动物实验基本操作技术 (2)
动物实验技术2常用实验动物兔、犬、猴
体
爱美尔球虫 Eimaria spp.
动
卡氏肺孢子虫 Pneumocystis carinii
物
全部蠕虫 All Helminths
动物种类 豚鼠 地鼠 兔
● ●● ● ●●
○
○
○○
●
● ●●
鞭毛虫 Flagellates 纤毛虫 Ciliates
●●● ●
无任何可检测到的寄生虫
注：●必须检测项目，要求阴性；○必要时检测项目，要求阴性。
家兔颈部有减压神经独立分支。颈部神经血管束中 有三根粗细不同的神经，最粗白色为迷走神经，较 细灰白色为交感神经，最细为减压神经。
正常体温39,5℃，体温变化灵敏。
5、感觉器官
耳廓大，表皮很薄，血管清晰，便于血管注射和 采血。
家兔眼球巨大，是眼科研究中最常用的动物。虹 膜内色素细胞决定眼睛的颜色，白色兔眼睛的虹 膜缺乏色素，眼内由于血管内血色透露，所以看 起来是红色。
种公兔编号等）。
注意事项 1、有疾病种兔如阴部炎、脚癣、乳房炎不得交
配。 2、交配前提前2小时喂食，不要过饱，交配时要
将笼中食具拿走，将母兔轻轻放入公兔笼中。 3、配种季节和时间:冬春两季在中午前后，夏秋
物
Disease Virus (RHDV)
●● ●
仙台病毒 Sendai Virus (SV)
小鼠肺炎病毒 Pneumonia Virus of Mice
●
(PVM)
●
呼肠孤病毒Ⅲ型 Reovirus type Ⅲ (Reo-3)
轮状病毒Rotavirus （RRV）
● ● ●
●
无任何可查到的病毒
● ●●
原
物 小肠结肠炎耶尔森菌 Yesinia enterocolitica
动物实验的基本操作
在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。
掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤， 同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。
一、实验动物的捉拿与固定方法在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、 捉拿与固定方法依次予以介绍。
1. 小鼠捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，拉尾（图5-1），用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直 四肢并用左手无名指压紧尾和后肢 （图5-2），右手即可作注射或其他实验操作。
取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上（图5-11）。
2. 大鼠方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。
用右手将鼠尾抓住提起，较粗糙的台面或鼠笼上， 抓住鼠尾向后轻拉， 左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤， 三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住， 个鼠固定在左手中， 右手进行操作。
若进行手术或解剖， 则应事先麻醉或处死，然后用棉线 活结缚四肢，用棉线固定门齿， 背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可 将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
3. 豚鼠豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部， 对于体型较大或怀孕的豚鼠， 可用另一只手托住其臀部（图5-3、图5-4）。
蛙、家兔和犬，现分别就其 在其向前爬行时，右手向后图5-1图5-2放在余下 将整5-4图5-34. 蛙和蟾蜍用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。
根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。
抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。
动物实验的基本操作技术-2
动物实验的基本操作技术-25．非纯系动物(no-sheer series)一般是指任意交配繁殖的杂种动物。
此类动物具有生命力旺盛、适应性强、繁殖率高、生长快、易于饲养管理等优点。
其缺点是个体差异大、反应性不规则、实验结果的重复性差。
由于其中包含有最敏感的与最不敏感的两种极端的个体，因此适用于筛选性实验。
杂种动物比较经济、教学实验中最常用。
（二）按微生物控制分类根据实验动物所携带其它生命体的情况，目前我国将实验动物分为四个等级，即一级：普通动物；二级：清洁动物；三级：无特定病原体动物(SPF动物)；四级：无菌动物(GF动物)和悉生动物（GN动物）。
1．普通动物（common animals）：饲养在开放环境中，未经积极的微生物控制，不携带人兽共患病和动物烈性传染病病原体的动物。
2．清洁动物（clearing animals）：是除一级动物应排除的病原外，不携带对动物危害大和对科学研究干扰大的病原体的动物。
3．无特定病原体动物(SPF动物)无特定病原体动物简称SPF动物：是指除一、二级动物应排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原体实验动物。
4．无菌动物（GF）是指体表、体内任何部位均检不出微生物、寄生虫的实验动物。
此种动物系在无菌条件下剖腹取出。
在无菌、恒温、恒湿的条件下饲养。
食物与饮料全部无菌。
5．悉生动物（GN）是指在无菌动物体内，移入一种或几种已知微生物后的动物。
悉生动物繁殖饲养条件复杂、价格昂贵，故不适用于教学，但对某些生物医学研究具有重要的意义。
普通动物和清洁动物因价格较低，常常用于教学实验。
实验动物的选择一、种属的选择( genus excerpt)根据不同的实验目的，选择相应的种属。
不同种属的动物对于同一疾病的刺激是有不同的反应程度的。
例如在进行过敏反应或变态反应实验时，应首选豚鼠，而做发热、热原检定、解热药的实验时应选择家兔、犬。
家免、大白鼠常用于高血压研究、小白鼠则宜进行各类肿瘤的实验研究。
动物实验技术 动物实验的基本操作
5 4
6
2、家兔：
方法：首先固定家兔，再将扩口器放入口中，置于上，下门齿 之后，将14号导尿管从扩口器中央的小孔通过，沿咽后壁插 入食道。插入后，应检查导尿管是否确实插入食道，可将导尿 管外端的口入一只盛满水的烧杯中，如无气泡产生，表明导尿 管被正确插入胃中，再将导管与注射器相连，注入药液。
Oral feed
第 二 节 实验动物的选择原则
选择什么样的实验动物是医学科学研究工作 中一个重要环节，因为在不适当的动物进行实验， 常可导致实验结果的不可靠，甚至使整个实验徒 劳无功，直接关系到科学研究的成败和质量。
一、查阅文献，加强交流： 通过充分地查阅文献，可了解本领域、本 项目以往使用的实验动物情况及其研究结果， 有利于充分利用前人的研究成果、研究思想， 避免重复研究。 传统应用的实验动物是科技工作者长期以来 实践经验的积累，各个专业、各个课题都有自 己常用的动物品和品系。
Blood Collection From Cardiac Puncture in Mouse
（二）家兔的采血： 1、耳缘静脉采血 2、心脏取血 3、颈动脉
Small blood samples can be collected from a lateral ear vein.
Slide 30.
兔耳缘静脉注射，取血时，可在其耳内面 局部拔毛。
（三）脱毛法：用于手术前动物皮肤局部脱毛。 方法： 首先剪短动物被毛。然后涂脱毛剂，2-3分钟后用温 水清洗干净，最后涂上一层油脂。 脱毛剂的配制： 下列3种方法适用于小鼠，小鼠和家兔。 1、硫化纳3克+肥皂粉1克+淀粉7克+水适量，调成糊状。 2、硫化纳8克+淀粉7克+糖4克+甘油5克+硼砂1克+水 75毫升 3、硫化纳8克+水100毫升
2015-动物实验基本操作
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识）【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】一、小鼠的捉拿1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。
左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。
右手可行注射或其它操作。
2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。
勿固定过紧造成窒息死亡。
进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。
将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。
二、大鼠的捉拿4-5周内的大鼠，方法同小鼠。
周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。
2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。
3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。
三、性别判定小鼠、大鼠性别判定（1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。
（2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
四、动物的标记小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
实习二 动物实验的基本操作技术
实习二动物实验的基本操作技术一、实训目的：掌握常用实验动物的捉拿、保定方法，为临床诊疗工作打下基础。
二、器材准备：灌胃导管，一次性注射器，小鼠灌胃器，药勺，酒精棉球，脱脂棉，生理盐水，实验动物（家兔、小白鼠）三、方法步骤1、兔的捉拿和保定方法：连同耳部抓取兔颈背部毛皮一起提起，然后用另一只手托住兔臀部使其体重主要落在这只手上。
兔一般不咬人，但其爪锐利，当挣扎时，极易抓伤操作人员，故应防避其四肢的活动。
另外，不能只提兔双耳或双后腿，也不能仅抓腰、提背部皮毛，以避免造成耳、肾、颈椎的损伤或皮下出血．麻醉后的兔的保定一般采用盒式保定架或台式保定架，这类保定方法适用于采血、注射、外科手术等。
绑缚兔四肢时，应将粗棉带打成活结，不能系死结，以免在紧急情况下迅速松绑困难，造成动物四肢骨折或其它部位的损伤。
上图家兔抓取方法中，1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾，2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓取方法。
颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
附：毛巾保定法（1）将兔置于一条大毛巾的中央，用毛巾的一角确实地裹住兔的颈部和一条前腿，用毛巾的另一角再确定裹住兔。
只把头留在外面2.小鼠的捉拿、保定捉拿小鼠的方法是，从笼盒内将小鼠尾部捉住并提起，放在笼盖（或表面粗糙的物体）上，轻轻向后拉鼠尾，在小鼠向前挣脱时，用左手（熟练者也可用同一只手）拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动物在手中的姿势。
这类捉拿方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等。
如若进行心脏采血、解剖、外科手术等实验时，就必须要固定小鼠。
使小鼠呈仰卧位（必要时先进行麻醉），用橡皮筋将小鼠固定在小鼠实验板上。
如若不麻醉，则将小鼠放人保定架里，固定好保定架的封口。
注意事项：抓取实验动物时注意安全，不要被动物咬伤。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
实验八 动物实验基本操作
实验动物的麻醉
常用麻醉药物 挥发性、非挥发性和中药麻醉药 乙醚 、氯仿 巴比妥类 遇空气、光和热便分解 ①戊巴比妥钠 ②硫喷妥钠 氨基甲酸乙酯(又名乌拉坦、脲酯等) 氨基甲酸乙酯(又名乌拉坦、脲酯等) 氯醛糖 久置易沉淀而失效
麻醉方法与麻醉剂的用量
全身麻醉 吸人麻醉：常用的有乙醚 注射麻醉：常用麻醉药有戊巴比妥钠、氨 基甲酸乙酯、氯醛糖等。主要给药途径为 静脉、腹腔、肌肉和皮下淋巴囊。 局部麻醉 常用于表层手术时。可用1％普 常用于表层手术时。可用1 鲁卡因
青蛙和蟾蜍 属两栖纲、无尾目类动物。其 心脏离体后，仍可有节律地跳动，可应用 于检验心功能的实验。蛙舌及肠系膜是观 察炎症和微循环变化的良好标本。在水肿、 肾功能不全的模型中常采用该类动物。
实验动物的捉拿与固定
家兔性情温顺，较易捕捉，但脚爪较尖，应避免 被其抓伤。 自笼内取出时，应从头前阻拦它跑动，勿使受惊， 兔便匍匐不动。此时，用右手抓住颈部的被毛与 皮(此处皮较厚)将其提起，然后用左手拖住其臀 此处皮较厚) 部，使兔身的重量大部分落于左手上。 此法在实验室最为常用，抓耳、提抓腰部或背部 是不正确的。 应将麻醉后的兔以仰卧位固定于兔手术台上。 方法是先用固定带将兔四肢绑好，分别系在踝关 节以上，然后将头部用兔头固定器固定。
常用的生理盐溶液及药品
任 氏 液：两栖类 生理盐水：哺乳类 生理盐水： 麻 醉 剂：20%乌拉坦 ，1g /Kg 体重 乌拉坦 肝素， 抗 凝 剂：0.5%肝素，动脉插管 肝素
实验操作技术
离体实验法和在体实验法 急性实验和慢性实验
常用手术器械
1．手术刀 主要用于切开皮肤或脏器。常用手术刀为刀柄和刀片组 合式，也有刀柄和刀片相连的。根 据手术的部位与性质， 可以选用大小、形状不同的手术刀片。常用的执刀方法有 4种： (1)执弓式 这是一种常用的执刀方法，动作范围广而灵活， (1)执弓式 用于腹部、颈部或股部的皮肤切口。 (2)执笔式 此法用力轻柔而操作精巧，用于切割短小而 (2)执笔式 精确的切口，如解剖神经、血管，作腹膜小切口等。 (3)握持式 常用于切割范围较广、用力较大的切口，如 (3)握持式 切开较长的皮肤、截肢等。 (4)反挑式 此法多使用刀口向弯曲面的手术刀片，常用 (4)反挑式 于向上挑开组织，以免损伤深部组织。
动物实验基本操作
-动物实验基本操作————————————————————————————————作者: ————————————————————————————————日期：ﻩ动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识)【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物,要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠,雌雄各半,体重180-２50g。
【实验器材和药品】器材:鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套药品：苦味酸80％~9０%酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】一、小鼠的捉拿1、徒手固定:用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
向后上方轻拉，此时,小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。
左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心,并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤,无名指压住小鼠尾根部,将其固定于手中。
右手可行注射或其它操作。
2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴,该类容器能够压住尾部,避免其活动。
勿固定过紧造成窒息死亡。
进行腹腔手术或心脏采血时,先准备一个１5－20cm的方木板,边缘钉入五颗钉子。
将小鼠四肢分别用２0-30cｍ的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳,也固定在钉子上,达到完全固定。
二、大鼠的捉拿ﻫ４－5周内的大鼠,方法同小鼠。
周龄较大的，则:１、首先戴好防护手套。
２、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起,放在大鼠饲养盒的面罩上。
3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部,稍加压力向头颈部滑行。
4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤,完成抓取保定。
三、性别判定小鼠、大鼠性别判定(1)幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀,外生殖器与肛门间隔长的是♂。
实验动物基本操作
2、固定板固定：方法与小鼠固定板固定相同， 只是需选择更大一些的固定板。
3、固定器（盒）固定：方法与小鼠固定器（盒） 固定相同，只是固定器较小鼠的大。同样适用 于大鼠尾静脉注射。
• 动物实验时，当使用的动物数或实验分组数大于1 时，需要对动物个体间或组间区别开来，就需进 行编号与标记。因此编号与标记的目的就是动物 个体与组别的识别。
• 标记的方法很多，良好的标记方法应满足：号码 清楚、持久、简便易认和适用，不影响实验结果 ，对动物的刺激小，标记物对动物无毒性。编号 方法无定法，原则是使实验者能够识别动物个体 和组别。
兔子固定板固定
五、实验犬
（一）抓取 对未经驯服和调教的外购犬抓取时，可用特制的 长柄铁钳夹住犬的颈部，由另一人用布带或粗绳 缚其嘴，并将布带、绳固定在狗耳后颈部，防止 脱落 。
（二）固定
实验台固定：用特制的长柄铁钳夹住犬的颈 部后，麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上， 再用粗棉带（绳）固定四肢于实验台上。并将 犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、 胸、腹、四肢等部位的实验，俯卧位适用于脑、 背部位的实验。
（二）固定
1、徒手固定：用一只手抓住兔的颈背部皮肤，另 一只手抓住兔的两后肢，固定在实验台上。
也可以坐在椅子上用一手抓住兔颈背皮肤和两耳， 大腿挟住兔的后半身，用另一只手抓住两前肢将 兔固定。此固定方法适用于腹腔、肌肉注射，及 经口给药。
2、固定盒固定 ：此固定方法适用于头、耳部位实 验。
3、固定板（台）固定：此固定方法可使兔俯卧、 仰卧或侧卧固定，适宜于兔头、颈、躯干手术 及其它实验操作。
机能实验学实验动物基本操作
灌胃量：80-150ml／次。
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2 家兔常用给药方法
方法2：皮下给药法
部位：背部或后肢外侧皮下。 要点：操作时轻轻提起注射 部位皮肤。
注射量：<1ml/100g／次。
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2 家兔常用给药方法
方法3：肌内给药法
要点：固定，注射器与肌肉呈60度角； 无回血，注入药液。
1.捉拿和固定 2.常用给药方法： •灌胃法 •皮下给药法 •肌内给药法 •腹腔给药法 •耳缘静脉给药法
机能实验学-生理学教研室
机能实验学-生理学教研室
要点：麻醉，注射器与血管成10度角； 有回血注入药物。
注射量：小鼠0.2ml-0.5ml/次； 大鼠1ml-2ml/次。
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2 鼠常用给药方法
方法6：尾静脉给药法
适合小鼠和幼年大鼠。
要点：乙醇或二甲苯擦拭尾部； 浸于40-50℃的温水中加热1min。
注射量：小鼠0.2ml-0.5ml/次； 大鼠1ml-2ml/次。
注射量：0.2-0.5ml／次。
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2 家兔常用给药方法
方法4：腹腔给药法
部位：腹部正中线两侧约1cm处进针。 要点： 45度角，落空感，无回血。
注射量：5-10ml/次。
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2 家兔常用给药方法
方法5：耳缘静脉注射
方法：暴露耳缘静脉,从血管远心端刺入,向前推进少许； 无阻力和局部皮肤发白隆起现象，即可注药； 止血。
机能学实验总论
——动物实验基本操作技术
机能实验学-生理学教研室
生理学实D验iag动ra物m基本操作
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本章主要内容
实验动物的抓取与固定
性别鉴定
பைடு நூலகம்
常规采血方法
年龄的大致判断 给药途径与方法
妊娠检查
麻醉方法
分组与编号
处死方法
第一节 实验动物的抓取与固定
一、大、小鼠的抓取固定
小 鼠 固 定 盒 固 定
大鼠固定盒固定
二、豚鼠的抓取固定法
三、家兔的抓取固定法
第二节 性别鉴定
年龄 2个月以下 2～4个月 4～6个月 6～10个月 1岁 2岁 3岁 4～5岁 6～8岁 9～10岁 10岁以上
犬齿更换和磨损情况 仅有乳齿(白、细、尖) 更换门齿 更换犬齿(白，牙尖圆钝) 更换臼齿 牙长齐，洁白光亮。门齿有尖突 下门齿尖突部分磨乎 上、下门齿尖突大部分磨平 上、下门齿开始磨损呈微斜面，并发黄 门齿磨成齿根，犬齿发黄、磨损 唇部、胡须发白 门齿磨损，犬齿不齐全，牙根黄，唇边胡须全白
第四节 妊娠检查
雌性动物妊娠后会发生一系列的复杂变化。为 了在配种以后能及时掌握雌性动物是否妊娠、妊 娠的时间及胎儿和生殖器官的异常情况，采用临 床和实验室的方法进行检查，称为妊娠检查，又 称妊娠诊断(pregnancy diagnosis)。通过妊娠检查， 可以及时地对雌性动物加强护理或再次配种，以 保护母体和胎儿的正常发育，避免胎儿早期死亡 和流产及减少繁育时间的损失。妊娠检查不但要 求准确，且及早确诊更为重要。
全身被白毛，门齿长出 眼皮张开，能跳跃，能抓取东西
能自行采食，独立生活
2. 根据体重鉴定日龄 ⑴ 小鼠日龄与体重的对应
日龄/d 初生 5 10 15 20 25 30 体重/g 1.8 4.0 6.0 11.0 15.0 21.0 21.0
⑵ 大鼠日龄与体重的对应
日龄/d 体重/g 日龄/d 体重/g
妊娠检查方法有
① 外部检查法 ② 摸胎法 ③ 阴道检查法 ④ 直肠检查法 ⑤ 超声波检查法 ⑥ 孕酮含量测定法 ⑦ 青蛙试验
第五节 分组与编号
动物实验之前，必须对实验动物进行随机分组 和编号标记，这是做好实验和实验记录的前提。
一、随机分组 （一） 当分为二组时 例：设有雄性Wistar大鼠12只，按体重大小依 次编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法， 分为甲、乙两组。 分组方法：假设所产生的点是随机数字表上第 21行第31列的78，则从78开始，由上向下抄12个 随机数字，如下：
组 别： B C A B C B C C A A C A
调整组别：B
如果甲组多两个，则接下去抄两个数。分别 以8，7除之，余数即指要调入乙组的第几个甲， 余此类推。最后各组的鼠数就相等了。调整后 各组鼠的编号为：
组别
鼠的编号
甲组 3 4 5 7 8 12
乙组 1 2 6 9 10 11
(二)当分为三组时
例：设有雄性的SD大鼠12只，按体重大小依次 编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法， 分为A、B、C三组。
分组方法：假设所定的点是随机数字表第40行17 列的08，则从08开始，自左到右抄12个随机数字：
动物编号： 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 随机数字：08 27 01 50 15 29 39 39 43 79 69 10
除 3 余数： 2 0 1 2 0 2 0 0 1 1 0 1
动物编号： 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
随机数字：78 38 69 57 91 0 37 45 66 82 65 41
组 别：乙 乙 甲 甲 甲 乙 甲 甲 乙 乙 甲 甲
现在以随机数字的奇数代表甲组，偶数代表乙 组，则编号为3、4、5、7、8、11、12号分入甲 组，而1、2、6、9、10号分人乙组。因两组数字 不等，继续用随机方法将甲组多余的一只调整给 乙组，从上面最后一随机数字41，接下去抄一个 数为62，以7除之(因甲组原分配7只)得6，即把原 分配在甲组的第6个甲(即11号大鼠)调入乙组。
一、大、小鼠的性别鉴定
二、兔的性别鉴定
Female
Male
第三节 年龄的大致判断
一、大、小鼠 1. 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）
日龄/d 1 3 4 5 8
外观形态特征 仔鼠裸体鲜红 耳壳露出表皮 脐带瘢痕脱落
能翻身 能爬行
日龄/d 10
9～11 13～15 18以后
外观形态特征 能听到声音
日龄/d 体重/g 日龄/d 体重/g
初生 7
20
30
60
60～80 100～120 150～200 170～220 240～300
90
120
180
330～400 400～470 520～600
三、家兔
家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴 别的重要标志。青年兔门齿洁白，短小，排列整 齐；老年兔门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有 时破损。白色家兔趾小基本呈红色，尖端呈白色。 1岁家兔红色与白色长度相等；1岁以下，红多于 白；1岁以上，白多于红。还可根据趾爪的长度与 弯曲度来区别。青年兔趾爪较短，直平，隐在脚 毛中，随年龄的增长，趾爪露出于脚毛之外，而 且爪尖钩曲。另外，家兔皮薄而紧，眼神明亮， 行动活泼的为青年兔；皮厚而松，眼神颓废，行 动迟缓的为老年兔。
五、犬
犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、
外形颜色等情况综合判定。仔犬在出生后十几天 即开始生出乳齿，2个月以后开始由门齿→犬齿→ 臼齿顺序逐渐更换为恒齿，8～l0个月齿换齐。但 犬齿需要1岁半以后才能长坚实。饲养场饲养的品 种犬，可以根据记录，明确了解年龄，而收购的 杂种犬就无法知道确切年龄。实际中，可根据犬 齿更换和磨损情况，估计犬的年龄。
初生 10 20 30
40
6～7 17～25 35～50 55～90 100～150
50
60
70
80
150～210 170～240 210～270 240～320
二、豚鼠
一般老年豚鼠牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽， 眼神呆滞，行动迟缓。而年轻豚鼠牙齿短白，爪短 软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身 体。同样，也可根据体重来推断大致年龄。同日龄 豚鼠，雌性体重略高于雄性。与大鼠一样，其体重 受多种因素的制约。实验对年龄要求比较严格时， 必须由卡片记录提供准确年龄。