实验一 动物实验基本操作
动物实验的基本操作方法
1、脊椎脱臼法；2、断头法；3、击打法； 4、急性大失血法；5、化学致死法。 〔三〕狗、猫、兔、豚鼠 1、空气栓塞法；2、急性失血法； 3、破坏延脑法；4、开放性气胸法； 5、化学药物致死法。
十、急性动物实验中常用的手术方法
➢ 急性动物实验中常以血压、呼吸等为指标，以静 脉注射、放血等为实验方法。
〔一〕兔、狗颈部手术
1、家兔背位固定于兔台上，颈部剪毛。 2、动物麻醉 3、气管及颈部血管神经别离术
⑴气管暴露术 ⑵颈总动脉别离术 ⑶颈部迷走、交感、减压神经别离术 ⑷颈外静脉暴露术 4、气管及颈部血管插管术
➢ 剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。 ➢ 脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于
无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和 病理变化。 ➢ 拔毛：兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作 尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以 利操作。
五、实验动物给药途径和方法
〔一〕皮下注射 〔二〕皮内注射 〔三〕肌肉注射 〔四〕腹腔注射 〔五〕静脉注射 〔六〕淋巴囊注射 〔七〕经口给药 〔八〕其它途径给药
〔五〕兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大局部集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；假设做血 压
测量、呼吸等实验和手术时，那么需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
〔二〕兔、狗股部手术
1、动物背位固定于兔台上，腹股沟部剪毛。 2、用手指触摸股动脉搏动，辨明动脉走向，在该
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
动物实验的基本操作技术实验报告
动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告一、实验动物：小鼠二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。
三、具体操作1、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于用力，以免惊吓小鼠。
左手从小鼠身体后部向前抓（以免小鼠向后缩咬伤自己），抓住小鼠颈部。
固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。
左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。
2、固定：通常使用固定器进行固定。
将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。
3、编号：编号方式有两种：①剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。
②打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。
实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。
4、给药：常用的给药方式有：①口服给药：即灌胃。
将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针有直头和弯头两种，区别不大）。
如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽量呈一直线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧缓缓插入（保持刻度在自己能看到的位置），顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃过程中如果遇到阻碍一定要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以免伤及小鼠食道以及肺部。
灌胃针顺利进入后基本与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道缓缓取出灌胃针。
②静脉注射：小鼠尾部有3条静脉和1条动脉，3条静脉非别位于背部，及两侧。
静脉注射时一般选取两侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。
将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。
之后使注射器针孔处朝上，针与尾部呈约30°扎入尾部后向上轻挑，再向内扎入部分，此过程应该比较顺畅，没有阻碍，若阻碍较大则有可能扎入到了皮肤中。
药理学实验一常用实验动物的实验基本操作
实验一常用实验动物的实验基本操作实验目的：掌握动物实验的基本操作一、实验动物的选择及捉拿固定（一）实验动物的选择1．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。
它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。
在机能学实验中常选用该动物。
故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期 20 天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。
2．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。
大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。
大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。
大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。
药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
3．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行性和嗜睡性。
它主要利用呼吸散热维持体温平衡，耐冷不耐热，厌湿喜干。
家兔广泛应用于医学研究中。
由于兔耳血管丰富，耳静脉表浅，易暴露，是静脉给药及采血的最佳部位。
兔的减压神经在颈部与迷走交感神经分开走行而自成一束，常用于研究减压神经与心血管活动的关系。
家兔的体温调节较稳定，反应灵敏，常用于发热研究和热源试验，是药品质控中热源检查的指定动物。
家兔对组织胺不敏感，不发生呕吐，因此不适用于组织胺过敏性休克、催吐和镇吐药物的研究。
（二）实验动物的捉拿固定正确的捉拿固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。
1、如何正确捉拿及固定小白鼠？小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。
抓取时先用右手提起鼠尾，放在鼠笼盖上或易攀抓的粗糟面上，将鼠尾向后轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糟面，迅速用左手拇指及食指沿其背向前捏住两耳和头颈部皮肤，将小鼠尾巴夹在无名指、小指和手掌之间。
小白鼠的基本操作技术实验报告
小白鼠的基本操作技术实验报告小白鼠是实验室中常用的实验动物，因其生殖周期短、繁殖能力强、易于饲养等特点，被广泛应用于医学、生物学、药理学等领域的研究中。
在进行小白鼠实验时，基本操作技术是非常重要的，本文将从小白鼠的饲养、标记、注射、取样等方面介绍小白鼠的基本操作技术。
一、小白鼠的饲养小白鼠的饲养是实验的基础，只有健康的小白鼠才能进行实验。
小白鼠的饲养需要注意以下几点：1. 饲料：小白鼠的饲料应该是高质量的，含有足够的营养成分。
一般来说，实验室中使用的饲料是专门为小白鼠设计的，可以满足小白鼠的营养需求。
2. 饮水：小白鼠需要充足的饮水，因此需要给小白鼠提供干净的饮水。
实验室中一般使用自来水或者经过过滤的水作为小白鼠的饮水。
3. 温度和湿度：小白鼠需要适宜的温度和湿度，一般来说，小白鼠的饲养环境温度应该在20-26℃之间，湿度应该在40-60%之间。
4. 环境卫生：小白鼠的饲养环境需要保持干净卫生，定期更换饲料和饮水，清理笼子和废弃物。
二、小白鼠的标记在进行小白鼠实验时，需要对小白鼠进行标记，以便于对不同小白鼠进行区分。
小白鼠的标记方法有以下几种：1. 耳标：耳标是最常用的小白鼠标记方法，可以通过在小白鼠的耳朵上打孔或者剪下一小块耳朵来进行标记。
2. 尾标：尾标是另一种常用的小白鼠标记方法，可以通过在小白鼠的尾巴上打结或者剪下一小段尾巴来进行标记。
3. 毛发染色：可以通过染色剂将小白鼠的毛发染成不同的颜色来进行标记。
三、小白鼠的注射在进行小白鼠实验时，需要对小白鼠进行注射，以便于给小白鼠注入药物或者其他物质。
小白鼠的注射方法有以下几种：1. 腹腔注射：腹腔注射是最常用的小白鼠注射方法之一，可以通过在小白鼠的腹部注射药物或者其他物质。
2. 尾静脉注射：尾静脉注射是另一种常用的小白鼠注射方法，可以通过在小白鼠的尾部注射药物或者其他物质。
3. 肌肉注射：肌肉注射是一种较少使用的小白鼠注射方法，可以通过在小白鼠的肌肉中注射药物或者其他物质。
实验一 实验动物基本操作
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• 家兔
图7
家兔捉拿方法
动物医学系动物药学教研室（/
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图8 家兔灌胃法
图9
家兔耳缘静脉注射法
动物医学系动物药学教研室（/
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实验一 试验动物的基本操作技术
魏 述 永
动物医学系动物药学教研室（/
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蟾蜍
图1 蛙的皮下淋巴囊 1、颌下囊 2、胸囊 3、腹囊 4、股囊 5、胫囊 6、侧囊 7、头背囊
图2
蛙腹壁静脉注射
动物医学系动物药学教研室（/
• 实告的写作：
理分明、用词规范、详略得宜、措辞注意科学性 和逻辑性。一般包括下列内容： （1）实验题目 （2 实验目的 （3）实验方法： （4）实验结果： （5）讨论： （6）结论：
动物医学系动物药学教研室（/
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• • • • • •
动物医学系动物药学教研室（/
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• 实验动物的性别的鉴定、编号及处死方法 实验动物的性别的鉴定、
• 性别鉴定：小鼠和大鼠两性的区别要点有三：生殖器；距 性别鉴定：小鼠和大鼠两性的区别要点有三：生殖器； 肛门和生殖器间有沟的为雌鼠，无沟的为雄鼠。 离；肛门和生殖器间有沟的为雌鼠，无沟的为雄鼠。 • 编号： 编号： • 处死方法： 处死方法：
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• 小鼠、大鼠
图3 小鼠捉拿方法
图4
小鼠灌胃法
动物医学系动物药学教研室（/
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图5 小鼠腹腔注射
图6 小鼠尾静脉注射
动物医学系动物药学教研室（/
表1－1
注射途徑 腹 肌 靜 皮 腔 肉 脉 下
常用实验动物不同给药途径的给药剂量（mL）
小鼠 0.2-1.0 0.1-0.2 0.2-0.5 0.1-0.5 大鼠 1-3 0.2-0.5 1-2 0.5-1.0 豚鼠 2-5 0.2-0.5 1-5 0.5-2 兔 5-10 0.5-1.0 3-10 1.0-3.0 狗 5-15 2-5 5-15 3-10
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验基本操作技术
手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分， 头、大、小之分，根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪， 和剪断组织者称组织剪， 一般为弯形，尖端较钝圆； 一般为弯形，尖端较钝圆； 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪， 或敷料等用品者称剪线剪， 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是：3cm • 小鼠灌胃量： • 0.1～0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是： 5cm • 大鼠灌胃量： 1～2ml/100g体重
兔灌胃法 器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头 部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
安装： 先用持针器（ 安装 ： 先用持针器 （ 或直型 止血钳） 夹住刀片， 止血钳 ） 夹住刀片 ， 左手握 住刀柄， 住刀柄 ， 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙， 准刀柄上的槽隙 ， 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式：右手中指、 持弓式：右手中指、无名指
执笔式： 执笔式 ： 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成，可分为大、 由刀片和刀柄组成 ， 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤； 切开皮肤； 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织； 切割脏器组织； 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
实验动物学实验报告(大鼠,小鼠),小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方法，包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血（眶后静脉丛，摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物：昆明小鼠2只（1雌1雄)三、实验步骤1、抓取和固定,标记2、去毛3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖：雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定标记：抓取：抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面.并标记：2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针，沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头后仰以便伸直消化道，进针2/3后灌生理盐水0.5ml3、注射给药：腹腔注射：从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°.进针后稍微晃动针，如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射：一人固定小鼠，另一人用左手中指和拇指将尾拉直，食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0.5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头，用无菌棉球压迫止血.4、采血从眼角内侧0。
5cm处进针眼球摘除法：左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除，头朝下，眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0.5％氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重22g，按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法：按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖：雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性：双角子宫、卵巢 3。
7.2 肾上腺：米粒大小胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状 3。
7。
4 ，胆囊：芝麻大小，浅绿色,半透明,甲状腺：紧贴环状软骨，另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
动物实验基本操作 图文
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
01.02.2020
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2．固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗棉绳活结绑住， 拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹 固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
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二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观 察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固 定动物的方法依实验内容和动物种类而定。抓取固定动物 前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既 要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓 取固定动物的目的。
编号的原则是：先左后右， 从上到下。一般把涂在左前 腿上的计为1号，左侧腹部计 为2号，左后腿为3号，头顶 部计为4号，腰背部为5号， 尾基部为6号，右前腿为7号， 右侧腰部为8号，右后腿计 为9号。
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若动物编号超过10或更大数字时， 可使用上述两种不同颜色的溶液， 即把一种颜色作为个倍数，另一 种颜色作为十位数，这种交互使 用可编到99号，假使把红的记为 十位数，黄色记为个位数，那么 右后腿黄斑，头顶红斑，则表示 是49号鼠，其余类推。
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动物实验的方法很多，如有生理学的动物实验方法；病 理生理学的动物实验方法；药理学的动物实验方法；病 理解剖学、组织学的动物实验方法；微生物学和免疫学 的动物实验方法等等。下面举一些动物实验的常用方法：
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小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作小鼠是最常用的实验动物之一，其体型较小、繁殖能力强、生命周期短、易于饲养和管理，因此被广泛用于生物医学研究中。
以下是小鼠实验的基本操作。
一、小鼠的选育与管理1.小鼠的品系选择：选择适合研究目的的小鼠品系，例如常用的C57BL/6、BALB/c等。
2.饲养环境控制：为小鼠提供适宜的饲养环境，包括控制温度、湿度、光照和气流等。
3.饲料和水的供给：提供适宜的饲料和清洁的饮用水，确保小鼠的正常营养摄入。
二、小鼠的配对与繁殖1.配对：选取性成熟健康的雄性和雌性小鼠，进行自然配对或人工配对。
2.孕期管理：雌性小鼠受孕后，需要监测妊娠情况，并做好相应的饮食和环境管理。
3.胚胎获取：根据需要，可以选择在特定生理时期采集小鼠胚胎，用于后续的胚胎移植或体外培育等实验。
三、小鼠手术操作1.解剖手术：通过解剖手术，可以获取特定组织或器官的标本，从而进行病理学和生理学研究。
2.移植手术：如肾移植、心脏移植等，用于研究器官功能和移植排斥反应等问题。
3.慢性操作：如植入插管或取样等，用于定期获取生理参数的连续监测。
四、小鼠的药物处理1.静脉注射：通过静脉注射给小鼠药物，用于研究药物的药理学和药效学等。
2.腹腔注射：通过腹腔注射给小鼠药物，多用于给予抗肿瘤药物、化疗和免疫细胞的移植等。
3.给药途径选择：根据研究目的和药物性质，选择合适的给药途径，如口服、皮下注射等。
五、小鼠的行为测试1. 空间记忆测试：如Morris水迷宫，用于评估小鼠的空间记忆能力。
2.暗箱测试：用于评估小鼠的焦虑状态和厌恶反应。
3.Y型迷宫测试：用于评估小鼠的学习和记忆能力。
六、小鼠的标本采集和检测1.组织标本采集：根据研究需要，取出小鼠的特定组织，如血液、脑组织等。
2. 分子生物学检测：如PCR、Western blot等，用于检测基因表达和蛋白质水平的变化。
3.组织病理学检测：用于观察和评估小鼠组织病变情况，如光镜下观察和组织染色等。
实验动物学实验报告(共篇)
实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
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实验一 动物实验基本操作
诀窍
胆大 心细
试验主要内容
1 正确捉拿小鼠
2 染毒方式 3 采血方式 4 处死 5 解剖
1 正确捉拿小鼠
• 双手法：
右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上， 向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上， 此时迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤， 并以小指与手掌尺侧夹持其尾跟部，固定于手中。
4 处死
• 颈推脱位法
用食指、拇指固定小鼠头后部，右手捏住鼠尾，用力 向后上方牵拉，听到鼠颈部咔嚓声即颈椎脱位，鼠瞬间死 亡。
5 解剖
将鼠腹面向上放在盘中，展开四肢，并将其 固定，自外生殖器前缘向前剪开腹腔和胸腔，暴 露胸腹腔，将剪开的胸腔和腹腔壁向两侧推开。 剪时刀口要向上，避免剪破内脏。依次观察各脏 器的形态、位置及彼此之间的关系，然后分别取 下脏器。取脏器时动作要轻，以免损伤组织。 注意：胃和大、小肠同时取出，不要剪开以便观察 十二指肠和胰腺
• 胸腔
心脏（胸腺），肺
• 腹腔
肝（胆囊），胃，肾（肾上腺），脾，胰腺
6 注意事项
实验时应小心抓动物，动作要轻肉，左手戴 手套，以防被动物咬伤，一旦被动物咬伤，应立 即消毒，并作进一步处理。 实验后清洗剪刀、镊子、灌胃器和磁盘，并把 东西归方原位，使用过的注射器和玻璃毛细管与小 鼠然分别放在两个垃圾袋中(无害化处理)。收拾好 自己的桌面，经检查后离开。
3 采血方法
• • • • • 鼠尾采血 腹主动脉采血 豚鼠心脏采血 大鼠断头采血 眼眶静脉丛采血
• 眼眶静脉丛采血
左手拇指食指两指紧压小鼠颈部两侧，使眶后静脉丛 充血（眼球突出），但用力要恰当，以防动物窒息而死。 右手持玻璃毛细管从右或左眼内毗部以45°角刺入，捻转 前进，如无阻力可继续刺入，有阻力时抽出毛细管，调整 方向后再刺入，直到出血为止。收集血液后，拔出毛细管， 用干棉球压迫止血。
• 单手法
2 染毒方式
• 灌胃 • 皮下注射 • 腹腔注射
• 灌胃
将灌胃针与注射器连接后，吸一定量受试物溶液，一只手抓住 小鼠头和背部皮肤，使鼠呈直立壮，将灌胃针沿小鼠咽喉壁紧贴 上腭插入食道，慢慢插入胃内（3-4cm ），注入受试物。如遇到 阻力，将灌胃针头抽回，调整方向，重新插入。
• 皮下注射
以45°刺入腹然后把液体注射到皮下，注射后 会在注射部位鼓起一个大包。
• 腹腔注射
抓住小鼠颈部，尽可能靠近耳朵，尽量多抓皮肤，以 便小鼠不能转头咬你，把小鼠尾把缠绕在你的小手指上， 用注射针以45°刺破皮肤和腹壁肌，并把液体注射到腹腔 内，此过程要小心，不要伤到其他器官，等一会儿再拔针， 以免液体渗漏出来。