动物实验技术
第八篇 动物实验技术
2、按统计学方法测算的样本数
（1）配对试验动物数目的确定：
可用配对试验的t检验法，推倒试验所需动物数 目，欲达到显著水平α=0.05时，则样本的含量可 用下式确定：
n=[(t0.05sd)2]/d2 sd为前人试验或经验所得各组间差异的方差
d为要求达到所预期的差异显著时的均数差值
4、实验方法的选定
实验方法按学科可分为生理学方法、生物化学方 法、生物物理方法、免疫学方法等等；按性质可分为 形态学方法、机能学方法；按范围可分为整体综合方 法和局部分析方法；按水平可分为整体水平、器官水 平、细胞水平、分子水平、量子水平等等。 无论选择何种实验方法，均应保证以下几点： 1、可靠性，即切实可行，稳定可靠，是受大家公 认的方法，也称经典方法； 2、优越性，即指实验方法既具有先进的一面，又 便于与其它实验方法相互配合，故也称先进性和协同 性； 3、创造性，即实验方法的创新或改良。
（二）配对设计（paired design）
是将动物按某些特征或一定条件配成对，再 将每对中两个动物随机分配到两个不同处理组中。 配对的因素是影响试验效应的主要非处理因素， 如动物性别、体重，两组动物取得均衡进行实验，
以减少误差及动物间的个体差异。
（三）随机区组设计
是配对设计的扩大。将全部动物按体重、性 别及其他条件等分为若干组，每组中动物数目与 拟划分的组数相等，体质条件相似，再将每个区 组中的每一只动物进行编号，利用随机数字法将
一、动物实验设计的基本原则
实验研究主要是通过对样本的研究而得出结论。
要将样本的结论外推到总体，必须尽量使样本能够
真实的代表总体。然而，实验动物的种系和个体差
异、实验环境差异、仪器的稳定性、药品的纯度、
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物实验技术 动物实验的基本操作
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6
2、家兔：
方法：首先固定家兔，再将扩口器放入口中，置于上，下门齿 之后，将14号导尿管从扩口器中央的小孔通过，沿咽后壁插 入食道。插入后，应检查导尿管是否确实插入食道，可将导尿 管外端的口入一只盛满水的烧杯中，如无气泡产生，表明导尿 管被正确插入胃中，再将导管与注射器相连，注入药液。
Oral feed
第 二 节 实验动物的选择原则
选择什么样的实验动物是医学科学研究工作 中一个重要环节，因为在不适当的动物进行实验， 常可导致实验结果的不可靠，甚至使整个实验徒 劳无功，直接关系到科学研究的成败和质量。
一、查阅文献，加强交流： 通过充分地查阅文献，可了解本领域、本 项目以往使用的实验动物情况及其研究结果， 有利于充分利用前人的研究成果、研究思想， 避免重复研究。 传统应用的实验动物是科技工作者长期以来 实践经验的积累，各个专业、各个课题都有自 己常用的动物品和品系。
Blood Collection From Cardiac Puncture in Mouse
（二）家兔的采血： 1、耳缘静脉采血 2、心脏取血 3、颈动脉
Small blood samples can be collected from a lateral ear vein.
Slide 30.
兔耳缘静脉注射，取血时，可在其耳内面 局部拔毛。
（三）脱毛法：用于手术前动物皮肤局部脱毛。 方法： 首先剪短动物被毛。然后涂脱毛剂，2-3分钟后用温 水清洗干净，最后涂上一层油脂。 脱毛剂的配制： 下列3种方法适用于小鼠，小鼠和家兔。 1、硫化纳3克+肥皂粉1克+淀粉7克+水适量，调成糊状。 2、硫化纳8克+淀粉7克+糖4克+甘油5克+硼砂1克+水 75毫升 3、硫化纳8克+水100毫升
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行操作和观察，来获取实验数据和研究结论。
以下是一些常见的动物实验操作技术：1.注射技术：注射是动物实验中最常用的操作技术之一、可以通过静脉注射、皮下注射、腹腔注射等方式给动物注射药物或其他试剂，观察其对动物的影响和反应。
2.毒性实验：毒性实验是对动物进行毒性评价的一种方法。
常见的操作包括给动物灌胃、皮肤涂抹、吸入等，观察其毒性反应和致死情况，推测对人类的毒性状况。
3.手术技术：手术技术在动物实验中广泛应用，常见的手术操作包括剖腹手术、心脏手术、脑部手术等。
通过手术操作，可以研究动物的生理机制、病理变化以及治疗方法。
4.组织培养技术：组织培养技术用于从动物体内提取组织样本，并在体外培养，观察和研究组织的生理特性和生长发育。
5.行为学测试技术：通过对动物进行不同的行为学实验，来研究动物的学习、记忆、行为模式等。
例如，迷宫学习实验、条件反射实验等。
6.电生理技术：电生理技术可以记录和分析动物的神经电信号。
常见的操作包括电极植入、电刺激、脑电图（EEG）记录等技术。
7. 遗传技术：通过遗传技术对动物进行基因改造，可以研究和验证特定基因的功能和效应。
CRISPR-Cas9、转基因技术等是常用的遗传技术。
9.统计和数据分析：动物实验中的数据分析是重要的一环，可以利用统计学方法对实验数据进行分析，得出结论并作出科学推断。
10.人道处理：在进行动物实验过程中，需要遵循伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
对动物进行适当的麻醉、照护和安乐死是必要的人道处理技术。
总结来说，动物实验涉及到各种各样的操作技术，包括注射、手术、行为学测试、组织培养、遗传技术等。
这些技术旨在通过实验观察和数据分析，揭示生物学、医学等领域的科学问题，推进科学的发展和人类的福祉。
但同时，在进行动物实验时，还要充分考虑伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
4实验动物学的基本技术操作
4实验动物学的基本技术操作实验动物学是一门研究动物行为、生理、遗传等方面的科学，同时也需要运用一系列的基本技术操作才能开展实验研究。
下面将介绍实验动物学的四个基本技术操作。
一、动物饲养与繁殖技术1.饲养技术：实验动物需要适应良好的饲养环境，包括合适的饲料、饮水、温度、湿度、通风等条件。
饲养员需要按照动物的特性，合理配给饲料，并保证饲养环境的清洁卫生。
2.繁殖技术：实验动物的繁殖对于科研工作至关重要。
繁殖技术包括选配合适的种配、控制营养、饲料等因素，合理管理饲养环境，以提高繁殖率和血缘纯度。
二、动物体内注射技术1.注射剂选择：根据实验需求和动物特性，选择合适的注射剂。
常用的注射剂有生理盐水、葡萄糖溶液、激素、抗生素等。
2.注射器选择：根据注射液体的性质和目的选择合适的注射器。
一般分为无菌注射器、玻璃注射器和胰岛素注射器等。
3.注射部位选择：注射部位的选择需根据实验目的和动物特性，例如，静脉注射一般选择尾静脉、后肢静脉等，肌肉注射一般选择胸肌、腹肌等。
4.操作技巧：进行体内注射前，需要提前准备好所需的注射器和注射液，并将动物固定位置，消毒注射部位。
然后按照注射动作快速、准确地操作。
注射结束后，要观察动物的反应状况。
三、动物行为观测技术1.设定观测指标：根据研究需求，在进行动物行为观测前，需要明确观测指标，例如行为频率、行为时长、社交行为等。
2.观测设备准备：根据观测目的，选择合适的观测设备，如摄像机、传感器、记录表等，并进行准确校准。
3.观测方法选择：根据动物的行为特征和观测目的，选择合适的观测方法，如直接观察法、电子监测法、定点观测法等。
同时也要注意避免过度打扰动物的行为。
4.数据处理与分析：观测结束后，需要对所得到的数据进行整理和分析，以得出科学结论。
通常可以利用计算机软件进行数据的统计和图表化处理。
四、动物解剖技术1.动物解剖准备：进行解剖前，需要准备好所需的解剖工具，如手术刀、镊子、剪刀、解剖针等，并确保工具的消毒和清洁。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
动物实验基本技术
动物实验基本技术1.实验动物的分组：①分组原则：实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。
②建立对照组：空白对照：指在对照组不加任1可处理的"空白"条件下进行观察、研究；实验对照：指在一定实验条件下所进行的观察、对比；标准对照：是以正常值或标准值作为对照，在所谓标准条件下进行观察的对照;自身对照：在观察的不同时期接受不同疗法，然后比较它们的差异，这种方法也称自身交叉对照；相互对照：各实验相互对照。
2.目前实验动物学常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等。
此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号:去等。
3∙常用的实验动物被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法4种。
4.实验动物的给药和采血：小鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
大鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、割尾静脉取血、眼眶静脉丛（窦）取血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
5.实验动物麻醉方法：对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行。
①全身麻醉药:常用的包括非挥发性和挥发性两大类，非挥发性麻醉药如戊巴比妥钠、异戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、氯胺酮等，以及挥发性麻醉药入乙酶氯仿等。
全身麻醉方法:有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途径，吸入麻醉法用挥发性麻醉药，注射麻醉法用非挥发性麻醉药。
其中，麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉者称吸入麻醉法，动物实验大都采用开放吸入法。
而注射麻醉法，在动物实验中比较常用，麻醉药物中使用频率最高的是戊巴比妥钠；家兔、猫、犬、猴等实验动物常用腹腔注射或静脉注射戊巴比妥钠进行全麻，啮齿类实验动物则仅用腹腔注射戊巴比妥钠麻醉。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
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动物实验技术第六章动物实验基本操作技术第一节、实验动物的抓取与固定一、小鼠的抓取与固定•抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。
•手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间，用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。
固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。
这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。
•手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。
•在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。
二、大鼠的抓取与固定•抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。
抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。
•手固定法：同小鼠。
•手术固定法：同小鼠。
•静脉给药或采血时同小鼠。
三、豚鼠的抓取与固定•抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。
注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。
•手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指夹住左右前肢抓起来。
⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。
⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。
•手术固定法：同大、小鼠。
四、家兔的抓取与固定•抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。
•手固定法：在灌胃给药时，人坐在椅子上，用一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住两后肢放在两腿之间，大腿夹住兔子的下半身，用空着的手抓住两前肢固定之，抓住颈背部的手同时捏着两只耳朵，不让头部转动。
•固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定法。
•盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部，用转扭拧固定器固定家兔。
•台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头部放在金属制的首伽和咀环上固定。
五、犬的抓取与固定•抓取方法：先给犬带上系有铁链条的脖套，对于性情凶猛的犬，要用特制的钳式长柄犬夹夹住犬颈部将犬按倒后，再系脖套和链条。
•手固定法：首先绑住犬嘴，方法是饲养员或犬主人从侧面靠近并轻轻抚摸其颈部皮毛，然后迅速用布带绑住犬嘴，布带从下颌绕到上颌打一个结，再绕到下颌打一个结，然后将布带绕到头后颈，在颈后部再打一个结，最后打一个活结，对于未经驯服的犬，可用长柄犬夹夹住犬颈部按倒后强制绑嘴。
•手术台固定法：麻醉后，松开布带，将犬仰卧在手术台上，先固定四肢，再固定头部。
六、猫的抓取与固定•抓取方法：先轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻轻抚摸猫头、颈及背部，然后一只手抓住其背部皮毛，另一只手抓其腰背部。
如遇凶暴的猫不让接触时，可用网套抓取。
•固定方法：同兔台式固定法。
猫头可用一根粗棉绳，一端拉住猫的两只门齿，另一端捆绑在实验台的铁柱上。
第二节、实验动物的编号与标记•一、染色法：用化学试剂或药品在实验动物体表的不同部位进行涂染，并用不同颜色区别各组动物。
编号原则是先左后右，从前到后，从上到下。
有时用两种颜色一个代表十位、一个代表个位。
常用的染色剂有3%~5%的苦味酸（黄色）、2%的硝酸银溶液（咖啡色）、0.5%的中性品红溶液（红色）和煤焦油酒精溶液（黑色）。
•二、耳缘剪孔法：是在动物的耳边缘剪出不同的缺口或打成不同的小孔进行标记的方法。
为防止孔、口愈合，一般在打孔后用消毒的滑石粉涂抹在孔、口局部。
由打孔或剪切的位置和孔数代表编号，一般在耳内按上、中、下打孔，分别代表1、2、3，在相应位置剪缺口代表4、5、6，剪两个缺口代表7、8、9，无孔或缺口为10。
一般左耳代表个位数、右耳代表十位数。
•三、烙印法：用烙印钳或刺针将号码刺在或烙印在动物无体毛或明显部位，如耳、面、鼻部及四肢等，然后用溶在酒精中的黑墨在针刺处涂抹。
这种方法适用于大中型实验动物，操作时要注意防止感染。
•四、号牌法：用特制的金属号牌固定在实验动物的耳上或颈项部，挂牌时要注意避开血管。
此法适用于小动物。
•五、笼子编号法：不在动物身体上作标记而把装动物的笼子进行编号，也叫替代法。
第三节、实验动物的给药与去毛•一、摄入法给药•二、注射法给药•三、去毛一、摄入法给药•1.自动口服法：将药物放入饲料或饮水中，让动物自动摄入，方法简单不费工夫，也不会给动物造成损伤。
但很难掌握给药量，有时药物在常温下还会分解。
这种方法一般适用于动物疾病的防治、药物的毒性观察、某些与食物有关的人类疾病动物模型的复制等。
•2.强制灌胃给药：就是用灌胃器将药品直接强制灌入胃内。
这种方法能准确掌握给药量、给药时间，并能发现和记录症状出现的时间及经过。
缺点是费时、同时给动物带来一定的损伤和心理影响。
因此，如果操作技术熟练对动物的不良影响就可以减少一些。
•⑴大、小鼠、豚鼠的灌胃法：左手抓住鼠背颈部皮毛将动物固定，右手持灌胃器，将灌胃针从口腔插入，沿上颚壁插入食道，使其前端达到膈肌水平，为防止插入气管，应回抽注射器针栓，如无空气被抽回，即可将药液注入。
小鼠进针约3~4cm、大鼠、豚鼠为4~6cm，常用灌胃量小鼠为0.2~1.0ml、大鼠为1~4ml、豚鼠为1~5ml。
•⑵兔、犬、猫的灌胃法：先固定动物，然后将开口器固定在动物口中，压住舌头，然后将灌胃管从开口器小孔插入食道，将另一端浸入水中，如有气泡逸出，说明误入气管需拔出重插。
插好后将药液推入。
为避免药液残留需注入5ml生理盐水。
兔、猫进针为15cm左右，犬为20cm左右。
一次耐受量兔为80~150ml，犬为200~500ml。
各种动物一次灌胃能耐受的最大容积动物种类体重（g）最大容积（ml）小鼠＞30 1.025~300.820~240.5豚鼠＞300250~3004.0~5.0大鼠＞300 8.0250~3006.0200~2494.0~5.0100~1993.0家兔＞3500 2002500~35001502000~2400100猫＞3000 100~1502500 ~3000 50~80犬10000~ 15000 200~500•3.直肠给药：多用于家兔，将药物通过肛门直接注入动物直肠内，经直肠壁吸收，注意不要误入阴道。
二、注射法给药•1.皮内注射：将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。
用于接种、过敏实验、观察皮内反应及皮肤血管的通透性等。
方法为脱毛消毒→刺入皮内→向上挑起稍退一些针后再稍刺入→注入药液。
•2.皮下注射：用左手拇指与食指轻轻捏起动物皮肤，右手持针将其刺入皮下，如果针头易摆动证明已在皮下，可推进药液，拔针后轻按针孔片刻防止药液逸出。
小鼠一般在背部、大鼠在背颈部或侧下腹部、豚鼠在大腿内侧或背部、兔在背部或耳根部、猫犬在大腿外侧。
•3.肌肉注射：一般选择肌肉发达而且无大血管经过的部位，犬、猫、兔多选臀部，大、小鼠多选股部。
注射时针尖穿过皮肤后，再往深部刺入肌肉，此时针尖不能自由活动，回抽注射器无回血，即可注射。
一般小动物选择5或5.5号针头，大动物选用6或6.5号针头。
注意，注射时针头与肌肉成60。
角，一次性刺入，小鼠每次注入量不超过0.1ml。
•4.腹腔注射：将动物固定，然后在左或右下腹皮下，将针头向前推0.5~0.6cm，再以45。
角斜穿腹肌，缓慢注入药液。
注药之前有落空感，回抽无肠液、尿液后方可注药。
小鼠一次注射量为0.1~0.2ml/10g(体重)，大鼠为1~2ml/100(体重)。
•5.静脉注射：实验动物不同所选静脉注射部位也不同。
大、小鼠一般选用尾静脉，兔选用耳缘静脉，犬选用后肢小隐静脉或前肢内侧皮下静脉注射。
一般只限于液体药物，若是悬浊液，可能引起血管栓塞。
•⑴大、小鼠尾静脉注射：尾静脉有3条，左右两侧和背侧各有1条，由于两侧静脉比较容易固定，所以常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（烧杯等），除毛后，将尾部置于45℃~50℃的温水中浸泡1~2分钟或用75%酒精棉反复擦拭使血管扩张，以左手拇指和食指捏住尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针，完毕后把尾部向注射侧弯曲止血。
一次注射量为0.05~0.1mg/10g(体重)•⑵兔耳缘静脉注射：兔耳缘静脉表浅易固定而常被采用。
操作时，先固定兔子，而后用75%酒精棉球反复擦拭使血管充盈，左手食指、中指夹住静脉近心端，拇指绷紧静脉远心端，无名指和小指垫在耳下边，针从静脉末端刺入并顺血管方向平行刺入1cm左右，回抽有血后再用拇指固定针头，放开食指和中指将药液注入，拔针后用酒精棉球压迫几分钟，防止流血和消毒。
•⑶犬的静脉注射：多采用前肢内侧皮下静脉或后肢小隐静脉，在静脉血管近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端平行进针，回抽有血后松开橡皮带，将药液缓慢注入。
•⑷豚鼠的静脉注射：同犬的静脉注射方法，也可以象兔一样采用耳缘静脉注射。
•6.淋巴囊注射：主要用于蛙类。
•7.关节腔内注射：主要用于大中型动物，给兔子注射时首先将兔仰卧固定，在膑韧带附着点外上方约0.5cm处进针，针头从前上方向下后方倾斜刺入，直至针头遇到阻力变小为止，然后针头稍后退，以垂直方向推进关节腔中。
当有刺破薄膜的感觉时即可注入药液。
•8.脑内注射：常用于微生物学试验。
将病原体接种于被检动物脑内，然后观察接种后的变化•9.椎管内注射：主要用于椎管麻醉和抽取脑脊液。
•10.椎动脉注射：应用于兔、犬、猫等动物。
三、去毛•1.拔毛法：在各种动物做后肢皮下静脉注射或采血，特别是兔耳缘静脉注射或采血时常用。
动物固定→拇指和食指拔去所需部位毛→涂一层凡士林。
•2.剪毛法：动物固定→水湿润剪毛部位→将局部皮肤绷紧→用弯头手术剪紧贴皮肤剪毛。
•3.剃毛法：动物固定→肥皂水浸润剃毛部位→顺被毛方向剃毛（若用电动剃刀则逆被毛方向剃毛）。
•4.化学脱毛法：常用于大动物无菌手术、局部皮肤刺激性实验、观察动物局部血液循环或其它各种病理变化。
•⑴方法：动物固定→剪短脱毛部位被毛→用棉球或纱布沾取脱毛剂→在脱毛部位涂成薄层→2~3分钟后用温水洗涤脱下的被毛→干纱布擦干→涂一层油脂。
•⑵常用脱毛剂：硫化碱、硫化钠、硫化钙、硫化锶、硫化钡、三硫化二砷。