药理学实验基本知识

将家兔被部固定，剪去左侧胸部相当于心脏部位的被毛，用碘酒和 酒精消毒皮肤，选择心脏跳动最明显处穿刺。一般由胸骨左缘外3mm处 刺入兔的第三肋间隙。穿刺时，最好用左手触诊心脏，以作配合。当针 头接近心脏时，就会感到心脏的跳动。这是需将针头再向里穿刺，便可 进入心室。由于心脏的搏动，血液会自然进入注射器。如认为针头已经 进入心脏，但抽不出血液，可将针头稍微退出或进入一点。 一般来讲， 心脏采血经6~7天后，可以重复进行。采血量大约20ml~30ml。

家兔的灌胃方法
给兔灌胃需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手抓住 双耳，固定其头部，左手抓住两前肢，使兔头稍向后仰；另一人将开口 器横放于兔口中，慢慢旋转开口器，将兔舌压住，并固定之。将8号导尿 管经开口器中央孔，沿上腭壁慢慢插入食管15cm~18cm。为避免误入气 管，可将导尿管的外口端放入清水中，无气泡逸出方可注入药液，再用 少量清水冲洗管内残存药液。灌毕，慢慢拔出导尿管，取出开口器。
x 一 均数（）
x 均数也就是算术平均值，统计学上用 表示。均数是分析计量数据 最基本的指标。它表示一套变量值的集中趋势（平均水平），不仅 可以给人一个简明概括的印象，并可用来作事物间的比较。均数的 计算公式为：
x x x
n
1
x 2 x 3 x n n
(1)
其中 为总和；x1、x2、xn等为各次的测定值（变量）；n为变量的个 数，即样本容量；而 x 为各变量的总和。
3.
（三）实验后
1. 2.
把实验用具整理就绪。如有损坏短缺，应向教师报告。 整理实验数据，认真书写实验报告，按时上交评阅。
1.
2. 3. 4.
实验结果的描述文字上力求从简，最好用图表表示。
填写实验结果时，要坚持真实性和科学性。 在分析讨论中，可以结合理论部分进行分析，或对实验得 到的规律性的东西进行分析讨论，提出见解，避免抄书。 结论部分的东西是本次实验获得的最为基本的规律性内容。 文字务必简明扼要，不可凭空想象加入一些本实验没有证 实的内容。
动物给药方式二 ------ 皮下注射方法

小鼠的皮下注射方法
一般需要两个人合作，一人左手捏小鼠头部皮肤，右手拉住小鼠 尾巴使小鼠固定；另一人左手提起背部皮肤，右手持注射器将针头刺 入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖确实位于皮下，此时 注入药液。拔针时，右手捏住针刺部位片刻，以防止药液逸出。
表1 在离心场中沉降生物颗粒所需的重力和时间的比较
重力 100g 4 000g 15 000g 30 000g 100 000g 时间 5 min 10 min 20 min 30 min 3-10 h 沉降的成分 真核细胞 叶绿体、细胞碎片、细胞核 细菌、线粒体 溶酶体、细菌细胞碎片 核糖体
• 所以使用不同的g力，不同的离心t的差速离心法可用来分离细胞组分。

五 动物的取血方法（限小鼠和家兔）

小鼠剪尾采血
将小鼠固定在铁丝笼或特别筒内，使鼠尾露在外面。剪掉鼠尾 1mm~2mm，用拇指和食指由尾根向尾尖按捏，血液即从尾尖流出，小 鼠每次可采血0.1ml。注意：只剪去尾尖，如剪去过多组织，反而流血 少。下次采血时，只需将尾尖血痂jia剪掉就可以了。 家兔心脏采血
( 2)
x 式子中x为每一个变量值；为均数；n为变量的个数；
例1 根据某年级12名女学生收缩压的数据（见下表），求 其均数和标准差？

小鼠的肌内注射方法
需两人合作，一人左手捏小鼠头部皮肤，右手拉住小
鼠尾巴使小鼠固定；另一人左手固定注射侧后肢，右手持 注射器，将针头刺入外侧股部肌内。小鼠肌肉较少，肌内 注射不常用。

家兔的肌内注射方法
注射部位为臀部和股部肌肉。
动物给药方式四 ------ 腹腔注射方法

小鼠的腹腔注射方法 左手捉持小鼠，将腹部朝上，头部下倾，右手持注射器在
主讲老师 胡建平
第一章 药理学实验须知 第二章 药理学实验常用仪器及技术 第三章 实验数据的简单统计学
第一章 药理学实验须知
一
1. 2.
药理学实验的重要性
药理学实验是药理学教学的一个重要的部分。 用来验证一些药理学理论部分内容。
二
1.
药理学实验课程的目的
选做一些经典、实用的实验，使得学生熟悉药理学实验 的基本操作方法和技能。
一 均数 二 标准差（SD） 三 标准误和t检验
实验数据的统计的意义
药理学实验所得的数据一般都需要经过统计学处理， 以便通过分析样本，推断总体，透过偶然，找出规律。 统计处理数据资料的系统知识比较丰富，这里仅仅 对处理药理学实验结果的需要，对实验结果的均数、标 准差、标准误以及计量资料的显著性测定做一个简单的 介绍，以供学生对实验结果作出正确的判断。
六 动物的处死方法（限小鼠和家兔）

小鼠的处死（常采用颈椎脱臼法）
用左手拇指和食指将其头部紧紧按在硬的物体 上，右手捏住鼠尾，用力向后上方牵拉，使颈椎脱 位，小鼠可瞬间死亡。 家兔的处死（常采用空气栓注法）

用50ml~100ml的注射器，往家兔的耳缘静脉内 注射20ml~40ml的空气量，使之发生栓塞而死亡。
2.
了解新药评价和开发临床前的一些药效学和毒理学的一 些基本技能。
培养学生独立思考、操作、分析、解决问题的能力。
3.
第一章 药理学实验须知
三 药理学实验课前、课中、课后的要求
仔细阅读实验指导，了解实验的目的、要求、步骤 和操作程序。 结合实验内容复习有关理论，做到充分理解。
（一）实验前
1.
2. 3. 4.
也可一人操作，将小鼠放在粗糙的平面上，左手拉小鼠尾巴，趁 小鼠向前爬动时，右手持注射器迅速将针头刺入小鼠背部皮下，推注 药液。
家兔的皮下注射方法

通常选择背颈部皮下注射。操作者左手拇指、食指和中指提起背颈 部皮肤，使其折成三角体，右手持注射器自皱折下方刺入皮下，松开 皮肤注入药液。
动物给药方式三 ------ 肌内注射方法
二 标准差（SD）
均数只是集中趋势的指标，不能反映一组数据与均数的离散 程度。特别是数据不符常态分布时，更是如此。而标准差是最 为常用的、最能完整地反映全套变量值离散程度的统计指标， 一般用SD表示。而计算SD的公式为：
SD
x x
n 1
2

x x n
2
2
n 1
钨灯或 氘灯
２
单色 器
可 调 狭缝
样 品 池
光 电 管
光度计和 记录仪
紫外和可见光谱的应用 紫外和可见光谱最为主要的应用是：测量溶液中物质的浓度。其基 本原理是：光吸收值和吸光物质的浓度成正比。
二 离心作用
离心作用是装有固体颗粒悬浮液的容器迅速旋转的过程，显著增 加的重力场使颗粒沉降，离心力或引力与角速度的平方（ω2）乘以距 转动中心的径向距离r（cm）成正比，角速度以每分钟的转速（rpm） 来表示，离心力由下式给出：F=(1.12×10-5) (ω2) (r) 从上式可以看出：对于径向距离为7cm的转子，若角速度为10000 rpm，则离心力为8000g。成功的离心作用取决于两个因素（1）离心 时间和（2）发挥的g值。如下表：
五 动物的取血方法（限小鼠和家兔）

家兔耳缘静脉采血
拔去耳缘被毛，用灯泡照射加热耳朵或75%酒精涂擦局部，使静 脉扩张，再用石蜡油涂擦耳缘，防止血液凝固。耳受热之后用小血管 夹夹紧耳根部，用粗号针头逆静脉回流方向刺破静脉或用刀片切开静 脉，血液可自动流出，一般可采血2ml~3ml。取血后棉球压迫止血。 家兔耳中央动脉采血
下腹左侧或右侧（避开膀胱）向头端穿刺，针头与皮肤呈30°, 刺入腹腔（有落空感）注入药液。注意针头不要刺入太深，太 靠上，以免刺破肝脏。

家兔的腹腔注射方法
方法几乎与小鼠相同 。
动物给药方式五 ------ 静脉注射方法

小鼠的静脉注射（多用尾静脉注射）
将小鼠固定在一铁丝笼或特制筒内，使小鼠尾露在外面。用75%乙醇 溶液涂擦尾巴或在45℃左右温水中侵泡30s，使尾静脉充血。注射时，左 手拇指和食指捏持鼠尾，右手持注射器，选择尾巴两侧静脉，使针头与鼠 尾成3°~ 5°（几乎平行），进行静脉穿刺。如推注药液无阻力，局部皮 肤发白则表明针头未刺入血管，退出针头重新穿刺，注意静脉穿刺时应从 远端（近尾尖）开始，不仅容易穿刺，而且还可向近端多次穿刺。注射完 毕，用棉球按压穿刺口止血。 家兔的静脉注射（多用耳缘静脉） 注射部位去毛并用酒精棉球涂擦。用左手拇指和中指捏住兔耳尖部， 以食指垫于耳下，右手持注射器，从静脉远端将针头刺入血管，将药液推 入。如推注时有阻力，局部出现肿胀，表明针头不在血管内，应立即拔针 重新穿刺。注毕要用棉球压迫针眼几分钟止血。
四 实 验 报 告 的 书 写
药理学实验报告 姓名： 班级： 组别： 日期： 实验题目： 实验目的： 实验对象： 实验步骤： 实验结果： 分析与讨论： 结论：
五
殊情况下，需要请假。
实验室规则
1 遵守学习纪律，准时上下课。实验期间不得借故外出或早退，特 2 必须认真地进行实验操作、观察实验结果。实验期间要保持安 静，
2 家兔的提持 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住 臀部，使兔呈蹲坐姿势。切不可用手握持双耳提起兔子。
四 动物的给药方法（限小鼠和家兔）
1 灌胃方法 2 皮下注射方法 3 肌内注射方法 4 腹腔注射方法 5 静脉注射方法
动物给药方式一 ------ 灌胃方法

小鼠的灌胃方法
左手捉持小鼠，腹部朝向操作者，右手持灌胃管，经口角插入口腔， 使灌胃管与食管成一直线，将灌胃管沿上腭壁缓慢插入食管2cm~3cm， 灌胃管的前端即达膈肌部位，此时操作者可有抵抗感，如动物安静，呼 吸无异常，即可将药液注入。操作宜轻柔，防止损伤食管。如遇阻力应 抽出灌胃管重新插入，若将药液误注气管，动物立即死亡。

将兔子置于兔固定箱内，用酒精棉球擦揉兔耳片刻，使其充血。 在兔耳中央有一条纵行、较粗、颜色鲜红的中央动脉。左手固定兔耳， 右手持注射器（一般用6号针筒，不可太细），在中央动脉的末端，沿 动脉平行地向心方向刺入动脉，慢慢回抽针筒，动脉血立即进入针筒， 一次可取血15ml。因耳中央动脉容易发生痉挛收缩（容易导致采血无 法进行），因此必须要先让兔耳充分充血，并在痉挛前迅速完成抽血， 抽血后棉球压迫止血。
预测实验应得到的结果。
写出预习实验报告（自己随意写，对自己做实验有 用就好）
（二）实验时
1. 2.
实验器材安放整齐、清洁有序。
按照实验步骤，以严肃认真的态度循序操作，不得进行 与实验无关的活动，注意保护实验动物（以免影响实验 结果），爱护实验器材和节约药品。 仔细观察实验过程出现的现象，随时纪录实验数据，联 系理论进行思考(发生什么？为何这样？生理意义?)。
三 动物的提持（限小鼠ຫໍສະໝຸດ Baidu家兔）
1 小鼠的提持（2种方法）
1) 双手提斥法 右手提起鼠尾，放在鼠笼（或其他粗糙面）上，向后轻拉 其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住 小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌 尺侧。 2) 单手提持法 只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和 小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤
材、用具收拾妥当；将手术器械擦洗干净，清点数量，放回原处。 经教师检查之后才能离开实验室。
一 分光光度计
二 离心作用
三 动物的捉持
四 动物的给药方法
五 动物的取血方法
六 动物的处死方法
一 分光光度计
１ 仪器介绍
分光光度计有几个部件：其中包括光源、提供选择波长的的单色器、 可变狭缝、样品架、光探测器和仪表。不同的光谱区要使用不同的光 源。在可见区（400nm~700nm）和紫外区（200nm~400nm）分别使用 钨灯和氘灯。在这些区域的光波长是由分光光度计中的单色器选择的， 单色器是由棱镜或衍射光栅构成的，在可见区和紫外区给出窄带波长 的光，光由可控制光强的可调狭缝进入样品，然后由光电管探测透过 的光，并被电流计所测量。下图为分光光度计的部件原理图：
不得进行任何与实验无关的活动。
3 实验数据及实验纪录，必须经过教师审核，否则不能结束实验。
4 各组的仪器、用品，由本组使用，不得与别组调换，以免混乱。
如遇到仪器损坏或丢失，应报请教师处理。
5 爱护公共财物，注意节约各种实验用品。实验动物按组发给，如
需要补充使用，须经教师同意之后才能补领。
6 保持实验室清洁整齐，随时清除污物。实验完毕后，应将实验器