实验动物各种体液、骨髓的采集方法
实验动物给药和采血方法
实验动物给药和采血方法1.割(剪）尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
实验动物病原微生物检测中的标本采集技术
实验动物病原微生物检测中的标本采集技术实验动物的病原菌和寄生虫多定植于身体的特定部位，检测时需从相应部位采样以提高检出率，因此实验动物的细菌学、真菌学和寄生虫学检测涉及的标本种类众多，且采样方法和样品的制备各不相同。
一、细菌和真菌检测时的标本采集（一）皮毛、鳞屑标本将动物进行吸入麻醉（乙醚等）后适当保定，待检部位用75%乙醇消毒，直接用灭菌接种刀、镊刮取皮毛、鳞屑少许。
（二）呼吸道分泌物标本将动物麻醉后仰卧保定，并使四肢舒展固定。
用75%乙醇从腹股沟到颈部进行逆毛涂刷消毒，沿腹正中线从腹部以下至下颌剪开皮肤，使腹部、胸部以及颈部肌肉全部暴露，无菌分离颈部肌肉暴露气管，于咽部以下5mm左右气管上剪一“V”形口，插入无菌接种针由下至上直达咽部轻轻转动数下，沾取气管分泌物。
如分泌物过少，可将咽部及部分气管剪下增菌培养。
（三）回盲部内容物标本将动物麻醉后仰卧保定，并使四肢舒展固定。
用75%乙醇从腹股沟到颈部进行逆毛涂刷消毒，沿腹正中线从腹部以下至下颌剪开皮肤，使腹部、胸部以及颈部肌肉全部暴露，无菌剪开腹部肌肉暴露回盲部，在回盲部剪一小口，用接种环伸入直接挑取适量内容物。
如内容物过少，可剪下包括回盲部在内的一段肠组织适当剪碎后作增菌培养。
（四）粪便标本将粪便前段弃去，取中段粪便，加适量PBS或培养液匀浆后接种，如为稀软便可直接接种。
（五）肛拭标本将灭菌棉签用生理盐水或培养液浸润后，轻轻插入动物肛门深处3～4cm，缓缓转动后取出。
（六）病灶组织分泌物及浓汁标本标本用于直接接种时，保定动物并对病灶周围用75%乙醇消毒，用接种环直接沾取分泌物或脓汁进行接种，或取下少量病变组织（对已死亡动物）于培养基表面接触后再划线接种；标本用于制备涂片时，可于载玻片上滴加适量灭菌生理盐水，挑取少量脓汁与之混匀且风干，火焰上固定，或取适量病灶分泌物与生理盐水混匀涂抹成相对较浓的涂片。
二、检测体内寄生虫的标本采集和制备体内寄生虫寄生于肠道、血液和组织内，检测时须根据不同的寄生部位采集相应标本。
动物体液采集
动物体液采集(一)实验动物尿液的采集实验动物尿液的采集可分为自然排尿收集法和强制排尿收集法。
1. 大鼠、小鼠、沙鼠的尿液收集(1)自然排尿法通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收集尿液。
收集时将大鼠、小鼠、沙鼠装入特制的代谢笼里，笼下放置洁净、干燥的玻璃粪尿分离漏斗，将漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个150～200ml集尿容器，按试验要求定时收集、量取一定时段的尿液，供进一步实验用。
我们还可根据采尿目的来选择不同的代谢笼，也可根据不同的采尿目的对代谢笼进行适当的改良。
(2)强制排尿法将大鼠、小鼠、沙鼠固定好后，按压骶骨两侧的腰背部或者轻轻压迫膀胱的体表部位，使其排尿后，将尿液收集到预先准备好的平皿或铝箔容器中。
2. 豚鼠尿液的收集（1）自然排尿法：使用大鼠或家兔用的代谢笼收集。
（2）强制排尿法：同大鼠、小鼠、沙鼠的收集法。
3. 家兔尿液的收集(1)自然排尿法也称留尿法，通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收家兔尿液。
收集时将家兔置于兔代谢笼里，笼下放置玻璃的粪尿分离漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个较大集尿容器收集尿液。
或在通常使用的饲养笼下放置收集尿液的容器（金属网或采尿盒等）。
(2)强制排尿法：包括逼尿法和导尿法（1）逼尿法是一人把家兔抱住，另一人右手由家兔腹腔向下逐渐用力压迫膀胱，逼出尿液。
（2）导尿法则是把家兔仰卧固定于手术台上，先在尿道口周围常规消毒，左手将尿道口充分暴露，且固定之，右手握幼儿导尿管（尖部涂一层凡士林或甘油），顺尿道往里送入，一旦导尿管进入膀胱腔，即见尿液流出，有时无尿流出，可将导尿管适当上下左右转动，见尿流出为此。
采集雄性动物时，用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下拽，暴露龟头的龟裂，使尿道口张开，缓慢将导尿管从外尿道口插入，在尿道括约肌部有少许抵抗感。
不要强行插入，轻轻地向膀胱部导入，尿自然导出。
采集雌性动物时，外尿道口在阴道前庭的里面，从外面看不到，沿着阴道腹侧的阴蒂在阴道前庭腹侧壁将导尿管的尖端插入，也可以插入尿道口，此后方法同雄性动物。
实验动物体液采集方法
实验动物的体液采集方法一、血液的采集常用的采血方法有割（剪）尾采血、眼眶静脉丛采血、断头采血、心脏采血、颈静脉（动脉）采血、股动脉（静脉）采血、耳静脉采血、前肢头静脉才学、后肢小静脉采血等。
二、尿液的采集实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。
（一）用代谢笼采集尿液代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2。
一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。
防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊装置收集尿液。
（二）导尿法收集尿液施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。
一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固定，用甘油润滑导尿管。
对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。
雌性动物尿道外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动物导尿术。
用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。
如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。
（三）输尿管插管采集尿液一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。
剖腹后，将膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。
在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出，可以收集。
采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。
（四）压迫膀胱采集尿液实验人员用手在实验动物下腹部加压，手法既轻柔又有力。
当增加的压力使实验动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。
（五）穿刺膀胱采集尿液实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射针头接注射器穿刺。
取钝角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽，直到抽到尿液为止。
2.脑脊液、骨髓的采集
常用实验动物脑脊液、骨髓的采集脑脊液的采集麻醉犬，让犬处于侧俯卧位，使其头与尾尽量向腹中弯曲，用剪毛剪将第七腰椎周围被毛剪去，用3％碘酊和75％酒精严格消毒后，在犬背部客骨连线中点稍向下方摸到第七腰椎间隙（第七腰椎与第一荐骨之间）插入腰椎穿刺针头，当针达到管内时（蛛网膜下腔）可见到犬后肢有抽动，即证明穿刺针头已进入椎管。
此时不要再向下刺，以免损伤脊髓。
然后抽出穿刺针芯，可见透明的脑脊髓液慢慢滴出。
犬一次抽2～3ml，但抽好后，注入同样量的生理盐水，以保持原来脑脊椎里的压力。
(一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。
动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。
消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。
如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。
轻轻调节进针方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。
(二)大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。
头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。
为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。
由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。
抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。
刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。
采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。
骨髓的采集1. 大鼠、小鼠骨髓的采集：用颈椎脱臼法处死动物,剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡盐溶液，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。
如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。
2. 大动物骨髓的采集：狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。
小鼠骨髓细胞提取及培养
小鼠骨髓细胞的提取1、脱臼处死小鼠，投入到装有75%酒精的烧杯中浸泡3-5分钟，把小鼠拿到细胞房。
2、用保鲜袋平铺在安全柜内，并将小鼠放置在保鲜袋上进行实验操作。
3、用眼科镊小心捏起小鼠两髋关节之间的腹部皮肤，用眼科剪小心剪开皮肤，并分离两下肢的皮肤，往下在脚踝处剪断，往上在髋关节处剪断，这样可以游离出小鼠的两条下肢。
4、小心剥离下肢的肌肉，取下胫骨和股骨，并放到装有75%酒精的培养皿中。
5、把小鼠尸体拿出，清理干净安全柜，换上新的手套。
6、拿5ml和20ml的无菌注射器各一支，用20ml的注射器吸取已配好的1640，换装一个5ml注射器的针头。
轻轻插入骨髓腔，对准一个无菌50ml离心管，将细胞冲出。
7、将骨髓细胞都冲出来后，4300rpm离心5分钟，去上清。
8、加进3-4ml的红细胞裂解液静置3-4min以裂解红细胞，加入30-40ml无菌的PBS（按加入红细胞裂解液与PBS间1:9的比例加入PBS）。
9、将含BM细胞的混合液通过细胞筛过滤到新的50ml离心管中。
10、4300rpm离心5min，弃上清，得到骨髓细胞沉淀。
骨髓细胞的培养1、加入一定量的GEBICO原装的1640，吹匀细胞沉淀，然后用计数板计数BM细胞的总数。
2、按照24孔板每个孔的细胞数来铺孔，算出要铺孔的数目。
3、根据每个孔需要2ml的培养基，可以算出所需培养基的总体积。
4、培养BM细胞的培养基是按照90% GEBICO原装的1640、10%FBS、1%双抗、1‰β-ME和万分之二的GM-CSF来配成。
5、细胞跟培养基充分混匀后，把细胞混合液铺倒24孔板中培养。
注意：1、一定要注意整个过程都要在无菌环境下操作，一切用品都要保证无菌。
2、剥离骨头时一定要保持骨头的完整，小心不要剪断。
3、培养基和PBS一定要各自分装好标清楚，自己用自己的，避免交叉污染。
实验动物取血,尿液,其他体液的采集,实验动物的剖检方法
名称：生物样品的采集及实验动物的解剖和脏器系数测定标准操作规程(SOP)关键词：生物样品的采集实验动物解剖脏器系数测定目的：在药物毒理学研究中，常常需要收集实验动物的血液、尿液或其它体液进行常规检查或生化分析，因此，正确采集实验动物的生物材料是药物毒理学最基本和最重要的操作技术。
对实验动物进行大体解剖检查是药物毒理实验的常规观察项目，简便易行并能提供重要资料。
测定动物死后器官湿重和含水量是常用的指标之一，可以从大体标本大概地估计内脏器官病变的程度，特别适用于某些可致内脏水肿、实质细胞肿胀、间质纤维组织增生或脏器萎缩等药物的研究。
组织匀浆的制备以及在匀浆技术的基础上发展起来的亚细胞结构分离技术，也是药物毒理实验的重要技术之一。
学习和掌握药物毒理学试验中常用的生物材料的采集方法；实验动物的处死方法、大体解剖检查、脏器系数和含水量的测定以及组织匀浆的制备；了解病理切片常规收集样本的部位和方法。
主体内容（一）血液的采集1、大鼠与小鼠的采血方法：①鼠尾采血：当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾，将尾部浸入45~50℃温水中数分钟，使尾静脉充血，擦干，再用酒精棉球擦试消毒。
剪掉尾尖（约0.2~0.3cm），拭去第一滴血。
然后用血色素吸管定量吸取尾血，或将尾血直接滴入容器内。
采血完毕用干棉球压迫止血。
亦可不剪尾，用7~8号注射针头连上注射器直接刺破尾静脉采血。
②眼眶静脉丛采血：当需用中等量的血液，而又避免动物死亡时采用本法。
左手拇指及食指紧紧握住大鼠或小鼠颈部，压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血，但用力要恰当，防止动物窒息死亡。
右手持玻璃毛细管从右眼或左眼内眦部以45°角刺入，刺入深度小鼠约2～3mm, 大鼠4～5mm。
若遇阻力稍后退调整角度后再刺入，如穿刺适当，血液能自然流入毛细管内。
得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，拔出毛细管，用干棉球压迫止血。
③断头采血：当需用较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用本法。
实验动物取血,尿液,其他体液的采集,实验动物的剖检方法
名称：生物样品的采集及实验动物的解剖和脏器系数测定标准操作规程(SOP)关键词：生物样品的采集实验动物解剖脏器系数测定目的：在药物毒理学研究中，常常需要收集实验动物的血液、尿液或其它体液进行常规检查或生化分析，因此，正确采集实验动物的生物材料是药物毒理学最基本和最重要的操作技术。
对实验动物进行大体解剖检查是药物毒理实验的常规观察项目，简便易行并能提供重要资料。
测定动物死后器官湿重和含水量是常用的指标之一，可以从大体标本大概地估计内脏器官病变的程度，特别适用于某些可致内脏水肿、实质细胞肿胀、间质纤维组织增生或脏器萎缩等药物的研究。
组织匀浆的制备以及在匀浆技术的基础上发展起来的亚细胞结构分离技术，也是药物毒理实验的重要技术之一。
学习和掌握药物毒理学试验中常用的生物材料的采集方法；实验动物的处死方法、大体解剖检查、脏器系数和含水量的测定以及组织匀浆的制备；了解病理切片常规收集样本的部位和方法。
主体内容（一）血液的采集1、大鼠与小鼠的采血方法：①鼠尾采血：当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾，将尾部浸入45~50℃温水中数分钟，使尾静脉充血，擦干，再用酒精棉球擦试消毒。
剪掉尾尖（约0.2~0.3cm），拭去第一滴血。
然后用血色素吸管定量吸取尾血，或将尾血直接滴入容器内。
采血完毕用干棉球压迫止血。
亦可不剪尾，用7~8号注射针头连上注射器直接刺破尾静脉采血。
②眼眶静脉丛采血：当需用中等量的血液，而又避免动物死亡时采用本法。
左手拇指及食指紧紧握住大鼠或小鼠颈部，压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血，但用力要恰当，防止动物窒息死亡。
右手持玻璃毛细管从右眼或左眼内眦部以45°角刺入，刺入深度小鼠约2～3mm, 大鼠4～5mm。
若遇阻力稍后退调整角度后再刺入，如穿刺适当，血液能自然流入毛细管内。
得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，拔出毛细管，用干棉球压迫止血。
③断头采血：当需用较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用本法。
大鼠脑脊液骨髓的采集方法
大鼠脑脊液骨髓的采集方法步骤一：麻醉大鼠将大鼠置于麻醉箱中，使用一般常用的麻醉方法，如使用注射器将麻醉剂注射到大鼠体内，或将大鼠放入具有麻醉效果的气体环境中（如氧化乙烯、异氟醚等），使大鼠进入深度麻醉状态。
步骤二：准备工具和材料准备需要的实验器材和材料，包括注射器、微量注射器、针头、创口贴、消毒液、手套等。
步骤三：固定大鼠的头部将麻醉好的大鼠放到一块柔软的垫子上，然后将大鼠的头部固定在取样位置上，以保证操作时头部不会有移动。
步骤四：刮除毛发并消毒使用刀片或电动剃刀将取样部位的毛发刮除干净，并用消毒液进行彻底消毒，以避免感染。
步骤五：穿刺脊髓采用腰椎穿刺法，使用无菌注射器和针头将其插入到脊髓腔内。
刺穿脊髓后，抽取相应的脑脊液样品。
步骤六：收集脑脊液利用微量注射器收集抽取的脑脊液样品，注意避免气泡的产生。
收集足够的脑脊液样品用于后续实验。
步骤七：处理采集部位在完成采集后，将针头缓慢地拔出，然后用无菌纱布或创口贴轻轻按压采集部位，以止血，防止感染。
大鼠骨髓的采集方法：步骤一：麻醉大鼠将大鼠置于麻醉箱中，使用一般常用的麻醉方法，如使用注射器将麻醉剂注射到大鼠体内，或将大鼠放入具有麻醉效果的气体环境中（如氧化乙烯、异氟醚等），使大鼠进入深度麻醉状态。
步骤二：准备工具和材料准备需要的实验器材和材料，包括注射器、微量注射器、针头、创口贴、消毒液、手套等。
步骤三：固定大鼠的肢体将麻醉好的大鼠放到一块柔软的垫子上，然后将大鼠的肢体固定在取样位置上，以保证操作时肢体不会有移动。
步骤四：消毒使用适当的消毒液对骨髓采集部位进行消毒，以避免感染。
步骤五：穿刺骨髓用带有针头的注射器穿刺骨髓。
穿刺一般选择胫骨、肱骨或股骨中的一根较粗的部位，并确保穿刺角度和力度适合。
步骤六：采集骨髓通过注射器吸取骨髓样品，并将其收集在一支干燥、清洁的离心管中。
确保采集到足够的骨髓样本以供后续实验使用。
步骤七：处理采集部位在完成采集后，将针头缓慢地拔出，然后用无菌纱布或创口贴轻轻按压采集部位，以止血，防止感染。
关于动物检疫样品的采集和检疫方法
关于动物检疫样品的采集和检疫方法动物检疫是防止动物疾病传播的重要措施之一，其中样品采集和检疫是非常关键的环节。
下面将对动物检疫样品的采集和检疫方法进行介绍。
1. 血液样品：采集动物的静脉全血或静脉血清。
采集前应注意动物的生理状态，尽量使动物处于放松状态。
对于小动物，可以采用尾静脉采血。
对于大动物，可以采用颈静脉或股静脉。
2. 过渡样品：采集各种体液、组织，如尿液、粪便、咳嗽、鼻液、眼泪、唾液等。
采集过程应注意避免污染和混淆。
采集器具应提供单独的贮存容器，以免交叉污染。
3. 活体检查样品：如检查动物身体各部位是否异常、是否存在瘤、肿块、疮疤、皮疹等。
检查应全面、仔细，操作要轻柔，以免伤害动物。
1. 外部卫生检疫：主要是对动物外部体表的检查。
养殖场、动物市场、宠物店等，都应定期进行消毒和卫生检疫，以预防外来病原体的传播。
2. 全身检疫：对动物进行全身检查，包括体型、体温、呼吸、心跳、胃肠道、肾脏、肝脏、生殖系统等方面的检查。
对于养殖场、动物市场等密集场所，检验检疫部门可采取抽检的方式进行检疫。
3. 实验室检疫：对采集的样品进行实验室检测，以确诊疾病和判断病原体的类型和数量。
实验室检疫应严格遵守操作规程，操作人员应穿着防护服和手套，操作过程中应注意避免污染。
4. 检疫证明：对于检疫合格的动物和动物产品，应出具检疫证明。
检疫证明应包括检疫单位名称、检疫日期、检疫地点、被检疫动物种类及数量、检疫结果等信息。
检疫证明是动物产品进入市场的必要证明，也是保障动物健康和人类食品安全的重要措施之一。
综上所述，动物检疫样品的采集和检疫方法对于防止疫病的传播起着非常重要的作用。
遵循标准的采集和检疫方法，可以保障动物健康和人类食品安全，促进畜牧业和宠物行业的健康发展。
提取大鼠骨髓的方法
提取大鼠骨髓的方法
提取大鼠骨髓的方法包括以下步骤：
1. 选取适当的实验动物，如SPF级、体重100~150g的SD大鼠。
2. 将大鼠断颈处死，然后将其置于体积分数为75%的乙醇中浸泡5分钟进行消毒。
3. 将工作台进行紫外消毒，并用通风机通风3分钟，以保持无菌环境。
4. 用75%酒精擦拭操作台和双手，确保无菌操作。
5. 准备好所需的工具，如大剪刀、止血钳、眼科剪刀、眼科镊子以及干净的培养皿。
6. 将大鼠仰卧放置在超净台内的干净培养皿上。
7. 使用眼科镊子沿腹股沟处提拉大鼠皮肤，并用眼科剪刀剪开腹股沟皮肤，暴露出腿部肌肉。
8. 从关节处将大鼠大腿剪下，并除去骨表面附着的软组织。
9. 如果剪刀不易将骨表面肌肉组织剔除干净，可以使用无菌纱布擦拭，以便更方便地剔除肌肉组织，提高所分离细胞的纯度。
10. 用无菌PBS浸泡清洗骨骼。
11. 用眼科剪剪断两端骨骺，显露骨髓腔。
12. 将骨骼放置在10ml含体积分数为10%胎牛血清的新鲜DMEM完全培养液的无菌培养皿中。
13. 使用注射器吸取完全培养液冲洗骨髓腔，重复冲洗3次，然后反方向冲洗3次，直至骨髓腔冲洗液变清亮。
14. 吹打细胞悬液，以便分散细胞。
15. 将骨髓悬液收集至15ml离心管中，在1000r/min室温下离心5分钟。
完成以上步骤后，即可提取到大鼠的骨髓细胞。
请注意，实验应在无菌条件下进行，以避免污染样本。
动物血液样品采集制备与保存的方法
动物血液样品采集制备与保存的方法采集动物血液样品是许多生物学领域研究的一个必要步骤，可在研究动物体内代谢产物、蛋白质和其他生物化学成分等方面提供重要数据。
正确采集、制备和保存动物血液样品对保证实验可重复性和数据可靠性至关重要。
在此，我们将详细介绍动物血液采集、制备和保存的一般步骤和技巧。
一、动物血液采集步骤1.选择采集方法动物血液样品可以通过多种方法采集，例如尾静脉、脚趾或心室，选择采集方法需要考虑动物品种、体重、年龄、健康状态和需要采集的样品量等因素。
尾静脉是大多数小鼠、大鼠和兔子采集血液的首选方法，他们的尾部通常被轻轻加热以促进血流量。
草食性动物的脚趾可以作为血液采集的理想位置，例如绵羊和牛。
对于较大的动物，例如猪和狗，则通常会选择从心室采集血液，这通常是有经验的实验室技术员或兽医完成的。
2.准备采集器具为了在采集血液样本之前确保动物的安全和正确采集血液，需要准备一些必要的器具，例如消毒的手套、注射器、切口刀、愈合事物、血液管、离心螺旋管等。
3.准备动物在采集血液样品之前需要让动物充分的适应工作环境和操作过程。
对于大型动物，需要麻醉或镇定，以确保安全。
对于小型动物，例如小鼠和大鼠，在采集血液之前需要使用一个温和的方法略微加热尾巴以刺激血流。
4.采集血液在采集血液之前，需要消毒所使用的器具并穿戴手套以减少感染风险。
在采集血液时，需要将血液针或血转移管插入血管并抽取所需的血液量。
在采集血液之前，需要确保血液管正确插入血管，这通常会导致血液快速流出采集器。
5.处理采集的血液在采集血液后，需要立即将其转移到适当的容器中，例如离心螺旋管等，并按照相应的实验流程进行处理。
二、动物血液制备和保存的步骤1.离心制备在采集和转移到离心管的过程中，需要立即离心制备样品。
离心的目的是将血细胞和血浆分离，这样可以分离出血浆，以便分离蛋白质和其他分子。
通常离心螺旋管需置于离心机中，并按照相关的实验流程进行离心。
2. 血清制备在离心制备之后，可以将红细胞从上清液中分离出来，以制备血清。
常用实验动物脏器的病理取材方法
免疫系统
循环系统
泌尿系统
呼吸系统
内分泌系统
消化系统
消化系统
胃
肠
肝
胰腺
1.5×1.5×全层cm3
十二指肠、小肠和
1.5×1.5×0.5 cm3
1.5×1.5×0.5cm3
大肠各一段1-2cm
大动物1.5×1.5×全层cm3
常用实验动物的肝脏比较
犬
大鼠
小鼠
猴
取左、右最大肝叶的一块组织 1.5cm×1.5cm×0.5 cm
4. 应避免选取因解剖失误造成的凝血块和坏死组织等。
5. 取病理材料时勿压（组织变形）、刮抹（组织缺损）、冲洗（红细胞和 其他细胞吸水肿胀破裂）。 6. 所取材料应尽量保持肉眼标本的完整性，不宜过厚或过薄，一般认同 1.5×1.5×0.5cm3的取材。
常用实验动物的各脏器解剖和取材
神经系统
生殖系统
呼吸系统
• 肺脏取材： 取两肺下叶组织各一块（包括肺膜），大 小为1.5×1.5×0.5cm3。若有病变可根据病变大小、多 少加取组织块。
• 气管取材：气管任意一段1.0-1.5cm。 大动物1.5×1.5×全层。
泌尿系统
• 肾脏：两侧各取一块组织，包括主要结构， 大小为1.5×1.5×0.5cm3。 • 膀胱：取膀胱组织一块包括全层结构， 大小为1.5×1.5cm2。 小动物整体取材。
神经系统
大脑
小脑
脊髓
垂体
1.5×1.5×0.5cm3
1.5×1.5×0.5cm3， 包括小脑中间部
颈、胸和腰髓三段 0.5－1.0cm
整体取材
大脑中央前、后回各一块组织 大小为1.5cm×1.5cm×0.5cm
动物体液采集
动物体液采集(一)实验动物尿液的采集实验动物尿液的采集可分为自然排尿收集法和强制排尿收集法。
1. 大鼠、小鼠、沙鼠的尿液收集(1)自然排尿法通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收集尿液。
收集时将大鼠、小鼠、沙鼠装入特制的代谢笼里，笼下放置洁净、干燥的玻璃粪尿分离漏斗，将漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个150～200ml集尿容器，按试验要求定时收集、量取一定时段的尿液，供进一步实验用。
我们还可根据采尿目的来选择不同的代谢笼，也可根据不同的采尿目的对代谢笼进行适当的改良。
(2)强制排尿法将大鼠、小鼠、沙鼠固定好后，按压骶骨两侧的腰背部或者轻轻压迫膀胱的体表部位，使其排尿后，将尿液收集到预先准备好的平皿或铝箔容器中。
2. 豚鼠尿液的收集（1）自然排尿法：使用大鼠或家兔用的代谢笼收集。
（2）强制排尿法：同大鼠、小鼠、沙鼠的收集法。
3. 家兔尿液的收集(1)自然排尿法也称留尿法，通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收家兔尿液。
收集时将家兔置于兔代谢笼里，笼下放置玻璃的粪尿分离漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个较大集尿容器收集尿液。
或在通常使用的饲养笼下放置收集尿液的容器（金属网或采尿盒等）。
(2)强制排尿法：包括逼尿法和导尿法（1）逼尿法是一人把家兔抱住，另一人右手由家兔腹腔向下逐渐用力压迫膀胱，逼出尿液。
（2）导尿法则是把家兔仰卧固定于手术台上，先在尿道口周围常规消毒，左手将尿道口充分暴露，且固定之，右手握幼儿导尿管（尖部涂一层凡士林或甘油），顺尿道往里送入，一旦导尿管进入膀胱腔，即见尿液流出，有时无尿流出，可将导尿管适当上下左右转动，见尿流出为此。
采集雄性动物时，用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下拽，暴露龟头的龟裂，使尿道口张开，缓慢将导尿管从外尿道口插入，在尿道括约肌部有少许抵抗感。
不要强行插入，轻轻地向膀胱部导入，尿自然导出。
采集雌性动物时，外尿道口在阴道前庭的里面，从外面看不到，沿着阴道腹侧的阴蒂在阴道前庭腹侧壁将导尿管的尖端插入，也可以插入尿道口，此后方法同雄性动物。
实验动物与动物实验方法教案--动物实验的常用实验技术动物血液的采集方法精选全文
精选全文完整版可编辑修改第三篇动物实验的常用实验技术第一章动物实验的基本操作第一节实验动物的编号大鼠和小鼠的编号一般都用不同颜料涂染皮毛的方法来标记，常用的涂染化学品如下①涂染黄色用3～5%苦味酸溶液;②涂红色用0.5%品红溶液等。
前者最常用。
在动物固定的不同部位涂上苦味酸斑点表示不同号码。
一般习惯在左前腿上为1，腰部为2，在左后腿上为3，在头部为4，在正中为5，在尾基部位6，在右前腿为7，在右侧要不为8，在右后退上为9，不涂染鼠为10。
如果试验时动物编号超过10，可在动物同一部位上再涂染另一种涂染剂。
标记方法如图。
第二节动物的捉持和固定一、小白鼠的捉持：捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于实验台或鼠笼上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的皮肤，将鼠置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。
二、大白鼠的持：大白鼠的捉拿时，可戴上手套。
实验者可用右手捉住鼠尾，放在实验台或鼠笼上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
三、家兔的捉持：用一手抓住家兔颈背部皮肤，将兔提起，另一手托其臀部，使兔呈坐位姿势。
第三节常用动物的给药方法一、小鼠、大鼠常用的给药方法1、灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。
一般的给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠为1～2.0ml／100g。
2、皮下注射（sc）: 常在背部皮下注射。
一手固定动物，另一只手注射给药。
一般给药量小鼠为0.1～0.20ml ／10g，大鼠为1ml／100g。
3、腹腔注射（ip）: 左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm，一般给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠1～2.0ml／100g。
4、肌内注射（im）：多注射后肢股部肌肉。
动物血液样品的采集及注意事项
动物血液样品的采集及注意事项以动物血液样品的采集及注意事项为标题，我们来详细介绍一下。
一、动物血液样品的采集方法：1.选择合适的采集器具：通常采用注射器、血管针或血液采集管等，具体根据动物的大小和采集目的而定。
2.准备工作：事先清洁采集器具，保持无菌，以防止外部污染。
同时，准备好采集所需的试剂和标本收集容器。
3.选择采集部位：根据动物的种类和体型选择合适的采集部位，通常是动脉或静脉。
常用的采集部位有耳朵、颈部、前肢等。
4.消毒处理：在采集前使用消毒液对采集部位进行消毒处理，以减少细菌感染的风险。
5.采集血液样品：根据采集部位的不同，选择合适的方法进行采集。
通常采集动脉血样品时需要插入血管，而采集静脉血样品时需要找到合适的静脉进行穿刺。
6.采集量和保存：根据采集目的和实验要求，确定采集的血液量，并将血液样品转移到标本收集容器中。
注意，采集的血液样品应当避免暴露在空气中，以防止氧化和凝结。
二、注意事项：1.安全第一：在进行血液采集操作时，务必保证自身和动物的安全，避免受伤或造成动物痛苦。
必要时可以使用适当的固定和约束措施。
2.专业操作：血液采集是一项技术活动，需要经过专业的培训和操作指导才能进行。
请确保操作人员具备相关知识和技能，以避免操作不当导致样品污染或误差。
3.遵循伦理规范：在进行动物血液采集时，应当遵循相关的伦理规范和法律法规，确保动物的权益和福利得到保护。
4.采集时间和频率：根据实验要求和动物的生理特点，合理确定采集的时间和频率。
避免过度采集导致动物身体疲劳或健康问题。
5.采集前后的处理：在采集前后，需要对动物进行适当的处理和观察。
采集前，可以对动物进行麻醉或镇静，以减少痛苦和压力。
采集后，应当妥善处理采集部位，观察动物是否有异常反应或不适症状。
6.样品标识和记录：采集完血液样品后，应当及时进行标识和记录。
包括标注动物的信息、采集时间、采集部位等重要信息，以便后续的实验和分析工作。
7.储存和运输：采集的血液样品需要储存和运输到实验室进行后续的分析。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
一、消化液的采集(一) 唾液1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。
2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。
这种方法可以收集到较纯净的唾液。
(二)胃液1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。
如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。
2. 制备胃瘘法在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。
制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。
应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。
(三)胰液和胆汁在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。
狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。
大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。
有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。
二、脑脊液的采集(一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。
动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。
消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。
如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。
轻轻调节进针方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。
(二)大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。
头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm)用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。
为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。
由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。
抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。
刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。
采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。
三、骨髓的采集1. 大鼠、小鼠骨髓的采集：用颈椎脱臼法处死动物,剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡盐溶液，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。
如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。
2. 大动物骨髓的采集：狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。
先将动物麻醉、固定、局部除毛、消毒皮肤，然后估计好皮肤到骨髓的距离，把骨髓穿刺针的长度固定好。
操作人员用左手把穿刺点周围的皮肤绷紧，右手将穿刺针在穿刺点垂直刺入，穿入固定后，轻轻左右旋转将穿刺针钻入，当穿刺针进入骨髓腔时常有落空感。
狗骨髓的采集，一般采用髂骨穿刺。
狗等大动物常用的骨髓穿刺点：胸骨：穿刺部位是胸骨体与胸骨柄连接处。
肋骨：穿刺部位是第5～7肋骨各点的中点。
胫骨：穿刺部位是股骨内侧、靠下端的凹面处。
如果穿刺采用的是肋骨，穿刺结束后要用胶布封贴穿刺孔，防止发生气胸。
四、腹水的采集抽取狗等大动物腹水，让狗按自然站立位固定，穿刺部位在耻骨前缘与脐之间，腹中线两侧。
剪毛消毒，局部浸润麻醉。
操作者左手姆、食指紧绷穿刺部位的皮肤，右手控制穿刺深度做垂直穿刺。
注意不可刺的太深，以免刺伤内脏。
穿刺针进入腹腔后，腹水多时可见因腹压高而自动流出。
腹水太少可轻轻回抽，并同时稍稍转动一下针头，一旦有腹水流出，立即固定好针头及注射器的位置连续抽取。
抽取大鼠、小鼠的腹水方法简单，用左手拇指及食指捏住动物颈部皮肤，无名指、小手指及手掌夹住其尾巴固定好动物，使其腹部略朝上，在腹股沟和腹中线之间，消毒皮肤,用8号针头刺入腹腔,如腹压高腹水自然流出，如腹水太少，可借助注射器抽取。
抽腹水时注意不可速度太快，腹水多时不要一次大量抽出，以免因腹压突然下降导致动物出现循环功能障碍等问题。
五、尿液的采集常用的采集方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量的水。
(一)代谢笼法：此法较常用，适用于大、小鼠。
将动物放在特制的笼内。
动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。
由于大、小鼠尿量较少，操作中的损失和蒸发，各鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5小时以上的尿液，最后取平均值。
(二)导尿法：常用于雄性兔、狗。
动物轻度麻醉后，固定于手术台上。
由尿道插入导尿管(顶端应用液体石蜡涂抹)，可以采到没有受到污染的尿液。
(三)压迫膀胱法：在实验研究中，有时为了某种实验目的，要求间隔一定的时间，收集一次尿液，以观察药物的排泄情况。
动物轻度麻醉后，实验人员用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。
当加的压力足以使动物膀胱括约肌松驰时，尿液会自动由尿道排出。
此法适用于兔、狗等较大动物。
(四)输尿管插管法：动物麻醉后，固定于手术台上。
剪毛、消毒，于耻骨联合上缘之上在正中线做皮肤切口(长约3～4cm),沿腹中线切开腹壁及腹膜,找到膀胱翻出腹外。
辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位(膀胱三角)后，细心地分离出两侧输尿管，分别在靠近膀胱处穿线结扎。
在离此结扎点约2cm 处的输尿管近肾段下方穿一根丝线。
用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，分别插入充满生理盐水的细塑料管( 插入端剪成斜面)，用留置的线结扎固定。
可见到尿滴从插管中流出( 头几滴是生理盐水)，塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。
在适用过程中应经常活动一下输尿管插管，以防阻塞。
在切口和膀胱处应盖上温湿的生理盐水纱布。
(五)膀胱插管法：腹部手术同输尿管插管。
将膀胱翻出腹外后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断它同尿道的通路。
然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做以荷包缝合固定。
漏斗最好正对着输尿管的入口处。
注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。
下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。
(六)穿刺膀胱法：动物麻醉后固定于手术台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变一下角度，以避免穿刺后漏尿。
(七)剖腹采尿法：同穿刺法做术前准备，皮肤准备范围应大一点。
剖腹暴露膀胱，操作者的左手用无齿小平镊夹住一小部分膀胱，右手持针在小镊夹住的膀胱部位直视穿刺抽取尿液。
可避免针头贴在膀胱壁上而抽不出尿液。
(八)反射排尿法：适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显。
故需采取少量尿液时，可提起小鼠，将排出的尿液接到带刻度的容器内。
六、精液的采集(一)人工阴道采集精液(semen)：体型较大的动物，如狗、猪、羊等,可用一专门的人工阴道套在发情的雄性动物阴茎上，采集精液。
也可将人工阴道置入雌性动物的阴道内，待动物交配完毕后，取出人工阴道采集精液。
还可将人工阴道固定在雌性动物外生殖器附近，雄性动物阴茎开始插入时,立即将其阴茎移入人工阴道内，待其射精完毕后,采集人工阴道内的精液。
(二)阴道栓采集精液：大小鼠雌雄交配后，24小时内可在雌性动物阴道口出现白色透明的阴道栓，这是雄鼠的精液和雌鼠阴道分泌液在阴道内凝固而成的，取阴道栓涂片染色可观察到凝固的精液。
(三)其它采集精液法：将发情的雌性动物放在雄性动物一起，当雄性动物被刺激发情后，立即将雄性动物分开，再用人工法刺激其射精。
也可按摩雄性动物的生殖器或用电刺激其发情中枢或性敏感区，使其射精。
七、阴道内液体的采集(一)棉拭子法：用消毒棉拭子旋转插入动物阴道内，然后在阴道内轻轻转动几下后取出，即可进行涂片镜检。
有的适用如大、小鼠等，阴道液较少，取其阴道液时，可用先浸湿后又挤尽无菌生理盐水的棉拭子取阴道液,这种棉拭子比干棉拭子容易插入阴道。
对体型较大的实验动物，也可先按摩或刺激其阴部，而后再采集其阴道液。
(二)滴管法：用消毒的钝头滴管吸取少量的无菌生理盐水插入动物阴道内，然后挤出生理盐水后又吸入，反复几次，吸取阴道冲洗液滴于玻片上制片、染色镜检。
(三)刮取法：用光滑的玻璃小勺或牛角制的小刮片慢慢插入阴道内，在阴道壁轻轻刮取一点阴道内含物，进行涂片镜检。
八、胸水的采集收集胸水常采用穿刺法。
如果实验不要求动物继续存活，也可用处死动物剖胸取胸水。
穿刺部位在动物脊侧腋后线胸壁第11～12肋间隙穿刺较安全。
此部位是肺最下界之外侧，既可避免损伤肺组织造成气胸，又易采集在隔肋窦的胸水。
此外，也可在腹侧胸壁近胸骨左侧缘第4～5肋间隙穿刺。
动物穿刺部位剪毛、消毒，操作者左手拇、食指绷紧肋间穿刺部位的皮肤，用带夹的橡皮管套上12～14号针头，沿肋骨前缘小心地垂直刺入。
当有阻力消失或落空感时，表示已穿入胸腔。
再接上针管，除去夹子，缓缓抽取胸水。
如果有条件在穿刺针头与注射器之间连一个三通管，但应注意正确运用三通管。
穿刺结束迅速拔出针头，轻揉穿刺部位，促进针孔闭合并注意消毒。
操作中严防空气进入胸腔，始终保持胸腔负压。
穿刺应用手控制针头的深度，以防穿刺过深刺伤肺脏。