鼠尾。
不可提起动物玩耍!提起动物后,应迅速放在粗糙台面上。
5、捉拿动物过程中应防止被动物咬伤,若不慎被动物咬伤、抓伤。
应及时用碘酒、乙醇消毒,随后到有关医疗机构诊治成年动物插管深度一般是:小鼠3cm,大鼠5cm,家兔15cm,犬20 cm。
小鼠的基本实验操作
口角进针,紧贴咽后壁进入消化道 进针2/3后灌生理盐水0.
• 尾-尾植皮法 生殖器与肛门之间距离长,毛发密
头部:开颅取脑。 生殖器与肛门之间距离长,毛发密 KM小鼠2只〔1雌1雄〕
近交系小鼠皮肤移植试验
• 三、步骤 • 1、异体尾-背植皮法 • 〔1〕麻醉 固定 • 〔2〕受体小鼠,背部剪毛
• 5、解剖
•
腹腔:肝脏、胃、肠道、胰腺、脾脏、
肾脏、肾上腺、输尿管、膀胱;卵巢、输卵管、
子宫;睾丸、附睾、输精管。
•
胸腔:肺、心脏。
•
颈部:甲状腺。
兔的一般实验操作
• 1、抓取和固定
• 2、性别鉴定
兔的一般实验操作
• 3、给药 • 〔1〕灌胃 • 〔2〕耳缘静脉注射
• 4、采血
• 〔1〕耳缘静脉采血
小鼠的根本实验操作
小鼠的根本实验操作
一、实验目的 通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方
法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、 编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死。
二、实验动物 KM小鼠4只〔2雌2雄〕
小鼠的根本实验操作
三、操作 口角进针,紧贴咽后壁进入消化道
5cm〕,酒精消毒,去皮〔0. 〔2〕在肾脏下方找到卵巢和子宫角,游离卵巢并摘除 近交系小鼠皮肤移植试验
小鼠卵巢摘除术
• 方法: • 〔1〕雌性小鼠〔已麻醉〕,右侧卧位,以
左腹外侧区〔左肋弓下缘〕为手术区,剪 毛,酒精消毒,沿腹中线平行切开1cm • 〔2〕在肾脏下方找到卵巢和子宫角,游离 卵巢并摘除 • 〔3〕消毒,缝合 • 〔4〕按上述方法摘除右侧卵巢
豚鼠和兔的一般实验操作
豚鼠的一般实验操作
实验动物学报告1
实验名称:小鼠的一般操作实验日期:姓名:学号:专业:一、实验目的和要求掌握小鼠实验的一般操作:动物的抓取和保定,性别鉴定,编号,给药,麻醉,采血,处死,解剖等。
二、实验准备1、动物:昆明小鼠,雌雄各2只2、器械:毛笔,解剖剪,解剖镊,眼科剪,眼科镊,解剖板,灌胃针,注射器,头皮针,干棉球及酒精棉球,20ul采血针。
3、药品:苦味酸,0.9%生理盐水及2%水合氯醛三、实验步骤1、抓取和保定右手将小鼠尾巴提起,置于粗糙的平面上,此时小鼠向前挣扎,用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤,翻转小鼠,其背部置于掌心,小指压住小鼠尾巴2、性别鉴定小鼠抓取后翻转,观察肛门与生殖器之间的距离,距离远者为雄性,近者为雌性。
雄性小鼠睾丸降至阴囊内,生殖器有明显突起;雌性小鼠的肛门至会阴处为无皮毛覆盖的细线。
3、编号用苦味酸(黄色)的酒精饱和溶液逆着小鼠的毛染色(可维持1~2个月)不同的颜色部位代表不同的标号。
一般习惯上的部位顺序为:1左前肢。
2左腹部,3左后肢,4头颈部,5背部,6尾根部,7右腹部9右后肢。
4、给药(1)灌胃左手抓取和固定小鼠,特别是其头颈部,右手持灌胃针,用灌胃针轻轻压其头部,尽量使其口腔和食道成一条直线再将灌胃针沿上腭壁轻轻进入食道,当灌胃针进入约3cm左右时即到达胃内,向胃内注射0.9%生理盐水后轻轻抽出灌胃针,小鼠每次最大灌胃量为0.5ml。
(2)腹腔给药左手抓取和固定小鼠,右手持注射器,从左下腹部腹股沟上约0.5cm,腹中线旁外1cm进针,进针时腹部平面形成45度,进针深度约1cm。
(3)尾静脉注射将小鼠放入固定的小笼内,尾巴滞留在外,消毒尾部,并挤压尾根部用左右拇指和食指控制小鼠尾巴角度。
右手持注射器,使其与尾两侧的静脉平行,从尾下1/4处进针,将注射器外套置于拇指与中指交叉处,保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线。
向充盈的尾静脉刺入3—5mm,食指及中指夹住注射器外套,拇指推注射器,将0.9%生理盐水按一定速度推入。
动物实验技术 动物实验的基本操作
5 4
6
2、家兔:
方法:首先固定家兔,再将扩口器放入口中,置于上,下门齿 之后,将14号导尿管从扩口器中央的小孔通过,沿咽后壁插 入食道。插入后,应检查导尿管是否确实插入食道,可将导尿 管外端的口入一只盛满水的烧杯中,如无气泡产生,表明导尿 管被正确插入胃中,再将导管与注射器相连,注入药液。
Oral feed
第 二 节 实验动物的选择原则
选择什么样的实验动物是医学科学研究工作 中一个重要环节,因为在不适当的动物进行实验, 常可导致实验结果的不可靠,甚至使整个实验徒 劳无功,直接关系到科学研究的成败和质量。
一、查阅文献,加强交流: 通过充分地查阅文献,可了解本领域、本 项目以往使用的实验动物情况及其研究结果, 有利于充分利用前人的研究成果、研究思想, 避免重复研究。 传统应用的实验动物是科技工作者长期以来 实践经验的积累,各个专业、各个课题都有自 己常用的动物品和品系。
Blood Collection From Cardiac Puncture in Mouse
(二)家兔的采血: 1、耳缘静脉采血 2、心脏取血 3、颈动脉
Small blood samples can be collected from a lateral ear vein.
Slide 30.
兔耳缘静脉注射,取血时,可在其耳内面 局部拔毛。
(三)脱毛法:用于手术前动物皮肤局部脱毛。 方法: 首先剪短动物被毛。然后涂脱毛剂,2-3分钟后用温 水清洗干净,最后涂上一层油脂。 脱毛剂的配制: 下列3种方法适用于小鼠,小鼠和家兔。 1、硫化纳3克+肥皂粉1克+淀粉7克+水适量,调成糊状。 2、硫化纳8克+淀粉7克+糖4克+甘油5克+硼砂1克+水 75毫升 3、硫化纳8克+水100毫升
小鼠的基本技能操作
山西医科大学晋祠学院教案No皮肤上,大动物可挂在颈上或笼箱上。
3。
烙印法烙印法是用刺数钳在动物无体毛或明显部位(如耳、面鼻部和四肢等部位)刺上编号,然后用棉签蘸着溶有乙醇的黑墨汁在编号上涂抹.烙印前,最好对烙印部位预先用75%乙醇消毒,以免造成皮肤局部感染。
五、小鼠的捉拿、给药方法及处死1、捉拿:可采取双手法和单手法两种形式.双手法:右手提起鼠尾,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后方轻拉,小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤(图1),并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部,固定于手中.单手法:小白鼠置于笼盖上,先用左手食指与拇指抓住鼠尾,手掌尺侧及小指夹住尾根部,然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
2、给药方法(1)、灌胃(po):小白鼠一般由一人操作,左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤,使动物腹部朝向术者,右手将连接注射器的灌胃针由口角处插入口腔,用灌胃针将动物头部稍向背侧压迫,使口腔与食管成一直线,将灌胃针沿上颚壁轻轻插入食道,小白鼠一般用3 cm。
插管时应注意动物反应,如插入顺利,动物安静,呼吸正常,可注入药物;如动物剧烈挣扎或插入有阻力,应拔出灌胃针重插,如将药物灌入气管,可致动物立即死亡.常用灌胃量为0。
1~0。
2 ml/10g。
注意事项1、捉拿固定某一动物之前,要对该动物的习性有一定的了解.2、捉拿固定动物时须小心谨慎,大胆果断,但切不可粗暴3、捉拿动物过程中要以规范性的方法抓取和固定动物,要避免因动作粗暴而造成动物的损伤。
例如家兔这样的动物,不能采用抓双耳或抓提腹部的错误捉拿方法。
4、抓取大鼠或小鼠尾部时动作要轻,防止拉断鼠尾。
不可提起动物玩耍!提起动物后,应迅速放在粗糙台面上。
5、捉拿动物过程中应防止被动物咬伤,若不慎被动物咬伤、抓伤。
应及时用碘酒、乙醇消毒,随后到有关医疗机构诊治成年动物插管深度一般是:小鼠3cm,大鼠5cm,家兔15cm,犬20 cm。
(2)、皮下注射(ih):皮下注射是将药物注射于皮肤与肌肉之间.实验动物皮下注射一般应由两人操作,熟练者也可一人完成.由助手将动物固定,术者用左手捏起皮肤,形成皮肤皱褶,右手持注射器刺入皱褶皮下,将针头轻轻左右摆动,如摆动容易,表示确已刺入皮下,再轻轻抽吸注射器,确定没有刺入血管后,将药物注入.拔出针头后应轻轻按压针刺部位,以防药液漏出,并可促进药物吸收.。
小鼠的基本技能操作
山西医科大学晋祠学院教案No挂牌法是将标有编号的金属制号码牌固定在实验动物的耳部皮肤上,大动物可挂在颈上或笼箱上。
3. 烙印法烙印法是用刺数钳在动物无体毛或明显部位(如耳、面鼻部和四肢等部位)刺上编号,然后用棉签蘸着溶有乙醇的黑墨汁在编号上涂抹。
烙印前,最好对烙印部位预先用75%乙醇消毒,以免造成皮肤局部感染。
五、小鼠的捉拿、给药方法及处死1、捉拿:可采取双手法和单手法两种形式。
双手法:右手提起鼠尾,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后方轻拉,小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤(图1),并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部,固定于手中。
单手法:小白鼠置于笼盖上,先用左手食指与拇指抓住鼠尾,手掌尺侧及小指夹住尾根部,然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
2、给药方法(1)、灌胃(po):小白鼠一般由一人操作,左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤,使动物腹部朝向术者,右手将连接注射器的灌胃针由口角处插入口腔,用灌胃针将动物头部稍向背侧压迫,使口腔与食管成一直线,将灌胃针沿上颚壁轻轻插入食道,小白鼠一般用3 cm。
插管时应注意动物反应,如插入顺利,动物安静,呼吸正常,可注入药物;如动物剧烈挣扎或插入有阻力,应拔出灌胃针重插,如将药物灌入气管,可致动物立即死亡。
常用灌胃量为0.1~0.2 ml/10g。
注意事项1、捉拿固定某一动物之前,要对该动物的习性有一定的了解。
2、捉拿固定动物时须小心谨慎,大胆果断,但切不可粗暴3、捉拿动物过程中要以规范性的方法抓取和固定动物,要避免因动作粗暴而造成动物的损伤。
例如家兔这样的动物,不能采用抓双耳或抓提腹部的错误捉拿方法。
4、抓取大鼠或小鼠尾部时动作要轻,防止拉断鼠尾。
不可提起动物玩耍!提起动物后,应迅速放在粗糙台面上。
5、捉拿动物过程中应防止被动物咬伤,若不慎被动物咬伤、抓伤。
应及时用碘酒、乙醇消毒,随后到有关医疗机构诊治成年动物插管深度一般是:小鼠3cm,大鼠5cm,家兔15cm,犬20 cm。
常用实验动物各种处死方法
常用实验动物各种处死方法(一)大鼠和小鼠1脊椎脱臼法:右手抓住尾巴将动物放在鼠笼盖或粗糙的表面上向后拉,用左手拇指和食指用力向下按住鼠头,使颈椎脱臼(脊髓与脑髓拉断),动物立即死亡。
2断头法:此法适用于鼠类小动物。
用剪刀在颈部将鼠头剪断,并使颈部对准容器,以免血液四溅。
由于脑脊髓离断且大量出血,动物立即死亡。
3击打法:此法适用于大鼠、家兔等。
抓住动物尾部,提起,用力摔击头部,或用木捶用力捶其后脑部,动物痉挛后即处死。
4急性失血法:常剪断动物的股动脉,放血致死。
如果正在做手术性或解剖性实验,可剪断颈动脉,腹主动脉或剪破心脏放血。
可采用摘眼球法,右手取一眼科弯镊,在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去,并将鼠倒置;头向下,大量失血而致死。
5化学药物致死法:在一密闭容器内,预先放有浸有全身麻醉作用的乙醚或氯仿的棉花,将动物投入容器内,使动物吸入麻醉药而致死。
也可皮下注射士的宁(马钱子碱),注射量为小鼠0.76~2.0mg/kg,大鼠为3.0~3.5mg/kg。
(二)狗、猫、兔、豚鼠1空气栓塞法此法适用于较大动物的处死。
向动物静脉内注射注入一定量的空气使之发生空气栓塞,形成严重的血液循环障碍而死。
兔、猫用此法处死需注入20~40ml空气,犬致死的空气剂量为80~150ml。
一般注如入后动物能很快死亡。
本法的优点是处死方法简单、迅速。
缺点是由于动物死于急性循环衰竭,各脏器淤血十分明显。
2急性失血法先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔,再切断股动脉或腹主动脉,迅速放血。
放血时可用湿纱布擦,或用少量自来水冲洗切口,以保持其畅通,动物在3~5分钟内即可死亡。
采用此法动物十分安静,对脏器无损害,但器官贫血比较明显。
小鼠等小动物可采用颈总动脉大量失血而致死的方法。
犬等大型动物要先麻醉后放血,要使放血的切口保持通畅,一般在股三角区横切约lOcm的切口,切断股动、静脉,便大量失血而死。
3破坏延脑法对家兔可用木捶用力捶其后脑部,损坏延脑,动物痉挛后死亡。
动物实验基本操作技术
手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分, 头、大、小之分,根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪, 和剪断组织者称组织剪, 一般为弯形,尖端较钝圆; 一般为弯形,尖端较钝圆; 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪, 或敷料等用品者称剪线剪, 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是:3cm • 小鼠灌胃量: • 0.1~0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是: 5cm • 大鼠灌胃量: 1~2ml/100g体重
兔灌胃法 器械: • 灌胃管(特制胃管或导尿管) • 开口器(木质纺锤状)
兔灌胃法
操作方法: 1.固定:动物取直立或平卧体位,固定动物头 部。 直立位需2人合作,一人取坐位,将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间,左手紧握双耳固 定头部,右手抓住前肢,将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中,让 动物咬住开口器,即可开始插入灌胃管。
安装: 先用持针器( 安装 : 先用持针器 ( 或直型 止血钳) 夹住刀片, 止血钳 ) 夹住刀片 , 左手握 住刀柄, 住刀柄 , 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙, 准刀柄上的槽隙 , 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式:右手中指、 持弓式:右手中指、无名指
执笔式: 执笔式 : 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织,眼科剪也有直头与弯头之 分,正确的执剪姿势与手术剪相 同,即用拇指与无名指持剪,食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成,可分为大、 由刀片和刀柄组成 , 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤; 切开皮肤; 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织; 切割脏器组织; 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
临床实验动物猪处置流程
临床实验动物猪处置流程下载温馨提示:该文档是我店铺精心编制而成,希望大家下载以后,能够帮助大家解决实际的问题。
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小鼠处死方法
小鼠处死方法小鼠是一种常见的实验动物,常常被用于实验室的科研工作中。
在实验完成后,需要对小鼠进行处死,以结束它们的生命。
正确的处死方法不仅可以减少小鼠的痛苦,还可以保证实验结果的准确性。
下面将介绍几种常见的小鼠处死方法。
1. 麻醉后处死。
将小鼠放入适当的麻醉箱中,使用合适的麻醉药物将其麻醉。
待小鼠完全麻醉后,可以选择以下方式进行处死:颈椎脱位,将小鼠放在坚硬的表面上,用手轻轻按住小鼠的头部,另一只手快速向下拉动小鼠的尾部,使颈椎脱位,达到迅速而无痛的处死效果。
离体心脏穿刺,在小鼠完全麻醉后,可以通过心脏穿刺的方式迅速处死小鼠,这需要专业技能和经验,不适合普通人操作。
2. CO2麻醉后处死。
将小鼠放入装有适量CO2气体的密闭容器中,缓慢增加CO2浓度,直至小鼠完全失去知觉和呼吸。
然后可以选择以下方式进行处死:颈椎脱位,同上述方法。
离体心脏穿刺,同上述方法。
3. 颈椎脱位处死。
如果没有麻醉药物和专业设备,也可以选择直接进行颈椎脱位处死。
将小鼠放在坚硬的表面上,用手轻轻按住小鼠的头部,另一只手快速向下拉动小鼠的尾部,使颈椎脱位。
这种方法需要技巧和经验,否则容易造成小鼠痛苦。
4. 离体心脏穿刺处死。
同样是一种需要专业技能和经验的处死方法,不适合普通人操作。
在小鼠完全麻醉后,可以通过心脏穿刺的方式迅速处死小鼠。
在进行处死操作时,需要注意以下几点:尽量减少小鼠的痛苦,选择合适的处死方法。
需要尽快将小鼠的尸体处理妥善,避免对环境和其他动物造成影响。
处死操作需要在专业人员的指导下进行,确保操作的安全和准确性。
总之,小鼠处死是实验工作中不可或缺的一环,选择合适的处死方法可以减少小鼠的痛苦,保证实验结果的准确性。
在进行处死操作时,需要谨慎选择合适的方法,并在专业人员的指导下进行操作,以确保操作的安全和准确性。
动物实验的基本操作技术实验报告
动物实验的基本操作技术实验报告一、实验目的动物实验是生物医学研究中不可或缺的一部分,通过本次实验,旨在掌握动物实验中常见的基本操作技术,包括动物的抓取、固定、麻醉、给药、采血、处死等,为后续的科研工作打下坚实的基础。
二、实验材料1、实验动物:小白鼠若干只2、实验器材:鼠笼、手套、镊子、注射器、酒精棉球、手术剪、止血钳、麻醉剂等3、实验药品:生理盐水、阿托品等三、实验方法与步骤(一)动物的抓取与固定1、小白鼠的抓取戴上手套,用右手轻轻抓住鼠尾,将其提起,置于鼠笼盖上。
待小白鼠向前爬行时,迅速用左手拇指和食指捏住其两耳及颈部皮肤,将其提起。
2、小白鼠的固定可采用仰卧位固定,将小白鼠仰卧在固定板上,用大头针或橡皮筋穿过其四肢的掌蹠部,固定在板上。
也可采用俯卧位固定,将小白鼠俯卧在固定板上,用大头针或橡皮筋穿过其四肢的掌蹠部,固定在板上。
(二)动物的麻醉1、腹腔注射麻醉抓取固定好小白鼠后,用酒精棉球消毒其腹部皮肤。
以 45 度角将注射器针头刺入小白鼠的腹腔,缓慢注入麻醉剂,注意观察小白鼠的反应,直至其进入麻醉状态。
2、吸入麻醉将小白鼠放入含有麻醉剂的密闭容器中,观察其呼吸和反应,待其麻醉后取出。
(三)动物的给药1、腹腔注射给药按照上述麻醉时的腹腔注射方法,将药物缓慢注入小白鼠的腹腔。
2、灌胃给药用特制的灌胃针,从小白鼠的口角插入,沿咽后壁缓慢插入胃内,注入药物。
(四)动物的采血1、眼眶后静脉丛采血抓取固定好小白鼠,使其头部向上。
用左手拇指和食指抓住其颈部皮肤,使眼球突出。
用毛细吸管从内眦部刺入眼眶后静脉丛,吸取血液。
2、尾尖采血用酒精棉球消毒小白鼠的尾尖。
用手术剪剪去尾尖 2-3mm,让血液自然流出,用吸管吸取。
(五)动物的处死1、颈椎脱臼法抓取固定好小白鼠,用左手拇指和食指捏住其头部,右手拉住鼠尾用力向后上方拉,使颈椎脱位,导致脊髓横断而死亡。
2、过量麻醉法给小白鼠注射过量的麻醉剂,使其呼吸心跳停止而死亡。
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(二)局部麻醉法
局部麻醉是用局部麻醉药阻滞周围神经末梢 或神经干、神经节、神经丛的冲动传到产生局限 性麻醉区。局部麻醉的特点是动物保持清醒状态, 对重要器官功能干扰轻微,麻醉并发症少,是一 种比较安全的麻醉方法。 局麻药按化学结构可分为酯类和酰胺类,酯 类局麻药有可卡因、普鲁卡因、丁卡因和氯普鲁 卡因;酰胺类局麻药有利多卡因、布比卡因、卡 博卡因和地布卡因。
使鼠腹部朝上,鼠头 略低于尾部,在下腹部靠近 腹白线的两侧进行穿刺,针 头到达皮下后,再稍向前进 针,后以45°角刺入腹腔, 保持针尖不动,回抽针栓, 如无回血、肠液和尿液后即 可注射药液。注射量为0.10.2ml/10g体重。
(6)脑内给药
大鼠、小鼠脑内给药常用于将病原体接种于动物脑内, 观察接种后的各种变化。
实验方法:
(一)全身麻醉法
1.吸入法:吸入麻醉是将乙醚、氯仿等挥发性麻醉 剂经呼吸道吸入体内而产生麻醉效果的方法。本法 最适合于大、小鼠的短期操作试验的麻醉。 将大鼠、小鼠或兔放入杯或缸内,将乙醚倒在 棉花上,在室温下乙醚逐渐变成气体挥发,将缸内 动物麻醉,动物倒下后立即取出,此时动物肌肉松 弛,角膜反射迟钝,皮肤痛觉消失。
注意点:注意动物咬伤学生,注意注射器伤人。
实验方法 一、经口给药
(一)口服给药 将药物添加到饲料或饮水中,让动物自由
采食的方法。
(二)灌胃给药
是指借助器械将药物直接灌入动物胃内的方法。注意操作时 不要损伤动物。一次给药量小鼠(20-24)0.5ml,大鼠 (100-199)3ml,豚鼠(250-300)4-6ml,兔(2000-3000)100150ml。
五、实验动物麻醉方法和途径
实验动物的麻醉有局部麻醉和全身麻醉, 其方法有吸入麻醉法、注射麻醉法、口服及灌 胃麻醉法和针刺麻醉法。麻醉方式和麻醉剂的 选用,因实验目的、动物种类、日龄和动物健
康状况不同而异。
实验目的: 通过对动物的麻醉,掌握最常用的吸 入麻醉法和注射麻醉法以及不同种类动物、 不同麻醉药品的使用方法和使用剂量。 实验材料: 动物:小鼠、大鼠、兔或狗 药品:乙醚、戊巴比妥钠、咖啡因 器材:麻醉箱或其它密闭容器如烧杯、棉球
小鼠
大鼠 家兔 猫 猴 犬
0.9
5.0 200 250 300 500
0.1
0.1 0.2 0.2 0.3 0.3
1.5
5.0 10 10 50 100
0.2
0.5 2.0 2.0 3.0 4.0
1
2 5 5 10 -
0.8
4.0 10 10 20 100
注意:一次给予药物的最大容量不可超过表中数值。
浸润麻醉和区域阻滞麻醉:沿手术切口线逐层
注射局部麻醉药或手术区周围部位注射药物,阻滞 神经纤维而达到麻醉作用,前者称为浸润麻醉,后 者称为区域麻醉。适用于犬、猫皮肤撕裂窗缝合, 皮肤疣及皮肤肿瘤的切除、幼犬截尾术和皮肤活组 织的采集等。
脊髓麻醉也叫椎管注射麻醉或脊髓硬膜外麻醉。常
用于剖腹产手术。
(三)麻醉意外的抢救措施 1.针刺 针刺人中穴对抢救家兔效果较好,对犬用每 分钟几百次频率的脉冲电刺激膈神经效果较好。 2.注射强心剂 (1)肾上腺素 可以静脉注射0.1%肾上腺素1ml (0.5-1mg),必要时直接作心脏内注射。但在氟 烷麻醉中禁用。肾上腺素能提高心肌应激性,增 加心肌收缩力,加快心率,增进心肌排血量。 (2)阿托品 为副交感神经阻滞剂,兴奋窦房结及 房室结,使心率加快,也有一定的复跳作用。用 于治疗窦缓、室颤等。
四、涂布给药
大鼠、小鼠常采用浸尾方式经尾皮给药, 从而定性地判定药物或毒物经皮肤的吸收 作用。豚鼠、家兔涂布给药的部位通常为 脊柱两侧的背部皮肤,给药部位需脱毛后 24h方可给药。 五、直肠给药和阴道给药
不同种类实验动物不同给药方法一次给药能耐受的最大容量(ml)
动物名称 灌胃给 药 皮内注射 皮下注射 肌肉注射 腹腔注 射 静脉注射
• 拔毛:兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、 小白鼠作尾静脉注射时,需用拇指、食指 将局部被毛拔去,以利操作。 • 脱毛:脱毛系指用化学药品脱去动物的被 毛,适用于无菌手术野的准备以及观察动 物局部皮肤血液循环和病理变化。
常用脱毛剂的配方: ⑴硫化钠3g、肥皂粉1g,淀粉7g,加水适量调成糊状。 ⑵硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g,加 水75ml。 ⑶硫化钠8g,溶于100ml水中。 以上脱毛剂配方适用于家兔、大白鼠、小白鼠等小动 物的脱毛。 ⑷硫化钠10g、生石灰15g,溶于100ml水内,此配方 适用于狗等大动物的脱毛。 使用以上各种脱毛剂,都应事先剪短被毛,以节省脱 毛剂,并减少对皮肤的刺激反应,应用时用棉球蘸 脱毛剂,在所需局部涂一薄层,2-3分钟后,用温水 洗去脱落的被毛,以纱布擦干局部,涂一层油脂即 可。
兔耳缘静脉给药: 先拔去注射部位的 被毛,用手指弹动或轻 揉兔耳,使静脉充盈, 右手持注射器连6号针 头尽量从静脉的远端刺 入,若有回血,推注药 液无阻力,则将药液全 部注入,然后拔出针头, 用干棉球压迫针眼片刻。
狗的静脉注射: 静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小 隐静脉注射。
(5)腹腔注射
四、实验动物的给药方法
实验目的:通过实习掌握动物实验中常用的给药
实验材料:
实验动物为小白鼠、大鼠 器材为灌胃针(带圆珠头)、胶皮胃管,开口器、 注射器、针头 (4号,4号半,5号,5号半,6号)、 镊子酒精棉球、脱脂消毒棉球、鼠,兔固定器、 犬,猫固定台。
方法如经口给药、皮下注射、皮内注射、腹腔注 射、肌肉注射、静脉注射。
3.注射呼吸中枢兴奋药 可从静脉注射山梗菜碱、尼可刹米、戊四氮 或美解眠(与戊四氮相似),也可快速注射 高渗葡萄糖液(40%)、快速输血输液或人 工呼吸。
六、实验动物的处死方法
掌握小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、 狗、猫的处死方法,在处死动物的过程中 尽量减轻动物的痛苦。
实验动物处死方法:
1.颈椎脱臼法 2.空气栓塞法 3.急性失血法 4.断头法 5.击打法 6.化学药物致死法
1.大鼠、小鼠、豚鼠灌胃给药
插入灌胃针时将喂管顺咽后壁轻轻往下推,其轻轻顺着上腭 到达咽部,靠动物的吞咽动作使喂管顺着食管滑入小鼠的胃, 插入深度约3cm。若误插入气管,动物会有挣扎。
2.兔、猫灌胃
家兔灌胃需一个竹制或木制的开口器、一杯清水和一根 用于灌胃的12号或14号导尿管。
3.犬灌胃给药
2.注射麻醉法:
注射麻醉是使用非挥发性全身麻醉药进行麻醉 的方法。注射麻醉方法简便,麻醉时间较长,适合 于需要长时间麻醉的动物实验。一般采用腹腔注射、 静脉注射、肌肉注射硫喷妥钠、戊巴比妥钠、氯胺 酮、水合氯醛、乌拉坦等方法进行麻醉。兔、猫、 犬、猪等大动物长采用静脉注射、肌肉注射的方法 进行麻醉,剂量为30-35mg/kg ;小鼠、大鼠、豚 鼠等小动物采用腹腔注射的方法,剂量为4050mg/kg。
(3)肌肉注射给药
小鼠体积小,肌肉少,很少采 用肌肉注射。当给小鼠注射不溶 于水而混悬于油或其他溶剂中的 药物时,采用肌肉注射。用药量 不超过0.1ml/10g体重。
(4)静脉注射给药
小鼠尾静脉注射: 用75%酒精棉球反复擦拭尾部,以达到消毒和使尾 部血管扩张的目的. 以左手拇指和食指捏住鼠尾 两侧,使静脉更为充盈, 右手持4号针头注射器, 使针头与静脉平行(小于30°角),从尾巴的下1/4 处进针, 注射量为0.05-0.1ml/10g体重。
局麻常用的方法有表面麻醉、浸润麻醉和区 域阻断麻醉、脊髓麻醉等,使用最多的是浸润麻 醉。 表面麻醉:将穿透力强的局部麻醉药直接作用于 黏膜表面,使黏膜下神经末梢麻醉,可将药物配 成不同浓度的溶液、凝胶和糊剂,通过滴入、喷 雾、涂布和灌注等方法将其应用到眼、口腔、鼻 腔、喉外耳道或尿道等黏膜处,产生麻醉。多用 丁卡因和利多卡因。丁卡因常用于眼部手术,利 多卡因常用于猫气管插管前的咽喉表面麻醉。
轻度麻醉动物后,固定于手术台上,行股 部手术。暴露股三角区,分离股动脉(向心端用 动脉夹夹住),并插入一根塑料管。打开动脉夹, 使血液流入容器内,一般动物3—5min内即可致 死。除股动脉外,常用颈总动脉放血。此法处死 动物较为安静,对内脏器官无损伤,使采集病理 切片标本,同时采集血液的一种较好的方法。兔 可以采用此法处死。
颈椎脱臼法:用左手拇指和食指捏住小白鼠头的
后部,并用力下压,右手抓住鼠尾,用力向后上 方物静脉内注入一定量的空气,使之发生 栓塞而死亡。兔一般选用耳缘静脉。兔静脉内注 入20—40ml空气即可致死。
击打法:用器具破坏延脑或用木锤用力击其后脑部。
急性失血法
(7)阴茎静脉注射给药
对于雄性大鼠此法是较为常用的给药方法。
(8)椎管内注射给药
此法主要用于家兔的椎管麻醉或抽取脑脊液。
(9)关节腔内注射给药
此法适用于家兔给药。
(10)椎动脉注射给药
此法适用于家兔和猫。
(11)颈外静脉注射给药
此法适用于犬的静脉给药。
(12)蟾蜍淋巴囊内注射
三、呼吸道给药
呼吸道给药主要指大鼠、 小鼠而言的。粉尘、气体 或烟雾等状态的受试物需 通过呼吸道给药。
化学药物致死法
此法适用于多种动物。可采用吸入二 氧化碳、乙醚、三氯甲烷等致死。也可注 入过量麻醉药物导致动物死亡,给药量以 深度麻醉剂量的5-10倍,动物在10-15min 死亡。
七、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察, 因此实验中常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方 法有剪毛、拔毛和脱毛三种。 剪毛:固定动物后,用粗剪刀剪去所需部位的被毛。 剪毛时需注意以下几点: ⑴把剪刀贴紧皮肤剪,不可用手提起被毛,以免剪 破皮肤; ⑵依次剪毛,不要乱剪; ⑶剪下的毛集中放在一个容器内,勿遗留在手术野 和兔台周围,以保证手术野的清洁和防止注射器等 夹毛。
二、注射给药法
(1)皮下注射给药 作皮下注射常选颈背或大腿内侧的皮肤。将 皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把 针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下, 推送药液,缓慢拔出注射针,稍微用手指压片刻针 刺部位,以防止药物外漏。注射量约为0.10.3ml/10g体重。