实验动物基本操作技术
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
实验动物基本操作技术
实验动物基本操作技术动物饲养是实验动物基本操作技术的核心之一、在实验动物饲养过程中，需要关注以下几个方面的内容：1.饲料和水的供给：不同动物种类对饲料和水的需求有所差异，必须根据种类的需要提供合适的饮食。
同时，要保持饲料和水的干净卫生，定期更换。
2.温度和湿度的管理：动物对温度和湿度的适应能力有限，要提供适宜的环境温度和湿度，确保动物的舒适和安全。
3.条件和设备的维护：保持动物舍内的垃圾清理和消毒工作，保持动物舍的通风良好，还需定期检查设备的功能和安全性，确保工作的顺利进行。
4.动物健康监测：对饲养的动物进行定期体检，观察动物的行为和身体状况，及时发现问题并采取相应的处理措施。
标记是实验动物基本操作技术中另一个重要的环节。
通过给动物进行标记，可以对动物进行个体识别，以便进行个体差异的研究和实验的后续分析。
常用的标记方法包括：1.耳标和足环：适用于鸟类和其他较小的动物。
2.皮下植入芯片：适用于小鼠、大鼠等较大的实验动物，可以在动物身体中植入微型芯片，通过读卡器来读取个体信息。
3.颈环和颈圈：适用于大型鸟类和大型哺乳动物。
取材是实验动物基本操作技术中的重要环节，包括活体取材和死体解剖两种情况：1.活体取材：一些实验需要从活体动物中获得血液、组织、器官等样品，一般采用静脉采血或者穿刺取材的方式。
在实施这些操作时，需要注意动物的安全和舒适，确保操作程序正确。
2.死体解剖：一些实验需要对动物进行死体解剖，获得更加精确的样本。
在进行解剖时，需要注意解剖操作的规范化，防止交叉污染。
检查和观察是实验动物基本操作技术中必不可少的环节。
通过对实验动物进行检查和观察，可以了解动物的健康状况、行为和生理变化等信息，为后续实验数据的解释提供依据。
常用的观察方法包括：1.行为观察：观察动物的一般活动情况，包括精神状态、进食、排便和休息等行为。
2.体征观察：观察动物的体表情况，包括毛发的质量和数量、皮肤的颜色和温度变化等。
总之，实验动物基本操作技术是进行动物实验的基础，包括动物饲养、标记、取材、检查和观察等操作。
4实验动物学的基本技术操作
4实验动物学的基本技术操作实验动物学是一门研究动物行为、生理、遗传等方面的科学，同时也需要运用一系列的基本技术操作才能开展实验研究。
下面将介绍实验动物学的四个基本技术操作。
一、动物饲养与繁殖技术1.饲养技术：实验动物需要适应良好的饲养环境，包括合适的饲料、饮水、温度、湿度、通风等条件。
饲养员需要按照动物的特性，合理配给饲料，并保证饲养环境的清洁卫生。
2.繁殖技术：实验动物的繁殖对于科研工作至关重要。
繁殖技术包括选配合适的种配、控制营养、饲料等因素，合理管理饲养环境，以提高繁殖率和血缘纯度。
二、动物体内注射技术1.注射剂选择：根据实验需求和动物特性，选择合适的注射剂。
常用的注射剂有生理盐水、葡萄糖溶液、激素、抗生素等。
2.注射器选择：根据注射液体的性质和目的选择合适的注射器。
一般分为无菌注射器、玻璃注射器和胰岛素注射器等。
3.注射部位选择：注射部位的选择需根据实验目的和动物特性，例如，静脉注射一般选择尾静脉、后肢静脉等，肌肉注射一般选择胸肌、腹肌等。
4.操作技巧：进行体内注射前，需要提前准备好所需的注射器和注射液，并将动物固定位置，消毒注射部位。
然后按照注射动作快速、准确地操作。
注射结束后，要观察动物的反应状况。
三、动物行为观测技术1.设定观测指标：根据研究需求，在进行动物行为观测前，需要明确观测指标，例如行为频率、行为时长、社交行为等。
2.观测设备准备：根据观测目的，选择合适的观测设备，如摄像机、传感器、记录表等，并进行准确校准。
3.观测方法选择：根据动物的行为特征和观测目的，选择合适的观测方法，如直接观察法、电子监测法、定点观测法等。
同时也要注意避免过度打扰动物的行为。
4.数据处理与分析：观测结束后，需要对所得到的数据进行整理和分析，以得出科学结论。
通常可以利用计算机软件进行数据的统计和图表化处理。
四、动物解剖技术1.动物解剖准备：进行解剖前，需要准备好所需的解剖工具，如手术刀、镊子、剪刀、解剖针等，并确保工具的消毒和清洁。
动物实验的基本技术
动物实验的基本技术动物实验的基本技术第一节实验动物的抓取和固定在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。
抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。
操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。
一、小鼠小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
三、家兔家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。
常用的抓取方法是先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。
然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。
因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。
在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
实验动物基本操作
wzmc wbm
• ⑥ 最终分组
– A组： 3 5 6 8 11 13 14 – B组： 1 2 4 7 9 10 12
• 注意：
– 如果A组多3个，则再取1个随机数字，除以7。 – 如果除尽，则写下除数当做余数。
– 动物具有自卫能力，不会讲话，不领人情， 更不会自动服从。要避免实验人员出现意外 和受伤。
– 减少动物的应激反应或伤害。
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关爱实验动物的必要性
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动物福利标准
动物的五项基本福利，即五种自由(Five Freedoms) 1. 免于缺乏营养、饥饿与干渴之福利； 2. 免于疾病与伤害之福利； 3. 免于生理上及心理上不适之福利； 4. 免于恐惧与应激之福利； 5. 自然表现行为之福利。
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• 动物编号 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 • 随机数日 16 22 77 94 39 49 54 43 54 82 17 37 93 23 • 归 组 B BAB AABAB B AAAA
• ③奇数代表A织，偶数代表B组 • ④A组： 3 5 6 8 11 12 13 14 • B组： 1 2 4 7 9 10 • ⑤调整分组：接刚才随机数字23继续抄表得
❖大小鼠尾部有4对动静脉，其中背腹各有1 根动脉、两侧各有1根静脉很明显。
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尾静脉注射
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阴茎静脉注射
舌下静脉注射
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浅背侧跖静脉
猴的后肢皮下静脉注射
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实验动物基本知识及基本操作
2.耳中央动脉采血
将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较 鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中 央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可 见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血 可达15ml。但抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生 痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动 脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待 时间过长，动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。取血 用的针头一般用6号针头，不要太细。针刺部位从中央动 脉末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚， 血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。
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标记方法 ：
用棉签或毛笔沾一种颜料溶液，涂于动物体表 不同部位标记，顺序是：先左后右，从上到下， 从前到后。左前腿记为1号，左侧腹部记为2号， 左后腿记为3号；头部记为4号，腰部记为5号， 尾基部记为6号；右前腿记为7号，右侧腹部记 为8号，右下腿记为9号。空白处则记为10号。
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（四）常用给药方法 经消化道给药法
.
3.心脏取血
将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处 注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项 有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防 止血液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应 将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应左右摆动 以防止伤及心，肺、一次可取血20-25ml。
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4.后肢胫部皮下静脉取血
.
3. 肌肉注射 小鼠固定如上述，将注射器针头刺入小鼠臀部外侧肌 肉，注入药物。
4. 腹腔注射 左手固定动物，使小鼠呈头低位，腹部朝上，右手持 注射器，在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下 向前推进3～5mm，然后使针头与皮肤呈45度角方向 穿入腹腔。针尖进入腹腔可有抵抗消失感，此时可轻 推药物。
动物实验基本操作技术
兔灌胃法
关键词：固定，插入（沿上颚壁），检查
家兔耳缘静脉注射
• 将动物固定于实验台上， 剪去耳缘部位的被毛，用 乙醇轻轻擦拭，耳缘静脉 即清晰可见。用左手食指 和中指夹住静脉近心端， 拇指和小指夹住耳缘部分， 以左手无名指和小指放在 耳下作垫，待静脉充盈后， 右手持注射器使针头尽量 由静脉远心端刺入，顺血 管方向平行、向心端刺入 约1cm。 • 注射完毕抽出针头，用棉 球压迫注射部位数分钟， 以免出血。
兔灌胃法
操作方法： 2. 插管：将灌胃管由开口器的中央孔插 入，沿上颚壁推进约15cm。 插管过程中可将灌胃管的另一端放于一 杯清水中，若连续有气泡，说明插入 呼吸道，应立即拔出灌胃管，重新操 作；若无气泡，说明没有插入气管， 即可开始注药。
沿上颚壁推进约15cm 检查插入部位
兔灌胃法 • 操作方法： 3.给药：灌注药后可用少量清水将灌胃 管里的药全部冲入胃内，以保证灌入 药的剂量准确。灌胃完毕后，先退出 胃管，后退出开口器。
探针
包括金属探针和玻璃分针；用于对精细部位的分 离和游离等操作。有时，在实施血管插管技术时， 切开血管壁后往往借助于探针先将切口挑起，然 后插入导管。
支架
用于蛙类及哺乳类手术中换能 器及刺激电极等的固定与位置调 节。由底座及支架杆构成，支架 上附有万向节，可在各个方向上 调节。
哺乳类手术器械
气管插管
小鼠的编号方法
• 编号原则：先左后右，从上到下
2、耳缘剪孔法（穿耳孔法）：小型动物
3、挂牌法：耳标签、项圈、腿圈，中、大 型动物 4、烙印法：中、大型动物
二、实验动物的给药方法
1. 注射法给药：家兔耳缘静脉注射 大、小鼠尾静脉注射 2. 摄入法给药： 家兔、大鼠、小鼠灌胃法 3. 涂布法给药
动物实验基本操作技术
ｄ．颈静脉
狗、猫、兔
ｅ．心脏
豚鼠、大鼠、小鼠
ｆ．断头
大鼠、小鼠
ｇ．翼下静脉
鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉
鸡、鸭、鸽、鹅
第44页/共85页
部 位
动物种类
ａ．股动脉、颈动脉
狗、猴、猫、兔
ｂ．心脏
狗、猴、猫、兔
ｃ．颈静脉
马、牛、山羊、绵羊
ｄ．摘眼球
大鼠、小鼠
第45页/共85页
第34页/共85页
第六节 常规采血方法
第35页/共85页
第36页/共85页
第37页/共85页
第38页/共85页
第39页方法的选择，决定于实验目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度，必须采取动脉血液。
ａ．尾静脉
大鼠、小鼠
ｂ．耳静脉
兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
ｃ．眼底静脉丛
兔、大鼠、小鼠
d．舌下静脉
兔
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉
鸡、鸭、鹅
第43页/共85页
部 位
动物种类
ａ．后肢外侧皮下小隐静脉
狗、猴、猫
ｂ．前肢内侧皮下头静脉
狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
体重/g
150～210 170～240 210～270 240～320
第18页/共85页
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术1. 什么是动物实验？动物实验，顾名思义，就是用动物来做实验。
这可是个很有争议的话题，有人觉得这是科学进步的必要步骤，有人则认为这样对小动物太不公平。
其实，动物实验在医学、心理学、毒理学等领域都扮演着重要角色，就像是科学界的小伙伴，帮助我们找到很多问题的答案。
它让我们在研发新药、测试产品之前，先看看这些东西对生命的影响。
嘿，谁会愿意拿自己去试验呢，对吧？2. 动物实验的基本操作2.1 准备工作开始实验前，咱们得做好充分的准备工作。
想象一下，你准备去野外露营，得先把帐篷、食物、睡袋全都备齐，动物实验也是一样。
首先，你得了解实验的目的，确保你知道自己要干嘛。
接着，选好实验动物，常见的有小鼠、大鼠、兔子等。
它们可是咱们的实验小明星哦！要确保动物的健康状况良好，毕竟，咱们可不能让小动物们在实验中受苦。
2.2 操作过程好了，准备工作都做好了，咱们就可以开始操作了。
在实验过程中，保持冷静和专注是关键。
比如说，给小动物打针的时候，手一定要稳，不然就像大厨切菜时不小心切到手一样，得不偿失。
此外，注意观察动物的反应，如果它们表现得很不舒服，那可得立即停止实验。
记住，咱们不是要折磨它们，而是要让它们帮助我们获取知识。
3. 实验后的处理3.1 数据记录实验结束后，别急着松一口气，咱们还有一项重要工作——记录数据。
好比你考试后要整理笔记，数据记录能帮助咱们分析实验结果。
确保每一个细节都被记录下来，包括动物的状态、实验条件等等，这些都是今后研究的重要参考。
没有记录，实验就像是没吃过的榴莲，香味全无，完全没办法享受。
3.2 动物的安置最后，咱们得考虑动物的安置问题。
根据实验的性质，有些动物可能需要被安乐死，而有些则可以继续观察一段时间。
无论怎样，处理动物的时候一定要尊重它们。
动物也有生命，它们的价值不仅仅在于实验数据，更在于它们是这个地球上的一部分。
我们得对它们负责，尽量给它们一个体面的归宿。
4. 总结动物实验虽然重要，但这并不意味着我们可以随意对待小动物。
实验动物基本操作
实验动物基本操作实验动物的基本操作是指研究人员在实验过程中对实验动物进行的一系列的处理和操作，包括动物的饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作旨在确保实验动物的福利和健康，并获得可靠的实验结果。
下面将详细介绍实验动物的基本操作。
一、饲养管理实验动物在实验室内饲养，需要提供一个适宜的环境，包括合适的温度、湿度以及光照等。
同时，饲养箱需要保持干净，并定期清洁和消毒，以防止疾病传播。
此外，实验动物的饲养还需要提供合适的饲料和饮水，以确保其获得足够的营养和水分。
二、实验操作实验操作是指在实验过程中对实验动物进行的各种处理和操作。
例如，研究人员可以进行注射、给药、采集样本以及进行手术等操作。
在进行这些操作之前，研究人员需要进行充分的准备工作，包括准备好所需的设备和试剂、制定操作计划、选择合适的实验动物等。
在操作过程中，需要注意操作的准确性和规范性，以确保实验的可靠性和结果的准确性。
三、观察记录观察记录是指在实验过程中对实验动物的行为、生理指标以及实验结果进行详细的观察和记录。
观察内容可以包括实验动物的活动行为、食欲、体重变化、皮肤状况、尿液和粪便等生理指标，以及实验结果的出现和变化等。
观察记录对于监测实验动物的福利和健康状况，以及评估实验结果的可靠性和有效性非常重要。
四、实验结束后的处理实验结束后，研究人员需要对实验动物进行相应的处理。
首先，需要对动物的健康状况进行评估，以确定动物是否需要进行进一步的治疗或处置。
对于实验结束后还存活的动物，可以选择继续饲养或进行其他研究。
对于实验结束后不再需要的动物，可以选择安乐死或进行人道性处置，以确保动物的福利。
总之，实验动物的基本操作是实验过程中的重要环节，包括饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作的规范和准确性对于保障实验动物的福利和健康，以及获得可靠的实验结果非常重要。
研究人员应该在进行任何实验操作之前，进行充分的准备工作，并遵循相关的伦理原则和操作流程，以确保实验的安全性和可信度。
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e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉 鸡、鸭、鹅
2018/5/6
37
２．取中量血
部位 ａ．后肢外侧皮下小隐静脉 ｂ．前肢内侧皮下头静脉 动物种类 狗、猴、猫 狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
ｄ．颈静脉
兔
狗、猫、兔
ｅ．心脏
ｆ．断头 ｇ．翼下静脉
豚鼠、大鼠、小鼠
大鼠、小鼠 鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉
2018/5/6
2018/5/6 21
妊娠检查方法有
① ② ③ ④ ⑤
外部检查法 摸胎法 阴道检查法
直肠检查法
超声波检查法
⑥
2018/5/6
孕酮含量测定法
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第五节 分组与编号
动物实验之前，必须对实验动物进行随机分组 和编号标记，这是做好实验和实验记录的前提。 一、随机分组 （一） 当分为二组时 例：设有雄性 Wistar 大鼠 12 只，按体重大小依 次编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法， 分为甲、乙两组。 分组方法：假设所产生的点是随机数字表上第 21行第31 列的78，则从78开始，由上向下抄12 个 随机数字，如下：
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二、豚鼠的抓取固定法
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三、家兔的抓取固定法
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第二节 性别鉴定
一、大、小鼠的性别鉴定
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二、兔的性别鉴定
Female
Male
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三、蟾蜍的性别鉴定
雄蟾
婚垫
雄蟾
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雌蟾
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第三节 年龄的大致判断
一、大、小鼠 1. 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）
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（二）急救措施 1 ．迅速排查、中断、排除诱因。如应用棉签清 除干净气管、气管插管内的分泌物及血凝块。必要 时拔出气管插管冲洗后再行气管插管术。 2．根据下列不同情况采取相应的急救措施： （1）呼吸极慢、不规则，但心跳正常时：给予人 工呼吸-压胸法，适当给予苏醒剂。 （2）呼吸停止仍有心跳时：①实施人工呼吸，必 要时可使用人工呼吸机或吸氧（吸入气中 O2 占 95% ， CO2占5％）；②注射50％葡萄糖液5～10ml；③给肾 上腺素及苏醒剂。 （ 3 ）呼吸、心跳均停止时：用 l ： 10000 肾上腺素 溶液心内注射，其余同（2）。
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左前腿 上部为1， 左腰部为2， 左后腿为3， 头部为4， 背部为5， 尾基部为6，
右侧从前至后依次为 7 、 8 、 9 。红色表 示十位数,用黄色表示个位数。
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2．个体耳号标记法 3. 个体断趾标记法 4. 耳号钳标记法 5. 挂牌法
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第六节 常规采血方法
一、大、小鼠的采血方法 1．颈静脉或颈动脉采血 2．股静脉或股动脉采血 3．心脏采血 4．尾部采血 5．眼眶采血 6．断头取血
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颈静脉或颈动脉采血
尾 部 采 血
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心脏采血
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二、家兔的采血方法 1．心脏采血 2．耳中央动脉采血 3．耳静脉采血
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动物实验基本操作技术
本章主要内容
实验动物的抓取与固定 性别鉴定 常规采血方法 年龄的大致判断 麻醉方法 妊娠检查 处死方法 分组与编号
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第一节 实验动物的抓取与固定
一、大、小鼠的抓取固定
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小 鼠 固 定 盒 固 定
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大鼠固定盒固定
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二、编号标记方法 实验动物分组后，为了区分、观察并记录每个个 体的反应情况，必须给每只动物进行编号标记。 1．体表颜料着色法 一般对短期试验的白色动物 可用颜料涂搽被毛的方法标记。常用的涂染化学药 品有： 红色：0.5％中性红或品红溶液； 黄色：3％～5％苦味酸溶液或80％～90％苦味酸 酒精饱和液； 咖啡色：2％硝酸银溶液； 黑色：煤焦油酒精溶液。
鸡、鸭、鸽、鹅
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ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ ３．取大量血
部位 ａ．股动脉、颈动脉 ｂ．心脏 动物种类 狗、猴、猫、兔 狗、猴、猫、兔
ｃ．颈静脉
ｄ．摘眼球
马、牛、山羊、绵羊
大鼠、小鼠
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4. 最大安全采血量与最小致死采血量 动物种类
小鼠 最大安全采 血量 (ml) 0.2 最小致死采 血量 (ml) 0.3
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二、大失血 （一）诱发原因 多因动脉插管结扎不牢、动物挣扎，导致大动脉插 管的松脱，或在进行动脉插管术时，因未放置动脉夹 或动脉夹夹闭不全而剪切动脉引起。 （二）急救措施 1．立即止血：应迅速手指压迫或捏住出血处（尽 量不要用止血钳，以防损伤动脉和神经），然后仔细 检查分离出血点，于近心端放置动脉夹，再行动脉插 管术。 2．补充血容量：若失血太多，适当加快输液(生理 盐水)速度，增加血容量。 3．注射强心剂：静脉注射1︰10000肾上腺素0.5ml。
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如果甲组多两个，则接下去抄两个数。分别 以8，7除之，余数即指要调入乙组的第几个甲， 余此类推。最后各组的鼠数就相等了。调整后 各组鼠的编号为： 组别 鼠的编号 甲组 3 4 5 7 8 12 乙组 1 2 6 9 10 11
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(二)当分为三组时 例：设有雄性的 SD 大鼠 12 只，按体重大小依次 编为 1 ， 2 ， 3 ， … ， 12 号，试用完全随机的方法， 分为A、B、C三组。 分组方法：假设所定的点是随机数字表第 40行17 列的08，则从08开始，自左到右抄12个随机数字： 动物编号： 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 随机数字：08 27 01 50 15 29 39 39 43 79 69 10 除 3 余数： 2 0 1 2 0 2 0 0 1 1 0 1 组 别： B C A B C B C C A A C A 调整组别：B
日龄/d 初生 7 20 30 60
体重/g
日龄/d
60～80 100～120 150～200 170～220 240～300
90 120 180
体重/g
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330～400 400～470 520～600
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三、家兔 门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重 要标志。青年兔门齿洁白，短小，排列整齐；老 年兔门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有时破损。 白色家兔趾小基本呈红色，尖端呈白色。1岁家 兔红色与白色长度相等； 1 岁以下，红多于白； 1 岁以上，白多于红。还可根据趾爪的长度与弯曲 度来区别。青年兔趾爪较短，直平，隐在脚毛中， 随年龄的增长，趾爪露出于脚毛之外，而且爪尖 钩曲。另外，家兔皮薄而紧，眼神明亮，行动活 泼的为青年兔；皮厚而松，眼神颓废，行动迟缓 的为老年兔。
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第四节 妊娠检查
雌性动物妊娠后会发生一系列的复杂变化。为
了在配种以后能及时掌握雌性动物是否妊娠、妊
娠的时间及胎儿和生殖器官的异常情况，采用临
床和实验室的方法进行检查，称为妊娠检查，又
称妊娠诊断 (pregnancy diagnosis) 。通过妊娠检查， 可以及时地对雌性动物加强护理或再次配种，以 保护母体和胎儿的正常发育，避免胎儿早期死亡 和流产及减少繁育时间的损失。
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采血时要注意
采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在 25～28℃，冬季，15～20℃为宜； ② 采血用具有采用部位一般需要进行消毒； ③ 采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥； ④ 若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入 抗凝剂。
①
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１．取少量血 部位 ａ．尾静脉 ｂ．耳静脉 ｃ．眼底静脉丛 d．舌下静脉 动物种类 大鼠、小鼠 兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 兔、大鼠、小鼠 兔
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一、呼吸、心跳（血压）的改变 动物实验过程中，需密切观察实验动物的呼吸、 心跳及血压的变化，一者它们是实验反应的数据指 标，二者是实验动物状态的主要指征。尤其对呼吸 的观察，因为动物的死亡首先是呼吸的停止。 （一）诱发原因 1 ．麻醉给药速度过快或过量：实施静脉给药麻 醉，可因给药速度过快或过量导致呼吸停止。因此， 为防止麻醉剂过量，注射速度一定不要过快，严密 观察动物状况，若需追加麻醉剂，一次不宜超过总 量的1/5。
大鼠
豚鼠 兔 狼狗 猎狗
1
5 10 100 50
2
10 40 500 200
猴
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60
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急救措施
动物实验过程中，可因麻醉药过量、出血过多、 分泌物或血块堵塞气管造成窒息以及某种药物原因 引起动物血压、呼吸不规则等现象，此时应立即进 行急救处理措施。 急救处理措施首先要迅速排查原因，并中断诱因 （如止血、停药、排除分泌物等），然后对症实施 急救措施。
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2. 根据体重鉴定日龄 ⑴ 小鼠日龄与体重的对应
日龄/d 体重/g 初生 1.8 5 4.0 10 6.0 15 11.0 20 15.0 25 21.0 30 21.0
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⑵ 大鼠日龄与体重的对应 日龄/d 体重/g 日龄/d 体重/g 初生 10 20 30 40
6～7 17～25 35～50 55～90 100～150 50 60 70 80