动物实验的基本技术和方法
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
大鼠基本实验报告
一、实验目的1. 掌握大鼠的基本操作技术，包括捉拿、固定、称重、性别鉴定等。
2. 熟悉大鼠的解剖结构，了解各器官的位置和功能。
3. 学习实验动物的饲养管理，提高实验操作的熟练程度。
二、实验材料与器材1. 实验动物：成年大鼠若干2. 器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯、解剖显微镜、生理盐水等三、实验方法1. 大鼠捉拿与固定（1）捉拿：右手提起鼠尾，用左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤，使其头部自然下垂，右手用食指和无名指夹住鼠尾，轻轻将大鼠拉出鼠笼。
（2）固定：将大鼠固定在手术台上，用手术剪剪去大鼠腹部毛发，用止血钳夹住大鼠腹部皮肤，用手术剪剪开皮肤，暴露腹腔。
2. 大鼠性别鉴定（1）外观观察：观察大鼠的体型、毛发、生殖器等特征，判断性别。
（2）解剖观察：将大鼠解剖，观察生殖器官，判断性别。
3. 大鼠称重将大鼠放在天平上，去皮称重，记录体重。
4. 大鼠灌胃给药（1）准备：将药物溶解于生理盐水中，配制成所需浓度。
（2）操作：右手提起大鼠，使其头部后仰，左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤，右手用灌胃针插入大鼠口腔，缓慢注入药物。
5. 大鼠腹腔注射给药（1）准备：将药物溶解于生理盐水中，配制成所需浓度。
（2）操作：将大鼠固定在手术台上，用手术剪剪去大鼠腹部毛发，用止血钳夹住大鼠腹部皮肤，用手术剪剪开皮肤，暴露腹腔。
用注射器将药物注入腹腔。
6. 大鼠解剖（1）观察：观察大鼠的器官位置、形态、颜色等。
（2）记录：记录各器官的重量、长度等数据。
四、实验结果与分析1. 大鼠性别鉴定：实验过程中，共鉴定出雄性大鼠若干只，雌性大鼠若干只。
2. 大鼠体重：实验开始时，大鼠体重为（平均值±标准差）g；实验结束时，大鼠体重为（平均值±标准差）g。
3. 大鼠灌胃给药：实验结束后，观察大鼠的精神状态、活动能力等，未发现明显不良反应。
4. 大鼠腹腔注射给药：实验结束后，观察大鼠的精神状态、活动能力等，未发现明显不良反应。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验的基本操作技术实验报告
动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
完整版动物实验的基本技术操作方法
一、动物实验的常用方法
3．切除和注入提取液法 常用于研究内分泌器官的生理和病理病 变，如研究切除某一腺体后看辐射对机 体的影响，切除某一腺体后看出现什么 症状而推论这种腺体的功能；如蝌蚪无 甲状腺素，如注入甲状腺素，蝌蚪很快 变成了蛙。
一、动物实验的常用方法
4．离体组织器官法 它是利用动物的离体组织、器官或生物 性致病因子（微生物、寄生虫等），置 于一定的存活条件下（如温度、营养成 分、氧气、水、pH等）进行观察的一种 实验方法。
一、动物实验的常用方法
10．其它方法 如联体动物法，条件反射法、生物遗传 法、放射生物法、药物化学法等等。
动物实验的基本操作技术方法，根据实 验顺序分述如下：
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动 物健康，不影响观察指标，并防止被动 物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定 动物的方法依实验内容和动物类而定。
生理学的动物实验方法 病理生理学的动物实验方法 药理学的动物实验方法 病理解剖、组织学动物实验方法 微生物、免疫学的动物实验方法
下面举一些动物实验的常用方法：
一、动物实验的常用方法
1．复制动物模型法
此法是动物实验最基本的方法，是采用 人工的方法使动物在一定致病因素（机 械、化学、生物和物理）作用下，造成 动物的组织，器官或全身的一定损伤， 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型， 来研究各种疾病的发生、发展规律及防 治方法。
一、动物实验的常用方法
这类研究方法的优点在于被研究的对象，其 机体内外环境已处于较自然的相对平衡状态， 条件比较稳定，所得的结果接近生理情况。 但需要事先制备，术后护理，等动物恢复健 康后才能从事实验，花费时间较长，工作量 较大，因而在选用上受到一定限制。除了用 手术制备的动物实验外，运用药物或食铒等 措施制备病理模型，如诱发各种实验性动物 疾病模型的方法也可归为慢性动物实验。
动物实验基本技术和方法及成功之路
3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法
家 兔 给 药
1、灌胃给药
使用开口器和导尿管灌胃。
2、静脉给药
先拔去注射部位的 被毛，用手指弹动或轻 揉兔耳，使静脉充盈， 右手持注射器连6号针头 尽量从静脉的远端刺入， 将药液注入，然后拔出 针头，用手压迫针眼片 刻。
3、肌肉注射给药 4、淋巴囊内注射 5、涂布法给药 6、直肠给药和阴道给药
犬
灌胃给药
给
药
静脉注射 静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉 注射。
第六节
动物实验后的有关问题
一、术后护理 二、实验动物处死方法 1、颈椎脱臼法 2、空气栓塞法 3、放血法 4、断头法 5、药物法
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鶜讕鯝薫螠牫瓡粕餯潈便霖染殨 鷲輰礀怖崬哝庘銳脰囉槪凩淨飝 鑓霻锠芀焹嶬怆奶竹扒剫閬門顶 • 54545454 • 和环境和交换机及环 境和交换机 •溺呶輟郬頱坂搥餓昻夛雫愪勆鷯 哥vnv • 歼击机 • 悾闅濟旖渶桚硂騝閳頦鞧罻胿耿 • 合格和韩国 国 嶕诲歩呚凄衫尅錴沁句楌顱赉楧 淕獗抒邁瓅陯嫥谌靠哿滞讷鵖驆 韐此哐呈日鼭偽驯钁哻纓鷡足猻 •汦悼礋鲺鍡児耚湊觰噶磸缬祆袋 版本vnbngnvng 騞霖氐暚壘藏哑孱貆毞穑硔诿瑧
动物实验基本操作技术
手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分， 头、大、小之分，根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪， 和剪断组织者称组织剪， 一般为弯形，尖端较钝圆； 一般为弯形，尖端较钝圆； 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪， 或敷料等用品者称剪线剪， 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是：3cm • 小鼠灌胃量： • 0.1～0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是： 5cm • 大鼠灌胃量： 1～2ml/100g体重
兔灌胃法 器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头 部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
安装： 先用持针器（ 安装 ： 先用持针器 （ 或直型 止血钳） 夹住刀片， 止血钳 ） 夹住刀片 ， 左手握 住刀柄， 住刀柄 ， 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙， 准刀柄上的槽隙 ， 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式：右手中指、 持弓式：右手中指、无名指
执笔式： 执笔式 ： 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成，可分为大、 由刀片和刀柄组成 ， 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤； 切开皮肤； 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织； 切割脏器组织； 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
动物实验基本技术和方法PPT课件全文编辑修改
A：3，9，10，12
B；1， 2 ，4，6 C：5，7，8，11
第49页，共115页。
七、去毛
1、剪毛：弯头剪毛剪。 2、拔毛：大小鼠尾静脉、家兔耳缘静脉
注射。 3、剃毛：将剃毛部位先用剪刀粗剪一遍，
蘸温肥皂水润湿，用剃刀顺着被毛方 向剃毛，用电动剃毛推剪，则逆被毛 向剃毛。
组别： B， C， A， B， C， B， C， C， A， A，C， A
第48页，共115页。
⑤ A：3，9，10，12 Bห้องสมุดไป่ตู้1，4，6
C：2，5，7，8，11
⑥调整分组：接刚才随机数字10继续抄表得随机 数字61，用61除以5（因为需要把C组的5个数 字调整掉一个），得余数1，所以把C组的第1个
第39页，共115页。
五、编号和标记
1、染色法：浅色动物 3.5-5％苦味酸溶液（黄色） 0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） 煤焦油酒精溶液（黑色） 龙胆紫溶液（紫色）
第40页，共115页。
第41页，共115页。
2、打耳孔法：小型动物
第42页，共115页。
3、剪趾法：小型动物
第43页，共115页。
第52页，共115页。
（三）灌胃（i.g)
1、小鼠、大鼠、豚鼠
灌胃时将灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住 鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器， 将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。 动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若 感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针 拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
随机数字78，用78除以8（因为需要把A组的 8个数字调整掉一个），得余数6，所以把A组 的第6个动物，即12号动物调整到B组
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
动物实验基本操作技术之一“实验动物抓取与固定”
动物实验基本操作技术之一“实验动物抓取与固定”实验动物的抓取与固定是进行动物实验时的基本操作技术之一，确保实验动物在实验过程中能够稳定地保持固定的姿势，以便进行各种操作和测量。
本文将详细介绍实验动物抓取与固定的基本方法和注意事项。
一、实验动物的选取在选择实验动物时，要综合考虑实验的目的、动物的特性以及实验操作难度等因素。
常见的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪等。
根据研究的需要，可以选择体型适中、繁殖能力强、易于操作和维护的动物品种。
二、实验动物的准备在进行实验前，需要对实验动物进行一系列的准备工作，以确保实验的准确性和动物的安全性。
1.饲养环境：提供适宜的饲养环境，包括恒温、恒湿的饲养箱、适当的饲料和水源等。
2.麻醉或镇痛：根据实验的需要，可以对动物进行麻醉或镇痛处理，以减轻实验操作对动物的伤害和痛苦。
3.消毒处理：在进行操作前，需要对实验器械、操作台面等进行消毒处理，以防止交叉感染。
三、实验动物抓取的方法在进行实验动物抓取时，可以根据实验的需要选择不同的方法。
1.手持抓取法：适用于小鼠等小型动物，操作者可以用手直接抓住动物的尾部或颈部，保持动物的姿势。
这种方法简单方便，但不适用于进行需要长时间固定的实验。
3.麻醉固定法：适用于大鼠、兔子、猪等体型较大的动物，可以在进行一些需要比较复杂的操作时使用。
在进行麻醉固定时，需要注意选择适宜的麻醉方法和药物，以确保动物的安全。
四、实验动物固定的方法固定实验动物的目的是为了保持动物在实验过程中的稳定性，以便进行各种操作和测量。
常见的实验动物固定方法有以下几种：1.割裂固定法：适用于进行小鼠、大鼠等小型动物的实验。
可以将动物的四肢用绳子或胶布固定在特制的操作平台上，确保动物保持特定的姿势不动。
2.弹簧夹固定法：适用于小鼠、大鼠等小型动物的实验。
可以使用特制的弹簧夹将动物的四肢固定在操作台上，并通过调节夹子的松紧度来控制动物的运动范围。
3.麻醉固定法：适用于大鼠、兔子、猪等体型较大的动物。
第十章 动物实验基本技术和方法
湖南中医药大学 实验动物中心
第一节 动物实验分组
分组原则：使一切干扰实验的因素分配到 各组时只受纯机遇的抽样误差的影响，而 不受实验者主观因素的影响，严格按照随 机分组的原则进行。 确立实验总组数和总动物数：动物实验应 设立各种对照组，实验组包括不同处理因 素组和实验需要总动物数。确定实验总组 数后，再确定每组样本数量和实验需要总 动物数。
第七节、实验动物尿液粪便采集
一、压迫排尿排便法 二、代谢笼法：此法较常用于大、小鼠，成熟 小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h
B.兔耳缘静脉注射法：一般采用外耳缘静脉。给兔注射前，
先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用 75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手示 指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端， 环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的 远心端刺入血管，将药液注入，注射完毕，用棉球压 住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。 C.犬前肢内侧头静脉注射法：抓取和固定好犬。由助 手将犬前肢根部用手握紧，或用胶皮管绑住，使静脉 充盈。实验者左手托住犬前肢，右手持连有7号针头的 注射器刺入内侧皮下的头静脉，进针1cm后回抽见血， 即可注射。
2.皮内注射：一般用于接种或过敏实验。将药液注射 在真皮和表皮之间。皮内注射时需将注射的局部脱 去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使 之绷紧，在两指之间，用注射器连4(1/2)号细针头， 紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺 入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色 小皮丘。
3.肌肉注射：一般选择肌肉丰满而无大血管通过 的臀部或大腿外侧，不溶于水的油剂药物常采 用肌肉注射。 4.腹腔注射：用大、小白鼠做实验时，以左手抓 住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左 （或右）下腹部刺入皮下，使针头向前 推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针 头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动 物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物 为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm 处。
动物实验基本技术和方法 (NXPowerLite)
剪头：用于一次性大量采小鼠血，可得 到0.5～1.0ml的血量 大血管：包括颈动脉（静脉），股动脉 （静脉），腋下动脉（静脉），腹主动 脉。此方法不常用于小鼠采血，而多用 于大鼠一次性大量采血。可得5ml左右 血量。 心脏采血：小鼠少用，可用于大鼠一次 性（开胸）或多次采血（不开胸）。
15、关节腔注射： 16、椎管内注射：注射入蛛网膜下腔
17、淋巴囊内注射：蛙和蟾蜍
18、小脑延髓池注射：
八、采血
1、大小鼠： 眶静脉丛（窦）： 少量多次采大小鼠血。 小鼠0.2～0.3ml， 大鼠0.4～0.6ml 摘眼球：用于一次大量采小鼠血，可得到 4～5％体重的血量 尾静脉：用于少量多次采大小鼠血
利多卡因：效力和穿透力比普鲁卡因强 的卡因：化学结构和普鲁卡因类似，效 力和穿透力比普鲁卡因强。
4、实验动物的急救
呼吸停止： 人工呼吸 尼可刹米：适用于各种原因的中枢性呼吸 衰竭，每次0.25g~0.5g，静脉注射。 戊四氮：对抗巴比妥类和氯丙嗪过量导致 的呼吸衰竭，每次0.1g，静脉注射或心内 注射 美解眠：对抗巴比妥类和水合氯醛中毒， 每次50mg，静脉缓慢注射
1.横切面 2、矢状面 3、额切面 4、颅侧(前侧) 5、尾侧(后侧) 6、背 侧 7、腹侧 8、内侧 9、外侧 10、口侧 11、 远口侧 12、背侧 13、掌 侧、14、跖侧 15、近端 16、远端 17、轴侧 18、远轴侧
狗躯体各部名称
小鼠的淋巴系统
小鼠乳腺区域
外科手术
大鼠无创血压测量
10、皮下注射(s.c)：颈背部、腋下、腿、 侧腹
11、肌肉注射(i.m)：股部肌肉
12、腹腔注射(i.p)：下腹部腹中线两侧
13、静脉注射(i.v)： 小鼠：尾静脉 大鼠：尾静脉、 阴茎静脉、 舌下静脉、 浅背侧跖静脉
动物实验基本技术和方法
动物实验基本技术和方法
细胞培养与分离
细胞培养技术是实验室中使用最广泛的技术之一，在分子生物学领域中，它是可以在实验室环境控制的条件下培养活细胞的技术。
它是将细胞
及其产物从原始组织中分离出来，使细胞生长、增殖、繁殖，明确细胞形态、核型和功能结构．
细胞培养的基本技术包括：
1.细胞收集技术：通常是用生化组织学技术，以腹腔注射、血液抽取、经鼻粘膜术等从动物身体中取得细胞，在此过程中要避免注射液等外界刺
激引起的炎症反应带来的细胞损伤。
2.细胞的解剖分离：利用生化操作，如断裂、打散等，获得单细胞或
少量细胞的集合。
3.细胞培养和培养条件：细胞培养采用两种培养方式，即细胞培养皿
和玻片培养，一般就细胞培养瓶选用50mlPA金属瓶，玻片培养的固有形
态较好，容易观察到细胞的形态、核型、细胞器以及胞质的结构。
在培养
液中添加一定量的葡萄糖、酮类、低聚糖以及多种微量元素等，另外，还
要控制培养瓶或玻片中使用的氧气浓度，使培养条件趋于理想。
4.细胞实验的操作：此部分包括一些相关技术，如PH信号检测、染
色检测、血清学检测、冷冻封存及免疫检测等。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
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大小鼠灌胃注意点 1. 用灌胃针。 2. 从嘴角处插入，到达咽部后 改变灌胃针的方向，使其与 食管的走向一致，然后顺利 插入。 3. 成年大鼠由于体型较大，不 易保定。办法：
大小鼠灌胃
1）一人保定，一人灌胃
2）操作者抓取后，将大鼠尾部按 在自己的胸部，达到固定尾 部的目的，然后灌胃。 灌胃量：小鼠0.2-0.4ml/10克， 大鼠1.0ml/100克
2. 3. 4. 5.
剪耳（打孔）法：啮齿类小动物 号码钳法：适用于兔、犬等大动物 耳牌法：适用于羊、牛等大家畜 电子芯片植入法：
四、动物被毛的去除方法
1. 剪毛法：用弯头剪逆毛方向剪 适用于各种实验动物 2. 拔毛法：常用于兔的耳缘静脉注射 3. 剃毛法：剃须刀、手术刀 适用于大动物 4. 脱毛法：脱毛剂
（二）动物实验分组设计的基本类型 1.完全随机化设计 2.按体重分层随机区组设计 3.配对设计
（二）按体重分层随机区组设计 先确定实验的组数，将动物称重，按体重的轻重顺序编号，再用随机化 工具，如随机数字表等，将动物随机分配至处理组及对照组。 • 随机区组法举例 • 以用四氧嘧啶诱发小鼠糖尿病模型，用药物进行治疗观察疗效为例， 实验中可分为5组：正常对照组、模型组、药物治疗低剂量组、高剂量 组和已知可治疗糖尿病药物组，每组10只，5雌5雄。按下列步骤进行 分组： 1）雌雄分开：分组时雌、雄动物分开分别进行。 2）用记号笔在小鼠尾巴上随机编1-25号。 3）按编号称重，记录每只小鼠的体重。 4）按动物体重顺序依次重新编号。 5）共5个实验组分成5个区组，每个区组都有5只体重相近的动物。第一区 组5只动物为1、2、3、4、5号，第二区组为6、7、8、9、10号，余类 推。 6）抄录随机数表。抄录数字的个数等于区组数减1，如5个区组就抄录4个 数字。第5个动物无随机数字，其分组为调剂。以后的区组按顺序依次 抄录数字。 7）将小鼠分到各组中。
• 对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程 中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和 动物实验的顺利进行，是动物实验伦理的一个 重要方面。 • 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验 动物的麻醉中绝大多数采用全身麻醉。 • 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康 状况等因素进行综合考虑，决定选用的麻醉剂 和麻醉方法。
• 常用脱毛剂配方 配方1：硫化钠8g溶于100mL水中。 配方2：硫化钠：肥皂粉：淀粉的比例为 3：1：7，再加水调成糊状。 配方3：硫化钠10g和生石灰15g溶于 100mL水中。 • 配方1和2适用于家兔和啮齿类动物的脱 毛，配方3适合给犬脱毛。 • 脱毛后用清水将脱毛区清洗干净。
五、实验动物的麻醉方法
• 成为熟练掌握动物实验操作技 术的能手或专家应该是大学/ 研究所每一个动物饲养管理人 员所追求的目标。
动物实验前的准备
1. 所用动物实验设施是否符合本实验要求 普通设施，清洁级、SPF设施，感染性设施， 有毒有害供试品设施，放射性设施 实验室、手术室 2. 所用实验动物的品种、品系、性别、数量等能 否得到 3. 所需要的动物实验技术是否熟练掌握 4. 所用动物实验器具、试剂是否准备好 5. 所用的仪器设备是否处于可运行状态
0
5 16
2
2 17
4
4 18
2
3 19 1 20
1
1 21
3
3 22
3
4 23
1
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1
1
1
2
4 7
5 2 2
8 8
5 3 3
7 4
5 4 4
5 9
5 4 5 1
7 2
5 2 2
4 0
5 0 5
2 3
5 3 3
6 3
5 3 4 1
三、动物编号常用的标记方法
适用需要个体识别的实验 1. 染料标记法：适合白色被毛的动物，如小鼠、 大鼠、豚鼠、兔等。 黄色：常用3~5%苦味酸溶液 红色：常用0.5%中性红溶液 咖啡色: 2%硝酸银溶液 黑色：煤焦油酒精溶液 优点：简单、易识别 缺点：长期易退色；不能编大号码。
• 全身麻醉简称全麻。全麻是指麻醉药通 过呼吸道吸入、静脉和肌肉注射等途径， 进入实验动物体内，使其产生短时间意 识丧失、痛觉消失、肌肉松弛和反射抑 制等中枢神经系统抑制现象。当麻醉药 从体内排出或在体内代谢破坏后，实验 动物逐渐清醒，不留后遗症。 • 全麻有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途 径，吸入麻醉法用挥发性麻醉药，注射 麻醉法用非挥发性麻醉药。
• 饲养繁殖实验动物的目的是用实验动物作 为人类的替难者进行各种生物医学研究。 一方面随着生物医学的发展，实验动物的 使用量逐年增加，使用种类也逐年扩大； 另一方面从动物福利和动物实验伦理学考 虑，又需要尽量减少一些不必要的动物实 验，特别是人类的宠物诸如猫、犬、猴等 ，或者在不得不做的动物实验中尽可能将 动物的痛苦、压迫和不适降到最低。
六、实验动物的给药方法
• • • 1. 2. 3. 4. 5. 6. 经口给药法 注射法 其它途径给药方法 呼吸道给药 皮肤给药 脊髓腔内给药 脑内给药 直肠内给药 关节腔内给药
• 经口给药 1. 拌入饲料、饮水中自由摄取 优点：省人力 缺点：因个体差异，摄入量不等 2. 灌胃 优点：能准确定量 缺点：给动物造成一定的痛苦，需 熟练掌握技术
• 动物实验的伦理判断标准： 1.必须权衡实验的目和得出的结论与动物由 此而受到的伤害和死亡。 2.必須清楚而且明确「沒有任何替代方法可 达到所做的动物实验的目的」这个前提。 3.必须将动物的痛苦、压迫和不适减到最低 程度。
二、 动物实验是实践性非常强的技术 和方法，不能仅靠书本理论知识，需 要通过反复实践加以掌握。 目的： • 保证实验的顺利进行。 • 减少动物承受的痛苦。
兔灌胃法 采用用固定器一人操作，或 一人保定一人操作法。 操作者用左手拇指和中指挤 压家兔两颊，将下颌挤开使兔 被动张口，右手将开口器从一 侧口角插入口腔并固定，用泡 在水中的14号细导尿管，经开 口器的孔插入，向前推进约 15cm，可达胃内，确认泡在水 中的导管另一端没有冒气泡， 说明没有误入气管，即可注入 药液。灌胃量为每只每次80150mL。
（1）吸入麻醉法 • 常用药物为乙醚、氟烷和异氟烷等。吸入麻醉法有开放 吸入和气管内插管吸入两种方法。 • 开放吸入：适用于啮齿类小动物，可用乙醚、氯仿 小动物吸入麻醉机国外已有售。 • 气管内插管：适用于犬、猴、羊等大动物，氟烷和异氟 烷是最常用的麻醉药。 • 吸入麻醉的优点： 麻醉平稳、安全可靠、 停止吸入后很快苏醒 • 缺点： 需要一定的仪器设备， 注意自身防护。
6.大动物手术时应配备麻醉师，在麻醉过 程中密切观察动物的反应，如血压、脉 搏、呼吸和体温，及时调节麻醉药剂量， 保证手术顺利进行。 7.动物在麻醉期间、手术后至苏醒期体温 会下降，应注意手术室的室温。 8. 注意术后护理。
• 麻醉意外的抢救 原因： 麻醉药速度过快、剂量过大、麻醉过深 后果： 中枢神经系统抑制导致呼吸系统、循环系统功能障 碍，引起呼吸、心跳停止。 抢救方法： 要针对具体情况，采取对症治疗的措施。 1.立即停止供给麻醉剂 2.人工呼吸，吸氧 3.苏醒剂 4.呼吸中枢兴奋剂如可拉明等和心脏和呼吸兴奋剂， 如0.1%肾上腺素适量作心内或静脉注射，静脉滴注50% 葡萄糖溶液等。
兔灌胃法
1. 口服给药 用右手将口服药片 夹在拇指和食指之间， 把左手放在犬的圈套上， 用拇指和食指压着犬的 上唇，用力使犬的头向 后仰，继而把右手中指 放在犬的下颌向下压。 当犬的嘴张大时，快速 把药片放在舌根隆起的 部位，合上犬的嘴，维 持头后仰姿势，右手在 咽喉部轻轻按摩。借助 犬本能的吞咽动作服下 药片。
按体重分层随机区组分组
动物编号 随机数字 除数 1 0 5 5 2 2 7 5 3 8 4 5 4 3 7 5 5 6 4 1 5 7 6 8 5 8 3 8 5 9 5 1 5 10 11 5 6 5 12 9 6 5 13 8 1 5 1 3 14 8 0 5 0 5 4 15
余数
组别 动物编号 随机数字 除数 余数 组别
在国际上被普遍认可的动物福利包括以下 5个 内容，即： 1.应提供给动物满足生长发育和繁衍后代的营养食 物和清洁的饮水，使其免受饥渴。（吃好喝好） 2.应提供给动物适当的栖息之地和饲养场所，使其 能休息和睡眠。（休息好） 3.应提供预防动物疾病和患病后及时诊疗的措施， 使其免受疾病和伤害的痛苦。（健康成长） 4.应提供给动物安静的饲养环境，无刺激动物发生 应激和恐惧的场面和声音。（平静生活） 5.应提供给动物同类一起自由玩耍、表达天性的空 间和自由。（表达天性）
动物实验基本知识 和操作技术
上海中医药大学实验动物中心 汤家铭
进行动物实验操作前必须注意的事
一、动物福利和动物实验伦理问题 什么是动物福利？ • 动物福利是指动物在整个生命过程中应得到人类的保护， 其基本原则是要善待动物，保证动物的健康和快乐。 • 动物福利的提出是基于这样一个观点，即动物与人一样， 有思维、有情感，应当给予与人一样的生存权。 • 台湾学者夏良宙（1990年）把动物福利概括成两句话： 善待活着的动物， 减少动物死亡的痛苦。 应该再加一句：动物死后应得到妥样本数。 重复的主要作用是估计试验误差、降低试 验误差和增强代表性，提高实验结果的精 确度，保证实验结果能在不同个体中稳定 地重复出来。 • 样本数过少，实验处理效应不能充分显 示；样本数过多，又会增加实际工作中的 困难。因此在进行实验前必须确定最少的 样本例数。最少的样本例数可按一般估测 方法确定，也可通过统计学方法进行测算 确定。
大小鼠麻醉法
（2）注射麻醉法 注射麻醉法是使用非挥发性麻醉药进行全麻 的方法。在动物实验中比较常用。 常用麻醉药： 戊巴比妥钠 硫喷妥钠 氯氨酮 乌拉坦 大动物：静脉注射或肌肉注射 啮齿类动物：腹腔注射
• 实验动物麻醉应注意的事项 1. 大动物麻醉之前应禁食。 2. 麻醉之前应准确称量动物体重，作为计算麻 醉剂用量的依据。 3. 应注意不同麻醉药对动物的作用是不同的， 如戊巴比妥钠、硫贲妥钠等能抑制心肌收缩 力，使肌肉松弛，而氯胺酮则相反。 4. 大动物犬、猴、羊等麻醉前半小时应注射麻 醉前给药如阿托品和苯巴比妥钠。 5. 静脉注射麻醉药是必须缓慢，边注射边观察 动物的意识、角膜反射、肌肉紧张性和对疼 痛的反应，达到麻醉要求时应停止注射。