动物实验基本技术(研究生课程)

IM
IM IM
400
300 200300
IP
IP IP
0.75 1.5 1.0
IP IP IV IP IV
125
IV
1.0
30-20 15
IV IV
10-9 5
IV IV
10-15 10-15
IM IM
麻醉注意事项
• • • • • • •
麻醉前应禁食8h以上 麻醉前应准确称体重 注意麻醉剂量 麻醉过程中注意观察动物的反应情况 注意保温 静脉注射时必须缓慢， 在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温 水平
三、实验动物编号与标记方法
（一）染色法： 1、单色涂染法：在每组动物不超过l0只或 一个实验不超过40只的情况下适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液， 可染成黄色。
方法步骤： (1)涂染原则：从左到右、从上到下。 (2)左前肢为l号、左侧腹部2号、 左后肢3号。 (3)两耳后部4号、背中部5号、 后肢背部6号。 (4)右前肢7号、 右侧腹部8号、 右后肢9号。 (5)尾巴根为10号。 （6）额部为20号
三、豚鼠的抓取保定
器材：大鼠饲养盒+带面罩 l套。
方法步骤： 1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。 2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。
3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 否则易造成肝破裂而引起死亡。
四、兔的抓取保定：
(一) 方法1： 步骤： 1、用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻 轻把兔提起。 2、用左手托住兔的臀部。
第二节 实验动物的捉拿与固定
• 大小鼠的捉拿与固定 • 豚鼠的捉拿与固定 • 兔的捉拿与固定 • 犬的捉拿与固定
一、小鼠的抓取保定： 器材：小鼠饲养盒+面罩1套。
方法步骤： 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养合的面罩上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后及 颈背部的皮肤，将小鼠提起。
4、用泡在石蜡油中的胃管，经开口器的 孔插入，向前推进约15cm，可达胃内。
5、在插管时应将胃管另一端泡在水中 确认没有冒气泡，或胃管另一端接注射 器，轻抽注射器，看有是否有胃液，检验 是否插入胃，确认到胃，即可用注射器经 胃管注入药液; 灌胃量： 80-150ml／只／次。 注 意：在灌胃过程中， 避免误插入气管。
(二)
方法2：
器材：兔保定架1个。 步骤： 1、打开保定架的上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架的上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡 栓，将兔的脖子保定。 3、如果兔挣扎，可用手 在它的背上轻轻抚摸， 使其安静。
五、犬的抓取与固定
• 用特制的长柄狗头钳夹住狗颈部，将其按
在地，由助手用绳子将其四肢及嘴固定好。 扎口时注意松紧，保证动物正常呼吸。
4.腹腔注射
• 原理：将药液注入小鼠的腹腔。 • 器材：注射器1支、生理盐水、烧杯、
酒精、碘酒、棉球。
方法步骤：
(1)用左手将小鼠捉持保定，使鼠腹部 朝上，鼠头略低于尾部。
(2)右手持注射器将针头在下腹部靠近 腹白线的两侧进行穿刺。
5.静脉注射给药
（1)大小鼠尾静脉注射
原理：将药液注入小鼠的尾静脉。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧 杯、金属笼或大小鼠器 、 酒精、碘酒、棉球。
注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。
（2）兔灌胃
原理：将药液直接注入兔的胃内。 器材：兔开口器、14号胃管、注射器1 支、生理盐水、烧杯、石蜡油。
步骤： 1、将兔放进保定架内，助手用手轻轻压住 兔的背部，避免兔的挣扎。 2、灌胃者用左手拇指和中指挤压兔两颊， 将下颌挤开使兔被动张口。
3、右手将开口器从一侧口角插入口腔并 固定。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。 4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。 此法适用于肌注、腹腔注射、灌胃等
二、大鼠的抓取保定：
大鼠的抓取保定： 器材：大鼠饲养盒 + 面罩 1套。 方法步骤： 4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将 大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部的头颈皮肤，其余三指和手掌 握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。
（二）注射给药
1、皮下注射给药： 原理：将药液注入皮下结缔组织，经 毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。
方法步骤：
(1)注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下 (2)常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐 角角度刺入皮下. (3)将针头轻轻向左右 摆动，易摆动则表示已 刺入皮下，再轻轻抽吸， 如无回血，可缓慢地将 药物注入皮下。 注射量：0.1ml—0.3ml／10g体重。
第九章 动物实验技术 (研究生课程)
第一节、动物实验前的准备 第二节、实验动物的捉拿与固定 第三节、实验动物的麻醉 第四节、供试品的给予方法 第五节、各种检验标本的采集方法
第六节 实验动物的安死术 第七节 尸体检查及脏器标本采集原则与 检查方法 第八节 实验外科的基本操作技术 第九节 动物实验中的安全防护 第十节 动物实验后废弃物的无害化处理
2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下 适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂： (1)3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。 ——作为“个”位数。 (2) 0.5%中性红或品红溶液，可染 成红色。——作为“十”位数。
方法步骤： (1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个 位数，个位数的染色标记方法同单 色涂染法。 (3) 用品红(红色)染色标记作为十位 数，
2.皮内注射
• 此法用于观察皮肤血管通透性变化或皮肤
反应。 • 注射部位：动物背部 • 脱毛，用针头平直进入皮内， • 注射药液后，皮肤表面鼓起小泡，停片刻 拔出针头。
3.肌肉注射给药
原理：将药液注入动物的肌肉组织，经 毛细血管吸收进入血液循环。 器材：1ml注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。 注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的 臀部或大腿外测，回抽无血即可注射。
小鼠各种采血方法的最大采血量
• 剪尾巴采血：0.1ml/次，可以用温水（50℃）浸 • • • •
泡几分钟或放恒温箱几分钟，使其尾巴血管充盈， 剪去尾巴1-2mm. 摘眼球采血：0.1-0.6ml/次 心脏采血：0.5-0.6ml/次 断头采血：0.8-1.0ml/次 眼眶静脉丛采血：0.2-0.3ml/次，取内径为1.01.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1-1.5cm长 的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用。大 鼠、豚鼠、兔均可采用此法。
(5) 从鼠尾巴下1／4处进针，仔细观察， 如果无阻力，无白色皮丘出现，说明 已刺入血管，即可注入药物。 (6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位 约l、2min，防止出血。 注射量：小鼠 0.05m1—0.1 m1／10g体 重。 大鼠1.0-2.0 m1／100g体重
（2）兔耳缘静脉给药 原理：穿刺兔的耳缘静脉 器材：兔保定架、注射器1支、生理盐水、 烧杯、酒精、碘酒、棉球。
第一节 动物实验前的准备
一、动物实验室的选择 二、实验动物的购买 三、实验动物编号与标记
一、动物实验室的选择
1.根据实验目的选择合适的实验室及饲养室。 2.动物实验室要与实验动物同等级别。 3.饲养室应符合实验动物的生活习性及国家 实验动物设施各项标准。
二、实验动物的购买
1.应购买有实验动物生产供应许可证的单位 所生产繁殖的实验动物，并应索取相应实 验动物的质量合格证明。 2.如果从外地购买的动物，应考虑运输中的 各种因素对实验动物的影响，并应查阅运 输检疫证明。 3.购买的动物需要经过3-7天的隔离检疫、观 察。
第三节
实验动物的麻醉
• 动物麻醉是消除动物手术疼痛，便于实验操作，
保证动物安全，为手术创造良好的条件。 • 动物全身麻醉分四期： 1.第一期：随意兴奋期，出现运动与运动失调； 2.第二期：不随意兴奋期，由意识完全丧失至规则 的自动呼吸开始时止。 3.第三期：外科麻醉期， 4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过 量。
麻醉方法与麻醉药
• 麻醉方法：全身麻醉和局部麻醉，通过吸
入、注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、 口服、灌胃等方法使动物麻醉。 • 常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥 钠、硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡 因、利多卡因（局麻），常用麻醉来自的剂量及注射途径种 类
小鼠
大鼠 豚鼠 家兔 狗 猪 <45kg >45kg 戊巴比妥 硫贲妥钠 盐酸氯胺酮 水合氯醛 乌拉坦
第四节 供试品给予方法
• 实验动物常用的给药方法有口服、注射、
吸入等 一、经口给药 1.自动口服给药： 2.灌胃给药:是借器械将药物直接灌入动物胃 内的方法。此法可以准确控制给药量，但 如果操作不当易造成动物死亡。 ＊（1）大小鼠灌胃：
方法步骤：
2.操作前，大致量一下从口到胃的距离，估计灌 胃针头插入的深度。
mg/kg
途径
mg/kg
途径
mg/kg
途径
mg/kg
途径
mg/kg
35 50
25 50 30 40 30 40 30
IV IP
IV IP IV IP IV IP IV
25 50
20 40 20 55 20 25
I.V. IP
IV IP IV IP IV IV
22-44
22-44 22-44 22-44