实验动物学复习题

名词解释

1.人类疾病动物模型：是指生物医学研究中建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和相关实验材料。

2.实验性动物模型：是指研究者通过使用物理的、化学的和生物的致病因素作用于动物，造成动物组织、器官或全身一定的损害，出现某些类似人类疾病时的功能、代谢或结构形态方面的病变，即人工地诱发出特定的疾病，以供研究使用。

3.实验动物：经人工饲育，对其携带的微生物进行控制，遗传背景明确或者来源清楚的，于科学研究、教学、生产、检定以及其他科学实验的动物。

4.实验用动物：是泛指用于各类实验的所有动物，即用于实验的动物。广义的实验用动物包括实验动物、野生动物、经济动物和其他动物。狭义的试验用动物，即国内通常所说的试验用动物，特指尚无国家标准、行业标准或地方标准但又用于各类实验的动物，以示与实验动物的区别，故不包含实验动物。

5.近交系动物：根据遗传基因调控原理，采用近交方法，使动物基因纯化而获得的遗传基因高度均一的实验动物。

6.3R原则：Reduction（减少）是指在科学研究中，用较少量的动物获取同样多的实验数据或使用一定数量的动物能获得更多实验数据的的科学方法。Replacement（替代）是指使用其他方法而不用动物所进行的试验或其他研究课题并达到研究目的的方法。或者是使用没有知觉的实验材料代替以往使用神志清醒地获得脊椎动物进行试验的一种科学方法。

Refinement（优化）是指在符合科学原则的基础上，通过改进条件、善待动物、提高动物福利；或完善试验程序和改进实验技术，避免或减轻给动物造成的与实验目的无关的疼痛和紧张不安的科学方法。

7.无菌动物：就是指动物身上不可检出一切生命体的动物。进一步说，是指用现有的检测技术在动物体内外的任何部位均检不出任何微生物和寄生虫的动物。

8.Spf级动物：无特殊病原体级动物。除清洁动物应排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原。

9.隔离系统：设施采用无菌隔离装置以保持无菌或无外来污染的状态。工作人员通过隔离器上组装的无菌手套进行操作，不直接接触动物。隔离系统内的空气、饲料、垫料、水及实验用品要先进行灭菌处理，动态传递须经过特殊的传递系统。该环境适用于饲育无特定病原体动物、悉生动物及无菌动物，可用于特殊动物的保护、动物的繁殖及实验、动物的检疫隔离等。

10.清洁级动物：除普通级动物应排除的病原（不人兽共患病原和动物烈性传染病病原）外，不携带对动物危害大和对科学研究干扰大的病原。

11.免疫缺陷动物：是指由于先天性遗传突变或用人工方法造成一种或多种免疫系统组成成分缺陷的动物。因其与人类在体内免疫系统缺陷的相似性，而广泛应用于免疫学、肿瘤学的研究。

12.转基因动物：将外源重组基因转染并整合到动物受体细胞基因组中，从而形成在体表达外源基因的动物，称为转基因动物。

简答题

1.大鼠给药方法（给药途径、常用给药量、注意事项）

注射：腹腔1-3 肌肉0.2-0.5 静脉1-2 皮下0.5-1.0

灌胃：1-4ml

2.小鼠

注射：腹腔0.2-1.0 肌肉0.1-0.2 静脉0.2-0.5 皮下0.1-0.5

灌胃：0.2-1ml

1.2.注意事项

灌胃：左手固定大鼠、小鼠，使动物呈垂直体位，右手持灌胃器。先大致测量一下从口角到最后肋骨之间的距离，作为灌胃针插入的长度。然后沿右口角插入口腔，与食管成一直线，再将灌胃针沿上颚壁缓慢插入食管，如动物无挣扎等症状，方可注入药液。若针头插入时遇到阻力或动物挣扎厉害，应抽出灌胃针重新插入，切记不可强行插入，否则易造成动物损伤，若误插入气管，动物会立刻死亡。有一种情况需特别注意，由于注射针插入时倾斜可能使灌胃针插入动物对侧腋下部，虽然注入药物后动物不会立刻死亡，但一二天后动物会出现异常症状。

皮下注射：选择皮下组织比较疏松的部位，大小鼠常用注射部位有颈背、腋下、侧腹和后肢。先用酒精棉球消毒需注射部位的皮肤，再将皮肤提起，进针时，从头部方向刺入皮下，再沿体轴方向将注射针推进5-10mm，若针尖易左右摆动，表明已刺入皮下。然后轻轻抽吸，如无回流物可缓慢注射药液。注射完毕缓慢拔出注射针，用干棉球压针刺部位，以防止药液外漏。

皮内注射：常选择背部脊柱两侧皮肤。需先将动物注射部位脱毛，酒精棉球消毒局部，用左手将皮肤捏成皱襞，右手持注射针，将针头与皮肤大约呈30°角刺入皮下，然后使针头向上挑起并稍刺入，即可注射。注射后，皮肤表面可见鼓起一小丘，停留片刻拔出针头。需注意针头号的选择，针头过小不易注射，针头过大药液易漏出。

肌肉注射：一般选择肌肉丰满而无大血管通过的臀部或大腿外侧或内侧肌肉。注射部位先用酒精棉球消毒，持注射针刺入肌肉，回抽无血方可进行注射。大小鼠一般选5号针头，应避开坐骨神经位置，否则会导致后肢瘫痪。

腹腔注射：部位为下腹部腹中线左右两侧1cm处，为避免伤及内脏，抓取固定动物时应使头稍向后低，使内脏移向上腹。注射部位消毒，右手持注射器在注射位置将针头刺入皮肤，针头到达皮下后，再稍向前进针，后以约45°角刺入腹腔，针尖通过腹腔后抵抗力消失，回抽针栓，如无回血或液体方可注入药液。

尾静脉注射：大小鼠尾部有四根明显的血管，其中腹侧的一根为动脉，背部和侧部为静脉，两侧的静脉较易固定，常作为静脉注射部位。操作时先将动物固定在固定器中，动物身体被固定住，尾部充分暴露。尾部用45-50°温水浸泡半分钟或用酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，用左手无名指从下面托起尾巴，以拇指和小指夹住尾巴的末梢，右手持4号或4号半注射器，沿与静脉平行方向，从尾下1/4处进针，针头刺入后，轻推药液，若无阻力表示针头已在静脉中，可继续缓慢推入药液；若轻推药液阻力较大，且有白色隆起，说明注射到皮下，需拔出针重新刺入。注射完毕后以干棉球按压止血或把尾巴向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应从尾末端开始进针，逐渐向尾根部移动。3.实验动物和实验用动物的主要区别是什么?

(1)实验动物是指经人工繁育，对其携带微生物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚的用于科学研究、教学、生产、检定以及其他科学实验的动物.(2)实验用动物是指一切用于各种实验的动物，其中除了符合严格要求的实验动物外，还包括经济动物、野生动物和观赏动物，统称为实验用动物。(3)实验动物可包括在实验用动物中。由于野生动物和经济动物及观赏动物与实验动物相比其生物学特性、遗传背景、微生物控制状态等都有一定的不确定性，应用这些动物进行科学实验其结果往往出现较大差异，从而降低了实验结果的可靠程度，因此，应严格区分实验动物和实验用动物。