动物实验的基本操作
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术
第⼆章动物实验的基本知识和操作技术
第⼀节实验动物
药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则
1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；
2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；
3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；
4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；
5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；
6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；
7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；
8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点
1、蛙和蟾蜍
离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆
碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏
是实验室最常⽤的⼀种动物。易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏
与⼩⽩⿏相似。⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
机能实验学实验动物基本操作课件
1.捉拿和固定
2.常用给药方法：
•灌胃法 •皮下给药法 •肌内给药法 •腹腔给药法 •耳缘静脉给药法
机能实验学-生理学教研室
机能实验学-生理学教研室
生理学实D验iag动ra物m基本操作
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青蛙、蟾 蜍的基本 操作
大、小鼠 的基本操 作
家兔的基 本操作
机能实验学-生理学教研室
常用实验动物（一）
青蛙(frog)
蟾蜍 (toad)
耳后腺
下一页 机能实验学-生理学教研室
1 蟾蜍捉拿和固定方法
此固定法适合可破坏其脑和 脊髓和淋巴囊注射。
大鼠背侧皮下注射
注射量：0.5ml-1ml/次。
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2 鼠常用给药方法
方法3：肌内给药法
特别适合于狗、猫、 兔等肌肉发达的动物。
部位：股部。方法如图。 要点：无回血，按摩。
注射量：小鼠0.1ml-0.2ml/次； 大鼠0.2ml-0.5ml/次。
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方法：如图所示。
注意：两侧耳部突起之毒腺，勿挤压。
下一页 机能实验学-生理学教研室
2 破坏脑和脊髓
方法：枕骨大孔； 向前毁脑组织，向后椎管，捣毁脊髓。
8.第八章 动物实验基本操作方法
操作前，用灌胃针或灌胃管大致测一下从口腔至胃内的位 置(最后一根肋骨后)的长度，根据此距离估计灌胃针(或灌胃 管)插入的深度。成年动物插入的深度一般是：
小鼠3cm，大鼠或豚鼠5cm， 兔约15cm，犬约20cm。
大鼠、小鼠的灌胃法
用左手固定鼠，右手持灌胃器(安好 灌胃针并已吸好药物)，将灌胃针从 鼠的嘴角插入口腔，压迫鼠的头部， 使口腔和食管成一直线，轻轻转动 针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽 后壁慢慢插入食管，如动物挣扎厉 害，退出灌胃针，待动物安静下来， 重新插入，灌胃针前端达到膈肌水 平，即可慢慢推灌药液，如很通畅， 则说明已进入胃内。如不通畅，且 动物挣扎厉害，须拔出重新操作。 常用灌胃量：小鼠：0.2～1ml, 大鼠 1～4ml，豚鼠1～5ml。
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
2~4h
犬、猫、兔 ip、iv 750~1000 25 氨基甲酸乙酯 豚鼠 Im 1350 20 （乌拉坦） 1350 20 大鼠、小鼠 im
2~4h
硫喷妥钠
氯仿 乙醚
犬、猫、兔 iv、ip 25~50 大鼠 iv、ip 50~100 各种动物 吸入
动物实验基本操作
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（二）烙印法
用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精 中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先 用酒精消毒。
（三）号牌法
用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈 上。
对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们 的外表和毛色即可。
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9．免疫学观察法
注入抗原使动物致敏，制备各种抗血清，如常选用新西兰 或大白耳家兔制备病原体免疫血清、间接免疫血清、抗补 体抗体血清、抗组织免疫血清等。采用免疫荧光技术、酶 标免疫技术、放射免疫测定技术、免疫电镜技术等对动物 免疫后各种免疫变化进行检查。
10．其它方法如联体动物法，条件反射法、生物遗传法、放 射生物法、药物化学等。
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二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观 察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固 定动物的方法依实验内容和动物种类而定。抓取固定动物 前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既 要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓 取固定动物的目的。
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3．切除和注入提取液法
常用于研究内分泌器官的生理和病理病变，如研究切 除某一腺体后看辐射对机体的影响，切除某一腺体后 看出现什么症状而推论这种腺体的功能；如蝌蚪无甲 状腺素，如注入甲状腺素，蝌蚪很快变成了蛙。
动物实验技术 动物实验的基本操作
兔耳号钳
二、抓取固定：
首先要限制动物的活动 要求既要大胆，又要仔细，不可粗暴
• （一）小鼠的抓取固定：
（二）大鼠的抓取固定：方法基本同小鼠，抓取时为避免 被鼠咬伤，可戴上帆布手套。右手抓住大鼠尾根，置于鼠 笼上，左手抓取。
七、处死（安乐死）
安死术(eutanasia):指公众认可的、以人道主义的方法处死实验动物的 过程，使动物达到没有惊恐或焦虑而安静地、无痛苦地死亡。 安乐死方法的的标准是: 1、对动物：保证实验动物中枢神经系统立即达到失去痛觉的早期抑 制作用, 使动物不产生疼痛、惊恐、挣扎、叫喊以及不适的其他表现; 2、对操作人员：安全、容易操作且道德能为操作人员所接受 3、对环境：无污染或无有影响; 4、其后研究工作：不引起会干涉其后研究工作的组织病理学变化。 美国《实验动物管理与使用指南》规定: 1、动物安乐死应由经过训练的人员根据有关 机构的政策和适用法律 来实施。 2、方法的选择取决于动物的种类与研究的课题需要。经批准的方法 应遵循美国兽医协会安乐死小组的规定。
四、选用与课题相匹配的标准化实验动物：
医学科研实验中的一个关键问题，就是怎样 使动物实验的结果正确可靠，有规律，重复性高， 从而精确判定实验结果，得出正确的结论。
动物实验操作规程
动物实验操作规程
1.实验目的和背景
动物实验是科学研究的重要手段之一，为了确保实验的准确性和可
靠性，制定一套严格的操作规程至关重要。本文将详细介绍动物实验
操作规程，确保实验过程的规范性和实验结果的可信度。
2.实验材料和设备
在进行动物实验之前，需要准备以下材料和设备：
2.1. 动物实验对象：根据实验目的选择适当的动物，如小鼠、大鼠、兔子等。
2.2. 动物饲料和水：确保给动物提供合适的饲料和饮水，以满足它
们的基本需求。
2.3. 实验器械：根据实验需要准备各种实验器械，如手术器械、注
射器、天平等。
2.4. 试剂和药物：根据实验设计准备所需的试剂和药物，确保其纯
度和质量。
3.实验前准备
在进行动物实验之前，需要做好以下准备工作：
3.1. 实验环境准备：确保实验室环境的整洁和安静，维持适宜的温度、湿度和光照条件。
3.2. 动物饲养和适应：提前将实验动物饲养在实验室环境中，让它
们适应新的环境，保证实验结果的可靠性。
3.3. 实验材料和设备核对：核对所需材料和设备，确保其完整和准
备充分。
3.4. 实验方案制定：针对具体实验目的，制定详细的实验方案，包
括实验步骤、操作要点等。
4.实验操作步骤
根据实验方案和操作规程，按照以下步骤进行实验操作：
4.1. 实验前记录：记录实验前动物的基本信息，包括动物种类、数量、性别、体重等。
4.2. 动物准备：根据实验需求，对动物进行体表消毒、麻醉或固定
等操作。
4.3. 实验操作：按照实验方案进行具体的实验操作，如注射、取样、观察等。
4.4. 数据记录：在实验过程中，及时记录相关数据和观察结果，确
动物实验的基本操作方法
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
1、家兔背位固定于兔台上，颈部剪毛。 2、动物麻醉 3、气管及颈部血管神经分离术
⑴气管暴露术 ⑵颈总动脉分离术 ⑶颈部迷走、交感、减压神经分离术 ⑷颈外静脉暴露术 4、气管及颈部血管插管术
（二）兔、狗股部手术
1、动物背位固定于兔台上，腹股沟部剪毛。 2、用手指触摸股动脉搏动，辨明动脉走向，在该
处作局部麻醉并作方向一致长约4-5cm的切口。 3、用止血钳细心将股神经首先分出，然后分离股
四、实验动物被毛的去除方法
➢ 剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。 ➢ 脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于
无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和 病理变化。 ➢ 拔毛：兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作 尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以 利操作。
五、实验动物给药途径和方法
（六）狗的抓取固定方法
➢ 一般为头部固定和四肢固定。用布带迅速兜住狗的 下颌，绕到上颌打一个结，再绕回下颌下打第二结， 然后将布带引至头后颈项部打第三个结，并多系一 个活结（以备麻醉后解脱）。注意捆绑松紧度要适 宜。
实验动物基本知识及基本操作
各种动物麻醉的方式
吸入麻醉、注射麻醉、局部麻醉。 局部麻醉常用的麻醉药 :浸润麻醉、阻滞麻醉
和椎管麻醉常用0.5%~1%普卡因注射液，表 面麻醉宜用2%丁卡因溶液。
.
实验动物的处死方法
实验动物的处死方法很多，应根据动物实验目的、实 验动物品种（品系）、以及需要采集标本的部位等因 素，选择不同的处死方法。无论采用哪一种方法，都 应遵循安乐死的原则。安乐死是指在不影响动物实验 结果的前提下，使实验动物短时间无痛苦地死亡。处 死实验动物时应注意，首先要保证实验人员的安全； 其次要确认实验动物已经死亡，通过对呼吸、心跳、 瞳孔、神经反射等指征的观察，对死亡作出综合判断； 再者要注意环保，避免污染环境，还要妥善处理好尸 体。
（一）动物的捉拿、固定 • 蟾蜍
A
B
图3-2-1 青蛙(或蟾蜍)捉拿法
图3-2-2 青蛙(或蟾蜍)固定法
小鼠的捉持
1.捉持法 以右手捉小鼠尾，将小鼠放于粗糙面上，向后轻 拉小鼠尾部，使小鼠固定于粗糙面上。用左手的拇指、食 指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心 夹住其背部皮肤和尾部，使头部朝上，颈部拉直但不宜过 紧，以免窒息。
.
3. 肌肉注射 小鼠固定如上述，将注射器针头刺入小鼠臀部外侧肌 肉，注入药物。
4. 腹腔注射 左手固定动物，使小鼠呈头低位，腹部朝上，右手持 注射器，在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下 向前推进3～5mm，然后使针头与皮肤呈45度角方向 穿入腹腔。针尖进入腹腔可有抵抗消失感，此时可轻 推药物。
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作
实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定
实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：
（1）小鼠
用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠
捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔
家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
药理学动物实验的基本操作技术思考题
【药理学动物实验的基本操作技术思考题】
1. 药理学动物实验的基本操作技术概述
药理学动物实验是进行药物研究和评价药物效果的重要手段之一。在
动物实验中，正确的操作技术至关重要，它直接关系到实验结果的准
确性和可靠性。本文将围绕药理学动物实验的基本操作技术展开讨论。
2. 动物实验的伦理考量
在进行药理学动物实验时，我们首先需要考虑的是动物的伦理和福利。确保动物实验过程中动物的生理和心理状态良好，避免动物遭受痛苦
和不必要的伤害。合理的动物实验操作技术应当尊重动物的权益和福利，不仅在实验前提供充分的饲养和保健，还要在实验过程中严格控
制实验操作，尽量减少动物的不适和痛苦。
3. 动物选取和配备
在进行药理学动物实验时，选择合适的实验动物和提供适宜的动物配
备是非常重要的。不同的实验目的需要选择不同种类的动物，在实验
前需要对动物的品种、性别、芳龄、体重等因素有所了解，以便进行
合理的动物分组和实验设计。
4. 动物实验的基本操作技术
在进行药理学动物实验时，需要掌握一系列基本的操作技术，包括但
不限于动物麻醉、给药途径的选择、实验数据的采集和记录、实验设
备的使用等。这些基本操作技术的掌握和实施直接影响到实验结果的准确性和可靠性。
5. 个人观点和理解
我认为，药理学动物实验的基本操作技术至关重要。只有通过严格的实验操作技术，才能获得准确、可靠的实验结果，为药物研发和临床治疗提供可靠的依据。我们应当在进行动物实验时尽可能减少动物的痛苦和不适，尊重动物的权益和福利。
6. 总结
药理学动物实验的基本操作技术是实现实验目的和保障实验可靠性的基础。在实施实验操作时，始终要尊重动物的权益和福利，合理选取实验动物及提供适宜的动物配备，精心选择和实施实验操作技术，确保实验结果的准确性和可靠性。我们应当持续关注和探索更科学、更合理的实验操作技术，为动物实验伦理和技术的完善提供更多思考和努力。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法
动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必
要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操
作方法。下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动
物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动
物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。研
究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和
动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物
学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。同时，需要
准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉
注射、皮下注射和腹腔注射等。研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤
局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血
液样本进行化验或分析。血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。研
究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
动物实验基本操作技术
1% 盐酸普鲁卡因
局部浸润麻醉
0.02～2％盐酸可卡因 表面麻醉
针对不同的动物，选择不同的麻醉药物、 实施不同的麻醉方法。
麻醉药物应用原则：
依据动物体重计算麻醉药物的剂量； 依据动物生命体征变化控制给药速度； 掌握宁少勿多、分阶段给药的方式。
家兔全身麻醉
麻醉剂：1.5%戊巴比妥钠，2ml/kg
兔灌胃法
器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头
部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
按压在手术刀柄的外侧缘， 拇指放在刀柄内侧缘，食 指按压在刀片后1／3处。 适用于切开皮肤。
法握住刀柄，适用于小范
围内的组织切开，随意性
强，可作垂直或水平切割。
组织镊
组织镊和眼科镊。 组织镊—钳夹组织，分离组
织和筋膜。 眼科镊—分离血管。 使用手法：以食指、中指放
于器械的外侧缘，拇指放于 内侧缘，集3指的力量实施操 作动作，而且适用于左右手 的同时操作。
动物实验基本操作技术
实验动物的捉拿和固定方法 实验动物的给药方法 实验动物的麻醉方法 实验动物的编号方法 实验动物的去毛方法 实验动物的取血方法 实验动物的处死方法
动物实验基本操作
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识）
【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。
【实验器材和药品】
器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套
药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦
【实验步骤】
一、小鼠的捉拿
1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。
2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。
二、大鼠的捉拿
4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。
动物实验基本操作技术手册
动物实验是一项敏感和复杂的工作，必须在合乎伦理的前提下进行，且需要遵循相关法规和指南。以下是一个基本的动物实验操作技术手册大纲，但请注意，实施动物实验前，确保已经获得了合适的伦理批准和遵循当地法规。
1. 实验前准备：
-获取伦理委员会的批准。
-确保实验室和设备符合标准。
-训练实验人员，确保其了解实验目的和操作流程。
2. 动物选择和养护：
-选择适当的实验动物种类。
-确保动物的健康状况和遗传背景。
-提供适当的饲料、水和住房条件。
3. 实验设计：
-制定明确的实验计划和协议。
-随机分组和安排实验。
-控制实验变量，确保结果的可靠性。
4. 麻醉和手术技术：
-使用适当的麻醉剂和疼痛缓解措施。
-实施外科手术时，保持严格的无菌操作。
-确保手术室环境符合标准。
5. 实验操作和数据收集：
-严格遵循实验方案的步骤。
-使用精确的测量工具。
-记录和存储实验数据。
6. 动物监测：
-定期监测实验动物的生理指标。
-观察动物行为和外观。
-确保动物福祉和及时干预。
7. 实验结束和处理：
-完成实验后，安全地结束动物的参与。
-对实验动物进行适当的处置或重返饲养环境。
-清理和消毒实验设备和环境。
8. 数据分析和报告：
-使用统计工具对数据进行分析。
-撰写实验报告，详细描述实验设计、方法和结果。
-提交实验结果给相关的科研机构或期刊。
9. 废弃物处理：
-安全处理动物实验产生的废弃物。
-符合相关环境法规，确保废弃物不对环境造成污染。
10. 纪录保存和档案管理：
-确保实验记录和数据的安全存储。
-遵循机构和法规的档案保存要求。
11. 反馈和改进：
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第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法
在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。
一、实验动物的捉拿与固定方法
在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。
1. 小鼠
捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。
图5-1 图5-2
2. 大鼠
方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
3. 豚鼠
豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
图5-4
图5-3
4. 蛙和蟾蜍
用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。
5.家兔
用右手把两耳轻轻地压于手心，同时抓住颈部的被毛与皮肤。用左手托住其臀部，使其躯干的重量大部分集中在左手上(图5-5)，然后按实验要求固定。做家兔耳血管注射或取血时，可用家兔盒固定。作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。固定方式分仰卧位和俯卧位，仰卧位固定时，四肢用粗棉线固定，头用家兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿后再固定在家兔台头端柱子上（图5-6)。进行头颅部手术时，多采用仰卧位固定配合马蹄形固定器进行。
图5-5图5-6
6.犬
抓取犬时，需要用特制的长柄钳夹夹住其颈部，套上犬链，然后根据不同的实验要求将其固定。犬嘴的捆绑方法：取一圆形铁柱管(直径约1cm，长25cm，可用万能支架上的铁柱管代替)横贯置于犬齿后部的上下颌之间，用较宽的纱布从下颌绕到上颌打第1个结扣后，纱布的两端在铁柱管的两端靠犬的头部绕两圈固定。待固定牢靠后，纱布再绕向下颌打第2结扣，在铁柱管的两端靠犬的头部绕2圈固定，最后再绕到头颈后打第3个结扣。固定好后，可用手试着拉动或移动铁柱管，如铁柱管牢固，则证明犬嘴捆绑正确，否则需重新捆绑。如实验需要静脉注射时，可先使动物麻醉后再取下长柄夹，解绑，把动物放在实验台上，按实验要求固定。
二、注意事项
1捉拿固定某一动物之前，要对该动物的习性有一定的了解。
2捉拿固定动物时须小心谨慎，大胆果断，但切不可粗暴。
3大鼠牙齿锋利，为避免咬伤，捉拿动作要轻，不可鲁莽，如果大鼠过于凶猛，可待其安静后，再捉拿或用卵圆钳夹鼠颈部抓取。
4捉拿动物过程中要以规性的方法抓取和固定动物，要避免因动作粗暴而造成动物高级职称考试网的损伤。例如家兔这样的动物，不能采用抓双耳或抓提腹部的错误捉拿方法。
5抓取大鼠或小鼠尾部时动作要轻，防止拉断鼠尾。不可提起动物玩耍!提起动物后，应迅速放在粗糙台面上。
6捉拿动物过程中应防止被动物咬伤，若不慎被动物咬伤、抓伤。应及时用碘酒、乙醇消毒，随后到有关医疗机构诊治。
三、实验动物的编号方法
动物实验中，常用的编号标记有染色法、挂牌法、烙印法等3种方法。
1. 染色法
染色法是用有色化学试剂在动物身体明显处如被毛、四肢等不同部位处进行涂染或用不同颜色来区别各组动物，是实验中最常用、最容易掌握的方法。
使用的编号标记液有如下几种：3％-5％的苦味酸溶液(涂染黄色)，2％硝酸银溶液(涂染咖啡色)，0.5％中性红或品红溶液(涂染红色)。编号原则是先左后右，从前到后。一般把涂在
左前腿上的记为1号，左侧腹部记为2号，左后腿记为3号，头顶部记为4号，腰背部记为5号，尾基部记为6号，右前腿上的记为7号，右侧腰部记为8号，右后腿记为9号。若动物编号超过10或更大数字，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号。例如把红色记为十位数，黄色记为个位数，那么，右后腿黄色，头顶红色，则表示是49号，其余类推。
2. 挂牌法
挂牌法是将标有编号的金属制牌固定在实验动物的耳部皮肤上，大动物可挂在颈上或笼箱上。
3. 烙印法
烙印法是用刺数钳在动物无体毛或明显部位(如耳、面鼻部和四肢等部位)刺上编号，然后用棉签蘸着溶有乙醇的黑墨汁在编号上涂抹。烙印前，最好对烙印部位预先用75％乙醇消毒，以免造成皮肤局部感染。
(黄红林凯)
第二节实验动物的给药方法
实验动物是医学实验研究工作的基本要素之一，如新药开发、对疾病和生命现象的研究等均需要动物进行实验研究。根据实验目的、所选用实验动物种类、药物剂型的不同，对实验动物实施不同的给药方法是十分重要的。本节主要介绍在基础医学实验学教学中常用的一些给药方法。
较常见的给药方法有：摄入法给药、注射法给药、涂布法给药和吸入法给药，其中前两种方法较为常用。
一、摄入法给药
摄人法是经消化道给药，有自动口服给药、强制灌胃给药和经直肠给药3种方式。
1. 自动口服给药
将药物放入饲料或溶于饮水中，由动物自动摄入体。此法的优点是：操作简便，不会因操作失误而致动物死亡。不足的是由于动物状态和饮食嗜好的不同，饮水和摄取食量的不同，不能保证用药后的药效分析的准确性。同时，放入饲料或溶于饮水中的药物容易分解，难以做到平均添加。因此，该方法适用于动物疾病的防治、药物毒性观测、某些与食物有关的人类疾病动物模型的复制等。
2. 强制灌胃给药