动物实验的基本技术和方法
动物实验中的基本技术和方法

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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一. 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
(一) 按采血部位不同可分为: 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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(二)按采血使用的手段不同可分为: 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静(动)脉采血、腹主 动(静)脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 (一)、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开,达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 (二)、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集,也可通过其他装置来采集。 (一)用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液,是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼,有的代谢笼除可收集尿液外,又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物,可通过其特殊 装置收集尿液。 (二)导尿法收集尿液 施行导尿术,较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉,导尿时将实验动物仰卧固 定,用甘油润滑导尿管。对雄性动物,操作员用一只手握住阴茎,另一只手将阴茎包 皮向下,暴露龟头,使尿道口张开,将导尿管缓慢插入,导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感,此时注意动作轻柔,继续向膀胱推进导尿管,即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭,导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口,其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作,可收集到无菌尿液。 (
大鼠基本实验报告

一、实验目的1. 掌握大鼠的基本操作技术,包括捉拿、固定、称重、性别鉴定等。
2. 熟悉大鼠的解剖结构,了解各器官的位置和功能。
3. 学习实验动物的饲养管理,提高实验操作的熟练程度。
二、实验材料与器材1. 实验动物:成年大鼠若干2. 器材:鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯、解剖显微镜、生理盐水等三、实验方法1. 大鼠捉拿与固定(1)捉拿:右手提起鼠尾,用左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤,使其头部自然下垂,右手用食指和无名指夹住鼠尾,轻轻将大鼠拉出鼠笼。
(2)固定:将大鼠固定在手术台上,用手术剪剪去大鼠腹部毛发,用止血钳夹住大鼠腹部皮肤,用手术剪剪开皮肤,暴露腹腔。
2. 大鼠性别鉴定(1)外观观察:观察大鼠的体型、毛发、生殖器等特征,判断性别。
(2)解剖观察:将大鼠解剖,观察生殖器官,判断性别。
3. 大鼠称重将大鼠放在天平上,去皮称重,记录体重。
4. 大鼠灌胃给药(1)准备:将药物溶解于生理盐水中,配制成所需浓度。
(2)操作:右手提起大鼠,使其头部后仰,左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤,右手用灌胃针插入大鼠口腔,缓慢注入药物。
5. 大鼠腹腔注射给药(1)准备:将药物溶解于生理盐水中,配制成所需浓度。
(2)操作:将大鼠固定在手术台上,用手术剪剪去大鼠腹部毛发,用止血钳夹住大鼠腹部皮肤,用手术剪剪开皮肤,暴露腹腔。
用注射器将药物注入腹腔。
6. 大鼠解剖(1)观察:观察大鼠的器官位置、形态、颜色等。
(2)记录:记录各器官的重量、长度等数据。
四、实验结果与分析1. 大鼠性别鉴定:实验过程中,共鉴定出雄性大鼠若干只,雌性大鼠若干只。
2. 大鼠体重:实验开始时,大鼠体重为(平均值±标准差)g;实验结束时,大鼠体重为(平均值±标准差)g。
3. 大鼠灌胃给药:实验结束后,观察大鼠的精神状态、活动能力等,未发现明显不良反应。
4. 大鼠腹腔注射给药:实验结束后,观察大鼠的精神状态、活动能力等,未发现明显不良反应。
动物实验基本操作技术

动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段,常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性,研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先,动物实验前,需要对动物进行适当的饲养管理,确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水,保持合适的环境温度和湿度,以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外,研究人员还需对动物进行身体检查,以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次,对于需要进行手术的实验,研究人员需要具备相关的手术技术。
例如,动物麻醉技术是必不可少的,可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中,需要准确切割皮肤或组织,处理血管、神经和器官,以及进行缝合和止血等操作。
因此,研究人员需要熟练掌握相关手术技术,确保手术过程的顺利进行。
此外,动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量,选择合适的注射部位和注射器具,并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中,研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧,及时发现和处理可能的不良反应。
另外,动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如,研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本,以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作,避免交叉污染。
采样后,研究人员需要合理保存和处理样本,以保证实验结果的可靠性。
此外,动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数,包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外,研究人员还需要进行数据分析,以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中,研究人员可以使用统计学方法,如平均值、标准差、方差分析等。
最后,动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规,保证动物实验的道德性和合法性。
第二章 动物实验的基本操作与技术

第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的,在医学的各个领域内都有其不同的应用,其中一些基本方法都是共同性的,如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等,不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法,因此,动物实验基本方法,已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺,一般不会咬人,抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤(见图2-1之一),将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可(图2-1之二)。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾,迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时,则需将小鼠作一定形式的固定,解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位(必要时先行麻醉),再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定(图2-2),先根据动物大小选择好合适的固定架,并打开鼠筒盖,手提鼠尾巴,让动物头对准鼠筒口并送入筒内,调节鼠筒长短合适后,露出尾巴,固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠,只不过大鼠比小鼠牙尖性猛,不易用袭击方式抓取,否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤,可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时,同样可采用左手固定法,只是用拇指和食指捏住鼠耳,余下三指紧捏鼠背皮肤,置于左掌心中,这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口,敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等,则需事先麻醉或处死,然后用细棉线绳活结缚腿,背卧位绑在大鼠固定板上;尾静脉注射时的固定同小鼠(只需将固定架改为大鼠固定盒)。
动物实验的基本操作技术实验报告

动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物:小鼠2.器材:鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括:小鼠的体型、发育情况;毛发是否清洁浓密有光泽,是否顺贴不蓬乱;行动是否迅速,反应是否灵敏;眼睛是否明亮有神,瞳孔是否清晰等圆;天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后方轻拉,小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤,并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部,固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大,雌性的距离较小,且成年雄鼠尾部可见睾丸,成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平,待读数显示稳定后,将平皿置于天平上,去皮;将小鼠置于平皿中,待读数显示稳定后,读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1)准备灌胃针头,将注射器针头拔下,更换为灌胃针头;根据小鼠的体重,按0.1ml/10g 灌胃量计算:V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体(自来水);2)按“三-2-1)”的方法抓住小鼠,使其头、颈和身体呈一直线;3)灌胃针头从小鼠的嘴角进入,压住舌头,抵住上颚,轻轻向内推进,进入食管后会有一个刺空感,进入食道后即可推注药液,然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1)吸取液体(自来水),将针头向上,吸取一段气体后,再缓慢排除气体,以达到取出气泡的效果。
动物实验的基本技术和方法

动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段,通过对动物进行实验,可以了解生物体的生理、病理、药理等信息,对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择:选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同,可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护:对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养,并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染,需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射:动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内,以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术:动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时,需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察:动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等,了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法,比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测:在动物实验中,需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后,可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析:对于动物实验的结果,需要进行数据统计和分析,以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析,可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理:在进行动物实验时,需要遵循动物伦理原则,确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时,需要通过伦理审查机构的审批,确保实验符合伦理要求。
完整版动物实验的基本技术操作方法

一、动物实验的常用方法
3.切除和注入提取液法 常用于研究内分泌器官的生理和病理病 变,如研究切除某一腺体后看辐射对机 体的影响,切除某一腺体后看出现什么 症状而推论这种腺体的功能;如蝌蚪无 甲状腺素,如注入甲状腺素,蝌蚪很快 变成了蛙。
一、动物实验的常用方法
4.离体组织器官法 它是利用动物的离体组织、器官或生物 性致病因子(微生物、寄生虫等),置 于一定的存活条件下(如温度、营养成 分、氧气、水、pH等)进行观察的一种 实验方法。
一、动物实验的常用方法
10.其它方法 如联体动物法,条件反射法、生物遗传 法、放射生物法、药物化学法等等。
动物实验的基本操作技术方法,根据实 验顺序分述如下:
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物,是为了不损害动 物健康,不影响观察指标,并防止被动 物咬伤,保证实验顺利进行。抓取固定 动物的方法依实验内容和动物类而定。
生理学的动物实验方法 病理生理学的动物实验方法 药理学的动物实验方法 病理解剖、组织学动物实验方法 微生物、免疫学的动物实验方法
下面举一些动物实验的常用方法:
一、动物实验的常用方法
1.复制动物模型法
此法是动物实验最基本的方法,是采用 人工的方法使动物在一定致病因素(机 械、化学、生物和物理)作用下,造成 动物的组织,器官或全身的一定损伤, 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型, 来研究各种疾病的发生、发展规律及防 治方法。
一、动物实验的常用方法
这类研究方法的优点在于被研究的对象,其 机体内外环境已处于较自然的相对平衡状态, 条件比较稳定,所得的结果接近生理情况。 但需要事先制备,术后护理,等动物恢复健 康后才能从事实验,花费时间较长,工作量 较大,因而在选用上受到一定限制。除了用 手术制备的动物实验外,运用药物或食铒等 措施制备病理模型,如诱发各种实验性动物 疾病模型的方法也可归为慢性动物实验。
动物实验基本技术和方法及成功之路

3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法
家 兔 给 药
1、灌胃给药
使用开口器和导尿管灌胃。
2、静脉给药
先拔去注射部位的 被毛,用手指弹动或轻 揉兔耳,使静脉充盈, 右手持注射器连6号针头 尽量从静脉的远端刺入, 将药液注入,然后拔出 针头,用手压迫针眼片 刻。
3、肌肉注射给药 4、淋巴囊内注射 5、涂布法给药 6、直肠给药和阴道给药
犬
灌胃给药
给
药
静脉注射 静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉 注射。
第六节
动物实验后的有关问题
一、术后护理 二、实验动物处死方法 1、颈椎脱臼法 2、空气栓塞法 3、放血法 4、断头法 5、药物法
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鶜讕鯝薫螠牫瓡粕餯潈便霖染殨 鷲輰礀怖崬哝庘銳脰囉槪凩淨飝 鑓霻锠芀焹嶬怆奶竹扒剫閬門顶 • 54545454 • 和环境和交换机及环 境和交换机 •溺呶輟郬頱坂搥餓昻夛雫愪勆鷯 哥vnv • 歼击机 • 悾闅濟旖渶桚硂騝閳頦鞧罻胿耿 • 合格和韩国 国 嶕诲歩呚凄衫尅錴沁句楌顱赉楧 淕獗抒邁瓅陯嫥谌靠哿滞讷鵖驆 韐此哐呈日鼭偽驯钁哻纓鷡足猻 •汦悼礋鲺鍡児耚湊觰噶磸缬祆袋 版本vnbngnvng 騞霖氐暚壘藏哑孱貆毞穑硔诿瑧
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大小鼠灌胃注意点 1. 用灌胃针。 2. 从嘴角处插入,到达咽部后 改变灌胃针的方向,使其与 食管的走向一致,然后顺利 插入。 3. 成年大鼠由于体型较大,不 易保定。办法:
大小鼠灌胃
1)一人保定,一人灌胃
2)操作者抓取后,将大鼠尾部按 在自己的胸部,达到固定尾 部的目的,然后灌胃。 灌胃量:小鼠0.2-0.4ml/10克, 大鼠1.0ml/100克
2. 3. 4. 5.
剪耳(打孔)法:啮齿类小动物 号码钳法:适用于兔、犬等大动物 耳牌法:适用于羊、牛等大家畜 电子芯片植入法:
四、动物被毛的去除方法
1. 剪毛法:用弯头剪逆毛方向剪 适用于各种实验动物 2. 拔毛法:常用于兔的耳缘静脉注射 3. 剃毛法:剃须刀、手术刀 适用于大动物 4. 脱毛法:脱毛剂
(二)动物实验分组设计的基本类型 1.完全随机化设计 2.按体重分层随机区组设计 3.配对设计
(二)按体重分层随机区组设计 先确定实验的组数,将动物称重,按体重的轻重顺序编号,再用随机化 工具,如随机数字表等,将动物随机分配至处理组及对照组。 • 随机区组法举例 • 以用四氧嘧啶诱发小鼠糖尿病模型,用药物进行治疗观察疗效为例, 实验中可分为5组:正常对照组、模型组、药物治疗低剂量组、高剂量 组和已知可治疗糖尿病药物组,每组10只,5雌5雄。按下列步骤进行 分组: 1)雌雄分开:分组时雌、雄动物分开分别进行。 2)用记号笔在小鼠尾巴上随机编1-25号。 3)按编号称重,记录每只小鼠的体重。 4)按动物体重顺序依次重新编号。 5)共5个实验组分成5个区组,每个区组都有5只体重相近的动物。第一区 组5只动物为1、2、3、4、5号,第二区组为6、7、8、9、10号,余类 推。 6)抄录随机数表。抄录数字的个数等于区组数减1,如5个区组就抄录4个 数字。第5个动物无随机数字,其分组为调剂。以后的区组按顺序依次 抄录数字。 7)将小鼠分到各组中。
• 对实验动物进行麻醉的目的是,消除实验过程 中引起的痛苦和不适,确保实验动物的安全和 动物实验的顺利进行,是动物实验伦理的一个 重要方面。 • 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验 动物的麻醉中绝大多数采用全身麻醉。 • 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康 状况等因素进行综合考虑,决定选用的麻醉剂 和麻醉方法。
• 常用脱毛剂配方 配方1:硫化钠8g溶于100mL水中。 配方2:硫化钠:肥皂粉:淀粉的比例为 3:1:7,再加水调成糊状。 配方3:硫化钠10g和生石灰15g溶于 100mL水中。 • 配方1和2适用于家兔和啮齿类动物的脱 毛,配方3适合给犬脱毛。 • 脱毛后用清水将脱毛区清洗干净。
五、实验动物的麻醉方法
• 成为熟练掌握动物实验操作技 术的能手或专家应该是大学/ 研究所每一个动物饲养管理人 员所追求的目标。
动物实验前的准备
1. 所用动物实验设施是否符合本实验要求 普通设施,清洁级、SPF设施,感染性设施, 有毒有害供试品设施,放射性设施 实验室、手术室 2. 所用实验动物的品种、品系、性别、数量等能 否得到 3. 所需要的动物实验技术是否熟练掌握 4. 所用动物实验器具、试剂是否准备好 5. 所用的仪器设备是否处于可运行状态
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2
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4
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三、动物编号常用的标记方法
适用需要个体识别的实验 1. 染料标记法:适合白色被毛的动物,如小鼠、 大鼠、豚鼠、兔等。 黄色:常用3~5%苦味酸溶液 红色:常用0.5%中性红溶液 咖啡色: 2%硝酸银溶液 黑色:煤焦油酒精溶液 优点:简单、易识别 缺点:长期易退色;不能编大号码。
• 全身麻醉简称全麻。全麻是指麻醉药通 过呼吸道吸入、静脉和肌肉注射等途径, 进入实验动物体内,使其产生短时间意 识丧失、痛觉消失、肌肉松弛和反射抑 制等中枢神经系统抑制现象。当麻醉药 从体内排出或在体内代谢破坏后,实验 动物逐渐清醒,不留后遗症。 • 全麻有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途 径,吸入麻醉法用挥发性麻醉药,注射 麻醉法用非挥发性麻醉药。
• 饲养繁殖实验动物的目的是用实验动物作 为人类的替难者进行各种生物医学研究。 一方面随着生物医学的发展,实验动物的 使用量逐年增加,使用种类也逐年扩大; 另一方面从动物福利和动物实验伦理学考 虑,又需要尽量减少一些不必要的动物实 验,特别是人类的宠物诸如猫、犬、猴等 ,或者在不得不做的动物实验中尽可能将 动物的痛苦、压迫和不适降到最低。
六、实验动物的给药方法
• • • 1. 2. 3. 4. 5. 6. 经口给药法 注射法 其它途径给药方法 呼吸道给药 皮肤给药 脊髓腔内给药 脑内给药 直肠内给药 关节腔内给药
• 经口给药 1. 拌入饲料、饮水中自由摄取 优点:省人力 缺点:因个体差异,摄入量不等 2. 灌胃 优点:能准确定量 缺点:给动物造成一定的痛苦,需 熟练掌握技术
• 动物实验的伦理判断标准: 1.必须权衡实验的目和得出的结论与动物由 此而受到的伤害和死亡。 2.必須清楚而且明确「沒有任何替代方法可 达到所做的动物实验的目的」这个前提。 3.必须将动物的痛苦、压迫和不适减到最低 程度。
二、 动物实验是实践性非常强的技术 和方法,不能仅靠书本理论知识,需 要通过反复实践加以掌握。 目的: • 保证实验的顺利进行。 • 减少动物承受的痛苦。
兔灌胃法 采用用固定器一人操作,或 一人保定一人操作法。 操作者用左手拇指和中指挤 压家兔两颊,将下颌挤开使兔 被动张口,右手将开口器从一 侧口角插入口腔并固定,用泡 在水中的14号细导尿管,经开 口器的孔插入,向前推进约 15cm,可达胃内,确认泡在水 中的导管另一端没有冒气泡, 说明没有误入气管,即可注入 药液。灌胃量为每只每次80150mL。
(1)吸入麻醉法 • 常用药物为乙醚、氟烷和异氟烷等。吸入麻醉法有开放 吸入和气管内插管吸入两种方法。 • 开放吸入:适用于啮齿类小动物,可用乙醚、氯仿 小动物吸入麻醉机国外已有售。 • 气管内插管:适用于犬、猴、羊等大动物,氟烷和异氟 烷是最常用的麻醉药。 • 吸入麻醉的优点: 麻醉平稳、安全可靠、 停止吸入后很快苏醒 • 缺点: 需要一定的仪器设备, 注意自身防护。
6.大动物手术时应配备麻醉师,在麻醉过 程中密切观察动物的反应,如血压、脉 搏、呼吸和体温,及时调节麻醉药剂量, 保证手术顺利进行。 7.动物在麻醉期间、手术后至苏醒期体温 会下降,应注意手术室的室温。 8. 注意术后护理。
• 麻醉意外的抢救 原因: 麻醉药速度过快、剂量过大、麻醉过深 后果: 中枢神经系统抑制导致呼吸系统、循环系统功能障 碍,引起呼吸、心跳停止。 抢救方法: 要针对具体情况,采取对症治疗的措施。 1.立即停止供给麻醉剂 2.人工呼吸,吸氧 3.苏醒剂 4.呼吸中枢兴奋剂如可拉明等和心脏和呼吸兴奋剂, 如0.1%肾上腺素适量作心内或静脉注射,静脉滴注50% 葡萄糖溶液等。
兔灌胃法
1. 口服给药 用右手将口服药片 夹在拇指和食指之间, 把左手放在犬的圈套上, 用拇指和食指压着犬的 上唇,用力使犬的头向 后仰,继而把右手中指 放在犬的下颌向下压。 当犬的嘴张大时,快速 把药片放在舌根隆起的 部位,合上犬的嘴,维 持头后仰姿势,右手在 咽喉部轻轻按摩。借助 犬本能的吞咽动作服下 药片。
按体重分层随机区组分组
动物编号 随机数字 除数 1 0 5 5 2 2 7 5 3 8 4 5 4 3 7 5 5 6 4 1 5 7 6 8 5 8 3 8 5 9 5 1 5 10 11 5 6 5 12 9 6 5 13 8 1 5 1 3 14 8 0 5 0 5 4 15
余数
组别 动物编号 随机数字 除数 余数 组别
在国际上被普遍认可的动物福利包括以下 5个 内容,即: 1.应提供给动物满足生长发育和繁衍后代的营养食 物和清洁的饮水,使其免受饥渴。(吃好喝好) 2.应提供给动物适当的栖息之地和饲养场所,使其 能休息和睡眠。(休息好) 3.应提供预防动物疾病和患病后及时诊疗的措施, 使其免受疾病和伤害的痛苦。(健康成长) 4.应提供给动物安静的饲养环境,无刺激动物发生 应激和恐惧的场面和声音。(平静生活) 5.应提供给动物同类一起自由玩耍、表达天性的空 间和自由。(表达天性)
动物实验基本知识 和操作技术
上海中医药大学实验动物中心 汤家铭
进行动物实验操作前必须注意的事
一、动物福利和动物实验伦理问题 什么是动物福利? • 动物福利是指动物在整个生命过程中应得到人类的保护, 其基本原则是要善待动物,保证动物的健康和快乐。 • 动物福利的提出是基于这样一个观点,即动物与人一样, 有思维、有情感,应当给予与人一样的生存权。 • 台湾学者夏良宙(1990年)把动物福利概括成两句话: 善待活着的动物, 减少动物死亡的痛苦。 应该再加一句:动物死后应得到妥样本数。 重复的主要作用是估计试验误差、降低试 验误差和增强代表性,提高实验结果的精 确度,保证实验结果能在不同个体中稳定 地重复出来。 • 样本数过少,实验处理效应不能充分显 示;样本数过多,又会增加实际工作中的 困难。因此在进行实验前必须确定最少的 样本例数。最少的样本例数可按一般估测 方法确定,也可通过统计学方法进行测算 确定。
大小鼠麻醉法
(2)注射麻醉法 注射麻醉法是使用非挥发性麻醉药进行全麻 的方法。在动物实验中比较常用。 常用麻醉药: 戊巴比妥钠 硫喷妥钠 氯氨酮 乌拉坦 大动物:静脉注射或肌肉注射 啮齿类动物:腹腔注射
• 实验动物麻醉应注意的事项 1. 大动物麻醉之前应禁食。 2. 麻醉之前应准确称量动物体重,作为计算麻 醉剂用量的依据。 3. 应注意不同麻醉药对动物的作用是不同的, 如戊巴比妥钠、硫贲妥钠等能抑制心肌收缩 力,使肌肉松弛,而氯胺酮则相反。 4. 大动物犬、猴、羊等麻醉前半小时应注射麻 醉前给药如阿托品和苯巴比妥钠。 5. 静脉注射麻醉药是必须缓慢,边注射边观察 动物的意识、角膜反射、肌肉紧张性和对疼 痛的反应,达到麻醉要求时应停止注射。