动物实验基本操作
实验动物基本操作
剂量：小鼠约／10g体重。最大致积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大致积为1.0ml/只
注意：在灌胃过程中，防止误插入气管。
动呼吸开始时止。 3.第三期：外科麻醉期， 4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过量。
麻醉措施与麻醉药
麻醉措施：全身麻醉和局部麻醉，经过吸入、 注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、口服、灌 胃等措施使动物麻醉。
常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥钠、 硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多 卡因（局麻），
1、用右手抓住兔颈部旳被毛和皮肤，轻轻 把兔提起。
2、用左手托住兔旳臀部。
(二) 措施2：
器材：兔保定架1个。 环节： 1、打开保定架旳上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架旳上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架旳卡 栓，将兔旳脖子保定。 3、假如兔挣扎，可用手 在它旳背上轻轻抚摩， 使其平静。
三、豚鼠旳抓取保定
器材：大鼠喂养盒+带面罩 l套。 措施环节：
1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。
2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。
3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 不然易造成肝破裂而引起死亡。
四、兔旳抓取保定：
(一) 措施1： 环节：
二、大鼠旳抓取保定：
大鼠旳抓取保定： 器材：大鼠喂养盒 + 面罩 1套。 措施环节：
4-5周内旳大鼠，措施同小鼠。周龄较大旳，则： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将 大鼠提起，放在大鼠喂养盒旳面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部旳头颈皮肤，其他三指和手掌 握住大鼠背部皮肤，完毕抓取保定。
动物实验操作规程
动物实验操作规程1.实验目的和背景动物实验是科学研究的重要手段之一，为了确保实验的准确性和可靠性，制定一套严格的操作规程至关重要。
本文将详细介绍动物实验操作规程，确保实验过程的规范性和实验结果的可信度。
2.实验材料和设备在进行动物实验之前，需要准备以下材料和设备：2.1. 动物实验对象：根据实验目的选择适当的动物，如小鼠、大鼠、兔子等。
2.2. 动物饲料和水：确保给动物提供合适的饲料和饮水，以满足它们的基本需求。
2.3. 实验器械：根据实验需要准备各种实验器械，如手术器械、注射器、天平等。
2.4. 试剂和药物：根据实验设计准备所需的试剂和药物，确保其纯度和质量。
3.实验前准备在进行动物实验之前，需要做好以下准备工作：3.1. 实验环境准备：确保实验室环境的整洁和安静，维持适宜的温度、湿度和光照条件。
3.2. 动物饲养和适应：提前将实验动物饲养在实验室环境中，让它们适应新的环境，保证实验结果的可靠性。
3.3. 实验材料和设备核对：核对所需材料和设备，确保其完整和准备充分。
3.4. 实验方案制定：针对具体实验目的，制定详细的实验方案，包括实验步骤、操作要点等。
4.实验操作步骤根据实验方案和操作规程，按照以下步骤进行实验操作：4.1. 实验前记录：记录实验前动物的基本信息，包括动物种类、数量、性别、体重等。
4.2. 动物准备：根据实验需求，对动物进行体表消毒、麻醉或固定等操作。
4.3. 实验操作：按照实验方案进行具体的实验操作，如注射、取样、观察等。
4.4. 数据记录：在实验过程中，及时记录相关数据和观察结果，确保实验数据的准确性和完整性。
4.5. 实验结束：完成实验后，做好对实验动物的后续处理，如恢复麻醉、放回饲养箱等。
5.实验安全和伦理在进行动物实验过程中，应确保实验操作的安全和伦理合规性：5.1. 安全措施：在实验操作中，严格遵守安全操作规程，做好个人防护，如佩戴手套、口罩等。
5.2. 实验伦理：遵循相关法律法规和伦理原则，确保对动物实验的合理性和必要性评估，并尽量减少对动物的痛苦和伤害。
动物的基本操作方法
（二）豚鼠采血法
1、耳缘剪口采血 2、心脏采血 3、肌动脉采血 4、背中足静脉取血 （三）兔采血法 1、耳静脉采血 2、耳中央动脉采血 3、心脏取血 4、后肢胫部皮下静脉取血 5、股静脉、颈静脉取血
（四）狗、猫采血法 1、后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血 2、股动脉采血 3、心脏采血 4、耳缘静脉采血 5、颈静脉
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的麻醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
➢ 这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。 ➢ 编号的原则：先左后右，从上到下。
（二）烙印法
➢ 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒 精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位 预先用酒精消毒。
（三）号牌法
➢ 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于 颈上。
➢ 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它 们的外表和毛色即可。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
动物实验的基本操作方法
一、动物实验的常用方法
1、复制动物模型法；
2、切开、分离法；
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
机能实验学实验动物基本操作
方法3：肌内给药法
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部位：腹部正中线两侧。 要点： 45度角，落空感，无回血。
适合刺激性小的水溶性药物的用药，啮齿类动物常用给药途径之一。
注射量：小鼠0.2ml-1ml/次； 大鼠1ml-3ml/次。
鼠常用给药方法
2
方法4：腹腔给药法
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要点：麻醉，注射器与血管成10度角； 有回血注入药物。
方法、要点： 同小鼠
鼠常用给药方法
2
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大鼠灌胃法
原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。
方法2：皮下给药法
鼠常用给药方法
2
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部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下。
小鼠皮下给药法
小鼠背部皮下给药法
小鼠颈部皮下给药法
方法：如图。 要点：消毒，锐角；易摆动，无回血。
注射量：次。
机能学实验总论
Diagram
生理学实验动物基本操作
青蛙、蟾蜍的基本操作
常用实验动物（一）
青蛙(frog) 蟾蜍 (toad) 耳后腺 下一页
方法：如图所示。 注意：两侧耳部突起之毒腺，勿挤压。
此固定法适合可破坏其脑和脊髓和淋巴囊注射。
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蟾蜍捉拿和固定方法
破坏脑和脊髓
脑脊髓完全破坏的标志： 下颌呼吸运动消失；反射消失；四肢松软。
方法1：灌胃法
鼠常用给药方法
+
2
规格：
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灌胃器： 注射器 + 灌胃针
方法：双手捉拿。 要点： 1.左手抓取和固定,腹部朝上，颈拉直。 2.针头口角入口，口腔与食管成直线; 落空感，负压感觉。
鼠常用给药方法
2
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动物实验技术动物实验的基本操作
动物实验技术动物实验的基本操作动物实验是科研和医学领域常用的手段，用于评估新药、疫苗、治疗方法和理解生物学机制等。
但是，动物实验是具有伦理争议的，因为涉及到动物权益和福利。
因此，在进行动物实验时，需要遵循一定的伦理原则和严格的实验操作。
以下是动物实验的基本操作：1.实验动物的选择：在选择实验动物时，需要根据研究目的和方法来选择适合的动物模型。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等。
2.动物的饲养和管理：实验动物需要提供适宜的饲养环境，包括合适的温度、湿度和气流等，并提供适宜的饮食和水源。
此外，实验动物还需要定期检查其健康状态，并按照相关规定进行处理。
3.实验操作的准备：在进行动物实验前，需要准备好实验所需的器械、药物和试剂等。
此外，还需要制定详细的实验方案，确定实验的具体步骤和时间，以确保实验的可重复性和准确性。
4.麻醉和镇痛：在进行动物实验时，有时需要对实验动物进行麻醉或镇痛，以减轻它们的痛苦和压力。
这需要根据具体的实验操作来选择合适的麻醉和镇痛方法。
5.试验操作：根据实验目的和方法，进行相应的操作，如采集血液、组织和器官，注射药物，进行手术，观察行为等。
在进行试验操作时，需要注意操作的准确性和规范性，以保证实验结果的可靠性。
6.数据记录与分析：在进行动物实验时，需要对所得到的结果进行准确的记录，并进行数据的分析和统计。
这将有助于研究者对实验结果进行解读和理解，并做出相应的结论。
7.实验结束和动物处理：在实验完成后，需要根据相关规定对实验动物进行处理。
对于无疾病和伤残的动物，可以选择放归或继续饲养。
对于疾病严重或造成较大伤害的动物，可以选择安乐死或处理。
总而言之，动物实验是一项复杂的科研工作，需要研究者具备较高的科学素养和操作技能。
在进行动物实验时，需要始终将动物福利放在首位，并遵循严格的伦理和法规要求，以确保实验的科学性和可靠性。
实验三实验动物基本操作技术
实验三实验动物基本操作技术实验动物基本操作技术是指针对实验动物进行各项操作的技术，包括动物的饲养、标记、采血、给药等各种操作。
掌握这些基本操作技术对于进行科学实验具有重要的意义，可以提高研究者的实验效率和准确性，同时也对动物的福利和健康起到保护作用。
首先是实验动物的饲养技术。
为了确保实验的可靠性和准确性，需要提供良好的饲养环境。
饲养环境应包括适当的温度、湿度、光照条件以及合理的动物密度等。
同时，对饲料和饮水的供给也需要精细控制，以确保实验动物的健康状态。
其次是实验动物的标记技术。
在一些研究中，需要对实验动物进行标记，以便对不同个体进行追踪和区分。
常见的标记方法有耳标、尾标、颈圈等。
标记时需要注意对动物的身体造成的影响要尽量减小，并确保标记牢固不易脱落。
第三是实验动物的采血技术。
从实验动物体内获取血液样本是许多实验研究的重要环节。
常见的采血方法有尾静脉采血、静脉窦采血等。
在采血前需要对动物进行适当的镇静和固定，以减少动物的痛苦和不适。
最后是实验动物的给药技术。
在一些研究中，需要给实验动物注射药物或其他物质。
给药的方法有多种多样，如皮下注射、静脉注射、腹腔注射等。
在给药之前需要准确计量药物剂量，并根据动物的体重和个体差异进行相应的调整。
除了上述基本操作技术外，还需要掌握一些相关的安全操作技巧。
在进行实验动物操作时，需要佩戴适当的个人防护装备，如手套、口罩等，以防止对自身造成伤害或感染风险。
同时，也需要遵守相关的实验动物伦理规范和法律法规，确保实验动物的福利和权益。
总之，掌握实验动物基本操作技术是进行科学实验的基础，能够提高实验研究的效果和准确性。
在实验动物操作过程中，需要注重动物福利和健康，遵循伦理规范和法律法规，以保护动物的权益和福利。
只有持续学习和不断实践，才能熟练掌握这些技术，使其发挥最佳效果。
动物实验的基本操作技术实验报告
动物实验的基本操作技术实验报告一、实验目的动物实验是生物医学研究中不可或缺的一部分，通过本次实验，旨在掌握动物实验中常见的基本操作技术，包括动物的抓取、固定、麻醉、给药、采血、处死等，为后续的科研工作打下坚实的基础。
二、实验材料1、实验动物：小白鼠若干只2、实验器材：鼠笼、手套、镊子、注射器、酒精棉球、手术剪、止血钳、麻醉剂等3、实验药品：生理盐水、阿托品等三、实验方法与步骤（一）动物的抓取与固定1、小白鼠的抓取戴上手套，用右手轻轻抓住鼠尾，将其提起，置于鼠笼盖上。
待小白鼠向前爬行时，迅速用左手拇指和食指捏住其两耳及颈部皮肤，将其提起。
2、小白鼠的固定可采用仰卧位固定，将小白鼠仰卧在固定板上，用大头针或橡皮筋穿过其四肢的掌蹠部，固定在板上。
也可采用俯卧位固定，将小白鼠俯卧在固定板上，用大头针或橡皮筋穿过其四肢的掌蹠部，固定在板上。
（二）动物的麻醉1、腹腔注射麻醉抓取固定好小白鼠后，用酒精棉球消毒其腹部皮肤。
以 45 度角将注射器针头刺入小白鼠的腹腔，缓慢注入麻醉剂，注意观察小白鼠的反应，直至其进入麻醉状态。
2、吸入麻醉将小白鼠放入含有麻醉剂的密闭容器中，观察其呼吸和反应，待其麻醉后取出。
（三）动物的给药1、腹腔注射给药按照上述麻醉时的腹腔注射方法，将药物缓慢注入小白鼠的腹腔。
2、灌胃给药用特制的灌胃针，从小白鼠的口角插入，沿咽后壁缓慢插入胃内，注入药物。
（四）动物的采血1、眼眶后静脉丛采血抓取固定好小白鼠，使其头部向上。
用左手拇指和食指抓住其颈部皮肤，使眼球突出。
用毛细吸管从内眦部刺入眼眶后静脉丛，吸取血液。
2、尾尖采血用酒精棉球消毒小白鼠的尾尖。
用手术剪剪去尾尖 2-3mm，让血液自然流出，用吸管吸取。
（五）动物的处死1、颈椎脱臼法抓取固定好小白鼠，用左手拇指和食指捏住其头部，右手拉住鼠尾用力向后上方拉，使颈椎脱位，导致脊髓横断而死亡。
2、过量麻醉法给小白鼠注射过量的麻醉剂，使其呼吸心跳停止而死亡。
实验动物基本操作
实验动物基本操作实验动物的基本操作是指研究人员在实验过程中对实验动物进行的一系列的处理和操作，包括动物的饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作旨在确保实验动物的福利和健康，并获得可靠的实验结果。
下面将详细介绍实验动物的基本操作。
一、饲养管理实验动物在实验室内饲养，需要提供一个适宜的环境，包括合适的温度、湿度以及光照等。
同时，饲养箱需要保持干净，并定期清洁和消毒，以防止疾病传播。
此外，实验动物的饲养还需要提供合适的饲料和饮水，以确保其获得足够的营养和水分。
二、实验操作实验操作是指在实验过程中对实验动物进行的各种处理和操作。
例如，研究人员可以进行注射、给药、采集样本以及进行手术等操作。
在进行这些操作之前，研究人员需要进行充分的准备工作，包括准备好所需的设备和试剂、制定操作计划、选择合适的实验动物等。
在操作过程中，需要注意操作的准确性和规范性，以确保实验的可靠性和结果的准确性。
三、观察记录观察记录是指在实验过程中对实验动物的行为、生理指标以及实验结果进行详细的观察和记录。
观察内容可以包括实验动物的活动行为、食欲、体重变化、皮肤状况、尿液和粪便等生理指标，以及实验结果的出现和变化等。
观察记录对于监测实验动物的福利和健康状况，以及评估实验结果的可靠性和有效性非常重要。
四、实验结束后的处理实验结束后，研究人员需要对实验动物进行相应的处理。
首先，需要对动物的健康状况进行评估，以确定动物是否需要进行进一步的治疗或处置。
对于实验结束后还存活的动物，可以选择继续饲养或进行其他研究。
对于实验结束后不再需要的动物，可以选择安乐死或进行人道性处置，以确保动物的福利。
总之，实验动物的基本操作是实验过程中的重要环节，包括饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作的规范和准确性对于保障实验动物的福利和健康，以及获得可靠的实验结果非常重要。
研究人员应该在进行任何实验操作之前，进行充分的准备工作，并遵循相关的伦理原则和操作流程，以确保实验的安全性和可信度。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
实验动物基本操作
2、固定板固定：方法与小鼠固定板固定相同， 只是需选择更大一些的固定板。
3、固定器（盒）固定：方法与小鼠固定器（盒） 固定相同，只是固定器较小鼠的大。同样适用 于大鼠尾静脉注射。
• 动物实验时，当使用的动物数或实验分组数大于1 时，需要对动物个体间或组间区别开来，就需进 行编号与标记。因此编号与标记的目的就是动物 个体与组别的识别。
• 标记的方法很多，良好的标记方法应满足：号码 清楚、持久、简便易认和适用，不影响实验结果 ，对动物的刺激小，标记物对动物无毒性。编号 方法无定法，原则是使实验者能够识别动物个体 和组别。
兔子固定板固定
五、实验犬
（一）抓取 对未经驯服和调教的外购犬抓取时，可用特制的 长柄铁钳夹住犬的颈部，由另一人用布带或粗绳 缚其嘴，并将布带、绳固定在狗耳后颈部，防止 脱落 。
（二）固定
实验台固定：用特制的长柄铁钳夹住犬的颈 部后，麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上， 再用粗棉带（绳）固定四肢于实验台上。并将 犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、 胸、腹、四肢等部位的实验，俯卧位适用于脑、 背部位的实验。
（二）固定
1、徒手固定：用一只手抓住兔的颈背部皮肤，另 一只手抓住兔的两后肢，固定在实验台上。
也可以坐在椅子上用一手抓住兔颈背皮肤和两耳， 大腿挟住兔的后半身，用另一只手抓住两前肢将 兔固定。此固定方法适用于腹腔、肌肉注射，及 经口给药。
2、固定盒固定 ：此固定方法适用于头、耳部位实 验。
3、固定板（台）固定：此固定方法可使兔俯卧、 仰卧或侧卧固定，适宜于兔头、颈、躯干手术 及其它实验操作。
动物基本操作实验报告
一、实验目的1. 熟悉和掌握常用动物实验操作技术。
2. 了解动物实验过程中应注意的问题，确保实验安全。
3. 提高动物实验操作技能，为后续实验研究打下基础。
二、实验时间2023年X月X日三、实验地点实验室四、实验材料1. 实验动物：成年小白鼠2. 实验仪器：手术显微镜、解剖刀、镊子、剪刀、缝合针、生理盐水、碘伏等3. 实验药品：抗生素、止痛药等五、实验方法1. 实验动物的选择与处理选择健康的成年小白鼠作为实验动物，观察其外观、活动状态等，确保动物处于良好状态。
实验前对动物进行编号，并给予适量食物和水。
2. 实验动物麻醉采用戊巴比妥钠进行腹腔注射，剂量为50mg/kg体重。
观察动物反应，待动物麻醉后进行手术操作。
3. 实验动物解剖（1）解剖部位：选择腹部作为解剖部位。
（2）解剖方法：用手术刀在腹部正中线切开皮肤，暴露腹壁肌肉。
用镊子将肌肉向两侧牵拉，暴露腹膜。
（3）解剖内容：观察腹膜下器官，如肝脏、胃、肠等。
4. 实验动物手术操作（1）手术部位：选择肝脏作为手术部位。
（2）手术方法：在肝脏表面用手术刀切开一小口，暴露肝脏表面。
用镊子将肝脏表面血管钳夹，切断血管，防止出血。
（3）缝合：用缝合针将肝脏切口缝合，注意缝合技巧，确保缝合紧密。
5. 实验动物恢复手术完成后，将动物放回笼中，给予适量食物和水。
观察动物恢复情况，如活动状态、食欲等。
六、实验结果1. 实验动物麻醉成功，无麻醉意外发生。
2. 实验动物解剖过程顺利，无损伤动物内脏。
3. 实验动物手术操作过程顺利，无手术并发症发生。
4. 实验动物术后恢复良好，无感染、粘连等并发症。
七、实验讨论1. 本实验中，动物实验操作过程较为顺利，说明实验动物选择合理，实验方法可行。
2. 在实验过程中，严格遵守动物实验操作规范，确保实验安全。
3. 本实验为动物基本操作实验，为进一步开展动物实验研究奠定了基础。
八、实验总结1. 本实验熟练掌握了动物实验操作技术，为后续实验研究提供了技能支持。
动物实验基本操作方法课件
动物实验基本操作方法课件
(五)静脉注射 ⒈大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。
大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前， 先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等 物代替)，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于45~50℃的温水中浸泡几分 钟或用75％酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质 的目的。开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已 进入静脉，同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。如出现白色 皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射完，取一棉球或纱布 用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始， 另外，左右两根血管可交换选择使用。
4．局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组 织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。
5．椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导， 使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊 等)，常用药为普鲁卡因、可卡因等。
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三、动物麻醉的注意事项
1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
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五、犬、猫等的抓取与固定
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六、实验动物的编号与标记方法
在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。 标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要 求，现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料， 在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。 编号的一般原则是：“先左后右，先上后下。”
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动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识）【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】一、小鼠的捉拿1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。
左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。
右手可行注射或其它操作。
2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。
勿固定过紧造成窒息死亡。
进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。
将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。
二、大鼠的捉拿4-5周内的大鼠，方法同小鼠。
周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。
2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。
3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。
三、性别判定小鼠、大鼠性别判定（1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。
（2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
四、动物的标记小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。
2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。
3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。
4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。
【思考题】1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？动物实验基本操作二（给药途径、采血）【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、采血实验顺利进行，要掌握根据不同的情况进行动物给药以及采血的正确方法。
【实验对象】SD大鼠（180-250g），KM小鼠（18-22g），雌雄各半。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、长钉、细绳、防护手套,灌胃针，注射器（1ml,5ml）、棉球，剪毛剪、手术剪、手术刀、采血管、弯头镊子药品：生理盐水、75％酒精棉球，一次性采血管，一次性EP管【实验步骤】一、给药途径1、大、小鼠的灌胃法用左手固定鼠，右手持灌胃器(安好灌胃针并已吸好药物)，将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔，压迫鼠的头部，使口腔和食管成一直线，轻轻转动针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，如果动物挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，重新插入。
灌胃针前端达到膈肌水平，即可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进入胃内。
如不通畅，且动物挣扎厉害，须拔出重新操作。
2、皮下注射左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。
3、肌肉注射选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如臀部或股部。
（肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射）4、腹腔注射A、左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。
B、右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3-5mm。
C、再使针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。
5、静脉注射（尾静脉注射）A、大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。
注射前，先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替).B、拔去尾部静脉走向的毛，用75％酒精棉球反复擦拭鼠尾，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。
C、尽量从静脉的远心端刺入血管，回一下血，将药液缓慢注入。
D、注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。
二、采血1、心脏采血将动物仰卧固定在鼠板上，剪去胸前区部位的被毛，消毒。
在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手持注射器选择心搏最强处穿刺。
当针穿刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量自动进入注射器。
如不需保留动物存活时，也可麻醉后切开动物胸膛，直接用注射器刺入心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
2、摘眼球采血用左手抓住动物颈部皮肤，并将动物轻压在实验台上，稍微侧卧，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，使动物眼球突出并充血，用弯头镊子迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
3、眶静脉丛（窦）采血将动物麻醉，采用侧眼向上固定体位，用左手拇指和食指从背部较紧地握住大（小）鼠颈部。
取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，是头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。
【注意事项】1、掌握方法，胆大心细，做好防护。
2、常用灌胃量：小鼠：0.2～1ml, 大鼠1～4ml3、摘取眼球采血法一般可取约为小鼠体重4-5%的血液量。
【思考题】1.如何熟练掌握大小鼠的给药途径和采血方法？动物实验基本操作三（安乐死）【实验目的】在科学应用和教学实验中，因实验终结、研究所需提供血液或其他组织脏器、不适合繁殖或者是当动物的疼痛与窘迫程度超过预期等情况下，需要我们以人道的方式使动物死亡，使动物在最低程度的疼痛、恐惧，并在最短的时间内失去知觉和痛觉。
【实验对象】KM小鼠，雌雄各半，体重18-22g。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、注射器（1ml）、棉球，剪毛剪、手术剪、手术刀、采血管、弯头镊子、烧杯100ml、方木板药品：吸入性麻醉剂、注射型麻醉剂、75％酒精棉球【实验步骤】1、颈椎脱臼法用拇指和食指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾（鼠尾根部），用力往后上方一拉，使颈椎脱臼，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。
2、放血法麻醉动物后，将动物股、颈动脉、静脉全切断，血液立即喷出；用一块湿纱布不断擦去股动脉切周围处的血液和血凝块，同时不断的用自来水冲洗流血，使股动脉切口处保持畅通，动物3～5分钟内即可致死。
3、药物致死法A、药物吸入药物吸入是将有毒气体或挥发性麻醉剂，被动物经呼吸道吸入体内而致死，将KM小鼠放入含有乙醚的密封烧杯中，3-5分钟后可死亡B、药物注射将药物（腹腔注射硫酸镁）通过注射的方式注入动物体内，使动物死亡【注意事项】1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护、克服心理紧张等因素【思考题】1.安乐死的意义是什么？实验二家兔的气管及动脉插管实验目的1.学习捉拿家兔的正确方法和固定。
2.掌握常用手术器械的正确使用方法。
3.学习动物实验的基本操作技术，包括麻醉、切口与止血、气管插管术、颈动脉插管术实验对象健康家兔,雌雄均可,体重2.0～2.5Kg实验内容1.家兔的捉拿、麻醉与固定2.颈总动脉、神经等的分离技术3.气管插管4.动脉插管器材与药品器材：兔手术台、哺乳类动物手术器械一套、三通、动脉夹、动脉插管、气管插管、纱布、棉线、注射器、绑腿带、污物杯。
20%氨基甲酸乙酯溶液(乌拉坦，4-5ml/kg体重，麻醉用)步骤和方法一、家兔的捉拿与称重1、家兔的捉拿：右手抓住家兔颈背部皮肤，轻轻将家兔提起，迅速以左手托住其臀部，使家兔体重主要落左掌心上，以免损伤动物颈部。
注意点：家兔一般不咬人，但脚爪锐利，在挣扎易抓伤捕捉者，所以捕捉时要特别注意其四肢。
2、家兔的称重：将家兔放在婴儿秤上，待家兔安静的时候观察体重并记录。
注意点：(1)调零(2)切勿使劲按压称面二、家兔的麻醉1、麻醉药的注射如图1：助手的一侧上肢弯曲与同侧的躯干夹住家兔的后半部位，同时该侧的手托住家兔的腹部，另一只向上抓住家兔的颈背部，充分暴露耳背外缘耳缘静脉。
实验者的左食指、中指轻夹耳根部使静脉充盈，从远心端以30℃角度进针刺入静脉后顺血管平行方向深入1cm，左手拇指、食指在刺入部位将针头与兔耳固定，即可注入麻醉药。
2、麻醉效果判定：可以通过观察动物呼吸平稳深慢、角膜反射迟钝或消失、肢体肌肉松弛、皮肤夹捏反射消失四方面来判定是否达到理想的麻醉效果三、家兔的气管与动脉插管1、仰卧固定：头部用一根粗棉线拉住兔的两只门齿后栓在兔板的铁柱或固定于钩上。
两前肢平直放在胸腰部两侧,用粗棉绳的一端缚扎腕关节以上部位,缚绳从背后左右交叉穿过,压在对侧前肢的前臂上,再紧扎于兔板两侧的木钩上,两后肢左右分开, 缚绳扎踝关节以上部位,另一端分别固定于兔板后两侧的木钩上，如下图2。
2、气管插管操作要点1）用手术刀时，先用手或器械使两侧组织牵拉紧张情况下，以刀刃作垂直的轻巧的切开，不要作刮削的动作。
2）气管插管术操作要点（）：①颈部正中切开皮肤，钝性分离暴露气管、穿线备用。
②于气管中段第三或第四软骨环上向头端作一纵向倒“T”形切口。
③将气管导管由切口向胸部方向插入气管腔内。
④在气管软骨环之间进行结扎，并将棉线固定于插管分叉处。
3、动脉插管操作要点①于气管一侧小心分离颈总动脉约3cm穿两线备用。
②远心端结扎、近心端用动脉夹夹紧。
③用眼科剪与血管呈45℃的角度从远心端开始在向心一侧剪开管壁的1/3。
④插管前导管和压力换能器的肝素化。
⑤插管后结扎固定。
注意事项1、麻醉动物时,注射速度先快后慢, 边注射边观察动物麻醉指征。
如麻醉过浅, 动物挣扎时可适量追加麻醉药, 切忌麻醉过深引起家兔死亡；2、手术过程中操作应轻柔,尽量避免不必要的损伤和出血；3、手术时, 切开颈部皮肤后, 尽量钝性分离, 以免损伤血管；4、气管插管前，应注意止血，并将气管分泌物清理干净；5、动脉导管的插入端要光滑，不能过尖，以防刺破动脉壁，引起大出血。
6、未扎紧动脉插管前不要松动动脉夹。
实验三、实验性肺水肿【实验原理与目的】肺水肿是临床上常见的危重症之一，肺水肿是指过多的液体积聚在肺间质或溢入肺泡腔内的病理状态。
当肺毛细血管流体静脉压增高、血浆胶体渗透压降低，肺微细管壁通透性增高、肺淋巴回流障碍等因素的某个或多个同时或相继作用，一般水肿液先在组织间隙中积聚，形成间质性肺水肿，然后发展为肺泡性肺水肿。