动物实验的基本技术和方法(1)
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
动物实验的常用技术1
3.耳孔法 专用打孔机,兔耳打一小孔. 用滑石 粉抹在打孔局部防止孔口愈合。
(三)犬 将号码打在金属牌上,固定在犬颈的链条上。也 可在犬右前背部的皮毛上剪出号码。此法编号清 楚、可靠,便于观察。
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第三节
实验动物被毛的去除方法
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有些操作需要去除动物局部的被毛.去除的方法 有机械法、化学法和拔毛法。机械法又分剪毛法 和剃毛法, 前者需用弯头手术剪,后者需剃毛刀或 电动剃刀。化学法需预先准备好脱毛剂。
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第二节
实验动物随机分组、编号及标记
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在实验中为了观察各个动物的情况,实验前必 须对实验动物进行随机分组并编号、标记,使实验 者能识别每一只动物。
一、随机分组方法 实验设计的基本原则：随机、对照、重复等, 主要是统计学设计问题，将在开设的“实验药 理学”课程中讲述, 这里只简要介绍随机分组 和对照的基本概念。
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1.盐酸普鲁卡因 盐酸普鲁卡因(procaine),安 全,显效快,但失效也快。注射后1~3min 内产生 麻醉,可维持30~45 min。其副作用是在大量药 物被吸收后, 表现出中枢神经系统先兴奋后抑制。 此种副作用可用巴比妥类药物预防。
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2. 丁卡因 丁卡因（dicain）局部麻醉效力比普 鲁卡因强10倍, 吸收的毒性作用也相应增强, 能穿 透粘膜, 作用迅速, 1~3 min发生作用, 持续60~90 min。
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麻醉
局部麻醉 全身麻醉
气体吸入 注射麻醉
麻醉方式、麻醉剂及麻醉剂量的选用,依 实验目的、动物种类、年龄和动物健康状 况不同而异(表3-1)。
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一、全身麻醉
(一)气体吸入法 多选用乙醚，其优点是安全范围大，肌肉能 完全松驰，对肝和肾毒性小，麻醉的诱导期和苏 醒期较长，但副作用是对呼吸道黏膜刺激性强， 胃肠道反应发生率较高。
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
完整版动物实验的基本技术操作方法
一、动物实验的常用方法
3．切除和注入提取液法 常用于研究内分泌器官的生理和病理病 变，如研究切除某一腺体后看辐射对机 体的影响，切除某一腺体后看出现什么 症状而推论这种腺体的功能；如蝌蚪无 甲状腺素，如注入甲状腺素，蝌蚪很快 变成了蛙。
一、动物实验的常用方法
4．离体组织器官法 它是利用动物的离体组织、器官或生物 性致病因子（微生物、寄生虫等），置 于一定的存活条件下（如温度、营养成 分、氧气、水、pH等）进行观察的一种 实验方法。
一、动物实验的常用方法
10．其它方法 如联体动物法，条件反射法、生物遗传 法、放射生物法、药物化学法等等。
动物实验的基本操作技术方法，根据实 验顺序分述如下：
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动 物健康，不影响观察指标，并防止被动 物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定 动物的方法依实验内容和动物类而定。
生理学的动物实验方法 病理生理学的动物实验方法 药理学的动物实验方法 病理解剖、组织学动物实验方法 微生物、免疫学的动物实验方法
下面举一些动物实验的常用方法：
一、动物实验的常用方法
1．复制动物模型法
此法是动物实验最基本的方法，是采用 人工的方法使动物在一定致病因素（机 械、化学、生物和物理）作用下，造成 动物的组织，器官或全身的一定损伤， 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型， 来研究各种疾病的发生、发展规律及防 治方法。
一、动物实验的常用方法
这类研究方法的优点在于被研究的对象，其 机体内外环境已处于较自然的相对平衡状态， 条件比较稳定，所得的结果接近生理情况。 但需要事先制备，术后护理，等动物恢复健 康后才能从事实验，花费时间较长，工作量 较大，因而在选用上受到一定限制。除了用 手术制备的动物实验外，运用药物或食铒等 措施制备病理模型，如诱发各种实验性动物 疾病模型的方法也可归为慢性动物实验。
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验基本技术和方法及成功之路
3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法
家 兔 给 药
1、灌胃给药
使用开口器和导尿管灌胃。
2、静脉给药
先拔去注射部位的 被毛，用手指弹动或轻 揉兔耳，使静脉充盈， 右手持注射器连6号针头 尽量从静脉的远端刺入， 将药液注入，然后拔出 针头，用手压迫针眼片 刻。
3、肌肉注射给药 4、淋巴囊内注射 5、涂布法给药 6、直肠给药和阴道给药
犬
灌胃给药
给
药
静脉注射 静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉 注射。
第六节
动物实验后的有关问题
一、术后护理 二、实验动物处死方法 1、颈椎脱臼法 2、空气栓塞法 3、放血法 4、断头法 5、药物法
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动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
第十章 动物实验基本技术和方法
湖南中医药大学 实验动物中心
第一节 动物实验分组
分组原则：使一切干扰实验的因素分配到 各组时只受纯机遇的抽样误差的影响，而 不受实验者主观因素的影响，严格按照随 机分组的原则进行。 确立实验总组数和总动物数：动物实验应 设立各种对照组，实验组包括不同处理因 素组和实验需要总动物数。确定实验总组 数后，再确定每组样本数量和实验需要总 动物数。
第七节、实验动物尿液粪便采集
一、压迫排尿排便法 二、代谢笼法：此法较常用于大、小鼠，成熟 小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h
B.兔耳缘静脉注射法：一般采用外耳缘静脉。给兔注射前，
先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用 75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手示 指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端， 环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的 远心端刺入血管，将药液注入，注射完毕，用棉球压 住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。 C.犬前肢内侧头静脉注射法：抓取和固定好犬。由助 手将犬前肢根部用手握紧，或用胶皮管绑住，使静脉 充盈。实验者左手托住犬前肢，右手持连有7号针头的 注射器刺入内侧皮下的头静脉，进针1cm后回抽见血， 即可注射。
2.皮内注射：一般用于接种或过敏实验。将药液注射 在真皮和表皮之间。皮内注射时需将注射的局部脱 去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使 之绷紧，在两指之间，用注射器连4(1/2)号细针头， 紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺 入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色 小皮丘。
3.肌肉注射：一般选择肌肉丰满而无大血管通过 的臀部或大腿外侧，不溶于水的油剂药物常采 用肌肉注射。 4.腹腔注射：用大、小白鼠做实验时，以左手抓 住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左 （或右）下腹部刺入皮下，使针头向前 推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针 头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动 物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物 为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm 处。
实验动物采血技术给药技术(一)
（2）腹腔和静脉给药麻醉法 非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射 麻醉，操作简便，是实验室最常采用的方法之一。 腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠，较大的动物如 兔、狗等则多用静脉给药进行麻醉。由于各麻醉剂 的作用长短以及毒性的差别。所以在腹腔和静脉麻 醉时，一定要控制药物的浓度和注射量 。
2．局部麻醉 ⑴ 猫的局部麻醉一般应用 0.5～1.0% 盐酸普鲁卡 因 注 射 。 粘 膜 表 面 麻 醉 宜 用 2% 盐 酸 可 卡 因 。 ⑵ 兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐酸 可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。 ⑶ 狗的局部麻醉用0.5～1%盐酸普鲁卡因注射。 眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。
二、兔的性别鉴定
Female
Male
第三节 年龄的大致判断
一、大、小鼠 1. 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）
日龄/d 1 3 4 5 8 外观形态特征 仔鼠裸体鲜红 耳壳露出表皮 脐带瘢痕脱落 能翻身 能爬行
日龄/d 10 9～11
外观形态特征 能听到声音 全身被白毛，门齿长出
13～15
采血时要注意
采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在 25～28℃，冬季，15～20℃为宜； ② 采血用具有采用部位一般需要进行消毒； ③ 采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥； ④ 若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入 抗凝剂。
①
１．取少量血 部位 ａ．尾静脉 ｂ．耳静脉 ｃ．眼底静脉丛 d．舌下静脉 动物种类 大鼠、小鼠 兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 兔、大鼠、小鼠 兔
尾 部 采 血
心脏采血
二、豚鼠的采血方法 1．耳缘剪口采血 2．心脏采血方法同大、小鼠。 3．股动脉采血方法同大、小鼠。 4．后肢背中足静脉采血
动物实验的基本操作方法
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀 、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起， 部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。 部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。 2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况； 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压 测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上， 测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上，马蹄形 固定多用于腰背部， 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 所以是研究中常采用的固定方法。 位，所以是研究中常采用的固定方法。
家兔抓取方法
1、2、3均为不正 、 、 均为不正 确的抓取方法 （1．可损伤两肾， ．可损伤两肾， 2．可造成皮下出 ． 血，3．可伤两 ． ），4、 为正 耳）， 、5为正 确的抓取方法。 确的抓取方法。 颈后部的皮厚可 以抓， 以抓，并用手托 兔体。 兔体。
家兔盒式固定法
家兔台式固定法
家兔马蹄形固定
小鼠的抓取固定方法
小鼠尾静脉注射方法
（二）大鼠的抓取固定方法
大鼠的抓取基本同小鼠
（三）蛙类的抓取固定方法
蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固 以中指、无名指、 定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后 拇指和食指分别压住左、右前肢、 肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进 行操作。 行操作。
一、动物实验的常用方法 二、实验动物的抓取固定方法
三、实验动物编号标记方法 四、实验动物被毛的去除方法
（一）小鼠的抓取固定方法
小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起， 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起， 置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时， 置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食 指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢 拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。 拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。 尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定， 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴， 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴， 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴， 固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
动物实验基本技术和方法
动物实验基本技术和方法
细胞培养与分离
细胞培养技术是实验室中使用最广泛的技术之一，在分子生物学领域中，它是可以在实验室环境控制的条件下培养活细胞的技术。
它是将细胞
及其产物从原始组织中分离出来，使细胞生长、增殖、繁殖，明确细胞形态、核型和功能结构．
细胞培养的基本技术包括：
1.细胞收集技术：通常是用生化组织学技术，以腹腔注射、血液抽取、经鼻粘膜术等从动物身体中取得细胞，在此过程中要避免注射液等外界刺
激引起的炎症反应带来的细胞损伤。
2.细胞的解剖分离：利用生化操作，如断裂、打散等，获得单细胞或
少量细胞的集合。
3.细胞培养和培养条件：细胞培养采用两种培养方式，即细胞培养皿
和玻片培养，一般就细胞培养瓶选用50mlPA金属瓶，玻片培养的固有形
态较好，容易观察到细胞的形态、核型、细胞器以及胞质的结构。
在培养
液中添加一定量的葡萄糖、酮类、低聚糖以及多种微量元素等，另外，还
要控制培养瓶或玻片中使用的氧气浓度，使培养条件趋于理想。
4.细胞实验的操作：此部分包括一些相关技术，如PH信号检测、染
色检测、血清学检测、冷冻封存及免疫检测等。
动物实验基本技术和方法
（十三）静脉注射(i.v)：
小鼠：尾静脉
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01
大鼠：尾静脉、
阴茎静脉、 舌下静脉、 浅背侧跖静脉
02
大小鼠有上、左、右 3根尾静脉，成品字型 小鼠尾静脉注射
（一）自动口服：加入饲料或饮水
投喂药片：掰开口，放到舌根部
八、给药途径与方法
（三）灌胃（i.g)
1
2
小鼠、大鼠、豚鼠
狗、兔、猫、猴
#2022
动物最大灌胃量
直肠给药 呼吸道给药 滴鼻 点眼 经皮肤给药：常用于检测药物、毒物、化妆品等的透皮吸收、局部作用、至敏作用等。家兔和豚鼠选择脊柱两侧皮肤，大小鼠常采取浸尾方式。 皮内注射(i.d)：一般用于接种或过敏实验。将药液注射在真皮和表皮之间。皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用注射器连4(1/2)号细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
皮下注射(s.c)：注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 （十一）肌肉注射(i.m)：股部肌肉
（十二）腹腔注射(i.p)：用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
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实验动物的给药剂量
D2=D1×K2/K1 ×3 W1/W2
D:药物剂量(μg•kg-1•d-1) W:动物体重(kg) K:常数
58
不同种类动物的K值
名称 K值 名称 K值 人 10.6 家兔 10.1 猴 11.8 大鼠 9.1 狗 11.2 豚鼠 9.8 猫 9.8 小鼠 9.1
59
口服给药
一般检查 实验前通过对动物的外
观、活动、食欲、体温、脉博和呼吸 等生命体征的观察和检查，对实验动 物进行初步筛选。
特殊检查 实验前对动物进行血象、
生化及血压、心电图、Ｘ射线透视等 检查。
49
各种成年动物的正常体温(直肠温度，℃)
动物名称
猿、猴 狗 猫 家兔 豚鼠 39.0
体温(℃) 动物名称
38.6 39.0 38.7 39.0
38.6
大鼠 小鼠
鸡 鸽
体温(℃)
39.0 38.0 41.7 42.0
猪
50
家兔体温检查方法
51
用家兔进行热原检测
52
气温与家兔体温的关系
气 温 (℃) 5 10 20 35 40
家 兔 体 温 (℃) 37.5 38.0 38.7 40.5
41.6
53
实验用动物的体重要求
动物 狗 猴 兔 豚鼠 大鼠 小鼠
经口给药剂量准确，对动物安全， 是动物实验中常用的给药方法，尤其 是移植实验中受体动物的肠道灭菌处 理，必须口服肠道不吸收的抗生素。
60
大白鼠灌胃方法
61
1.什么是传统机械按键设计？
传统的机械按键设计是需要手动按压按键触动PCBA上的 开关按键来实现功能的一种设计方式。
传统机械按键结构层图：
按
PCBA
血管、淋巴管吸收进入血液循环。
器材：5ml注射器1支、生理盐水、烧杯、 酒精、碘酒、棉球。
72
皮下注射
73
皮下注射
74
方法步骤： (1) 注射部位：选大鼠的项背部的皮下。 (2) 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头
体 重 (kg) 10 ～ 15 3～5 2 ～ 2.5
0.45 ～ 0.70 0.18 ～ 0.25 0.02～0.03
54
正常动物每分钟脉搏次数
动物 猪 羊 狗 兔 豚鼠 大鼠 小鼠
脉 搏 次 数 (次/分) 60 ～ 80 70 ～ 80 80 ～ 120
120 ～ 150 230 ～ 350 200 ～ 360 520～780
6
编号标记
目的：为了分组 要求：清晰、耐久、简便、适用
7
颜料标记 颜料标记适应于较大
量的大、小鼠等小动物的编号。常 用的颜料有 5%苦味酸溶液 (黄色) 2%硝酸银溶液 (咖啡色) 0.5%中性品红溶液 (红色) 煤焦油的酒精溶液(黑色)。 编号原则：先左后右，从上而下。
8
小鼠和大鼠标号示图 9
坦）
硫喷妥 钠 巴比妥 钠
苯巴比 妥钠
动物
犬、猫、兔
大、小鼠、豚鼠 鸟类
犬、猫、兔
鼠类 犬、猫、兔
大、小鼠、豚鼠
鸟类 蛙类 犬、猫、兔 大鼠 犬 猫
兔 鸽 鼠类 犬、猫 兔 鸽
给药方法
静脉 腹腔、皮下
腹腔
肌肉 静脉 肌肉、腹腔 直肠 腹腔 静脉、腹腔
直肠
肌肉
肌肉
皮下淋巴结 静脉、腹腔 静脉、腹腔
静脉 腹腔 口服 腹腔 腹腔、肌肉 皮下 腹腔、静脉 腹腔 肌肉
若是购入或领取清洁级以上实验动物，应 采用带有空气过滤膜的无菌运输罐或带过滤 帽的笼盒运输，并严格检查其密封状况。
4
动物外观健康检查主要内容： ①皮毛：有无光泽、出血、干燥； ②眼：有无眼屎、流泪、白内障、角膜损
伤等； ③耳：有无外伤、耳壳曲折、中耳炎等； ④四肢：有无弯曲、脱臼、外伤、关节炎； ⑤肛门：有无下痢、血便、脱肛等。
第十章 动物实验的基本技术和方法
1
动物实验
在医学教学、科研和医疗工作中，不 论是从事基础医学还是临床医学或预防医 学，都需要用实验动物来进行各种实验。 通过对动物实验的观察、分析，来研究需 要解决的问题，动物实验方法已成为研究 工作中必不可少的重要手段。
2
动物实验
整体实验:LD50、活存时间、活存率 离体实验:器官灌注、组织切片、细胞培养
灌胃量： 80-150ml／只／次。 注 意：在灌胃过程中， 避免误插入气管。
67
兔灌胃方法 68
狗灌胃方法
69
猪灌胃方法
70
注射给药 注射给药剂量准确,作
用快,是动物实验中常用的给药方法。 给药时应注意针头号码的选择(鼠类4#,狗-6#，马-9#)。
71
皮下注射 原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细
34
钳式长柄捕狗夹
35
驯服动物的固定
36
猪固定在木制三角架上
37
布制猪固定带
38
猪的悬吊式固定
39
猕猴的抓取
40
猕猴的抓取
41
猪的强制性固定
42
猕猴固定架
43
猕猴固定架
44
猕猴的固定
45
猕猴的固定
46
47
猕猴的固定与后肢静脉血的抽取 48
动物实验的基本检查
基本检查的目的是保证实验用动物 均正常。
要求：不损伤实验动物 不影响观察指标 实验者不被动物咬伤 保证实验顺利进行
小心细致、大胆敏捷，切忌粗暴。
23
小鼠的抓取 24
小鼠的抓取保定： 器材：小鼠饲养盒+盒盖1套。
方法步骤： 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养盒盖上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后、 颈背部的皮肤，将小鼠提起。
烙印 用号码烙印钳在兔、豚
鼠的耳朵烙号，然后在烙印部 位涂上溶在酒精中的黑墨或煤 粉。猪等大动物也可用此法在 臀部皮肤烙号标记。也有将实 验分组编号烙在狗脖套的皮带 颈圈上。
10
纹身 用刺数钳在局部皮
肤(兔多在耳朵内侧，猴多 在前胸皮肤)刺上号码，再 用棉签蘸上墨汁酒精涂沫 刺号，多用于猴、兔的编 号。
兔灌胃用张口器及胃管
65
步骤： 1、将兔放进保定架内，助手用手轻轻压住 兔的背部，避免兔的挣扎。 2、灌胃者用在手拇指和中指挤压兔两颊， 将下颌挤开使兔被动张口。 3、右手将开口器从一侧口角插入口腔并 固定。 4、用泡在石蜡油中的胃管，经开口器的 孔插入，向前推进约15cm，可达胃内。
66
5、在插管时应将胃管另一端泡在水中 确认没有冒气泡，即可用注射器经 胃管注入药液。
11
号牌 将不锈钢或铝质号
牌固定在狗或猴的链条或 颈圈上。兔号牌则固定在 耳朵上。少量动物时也可 将号牌挂在笼具上，但应 防止抓取操作后将动物放 错笼具而混淆编号。
12
毛色 利用动物的毛色将其编号，用于 少量的狗、马、猫、猴等大动物的编 号。 剪毛 用剪刀在狗背上剪出号码，此方 法简单，字迹清楚、可靠，便于观察。
25
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹 小 鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。 4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。
26
大鼠的抓取和固定
1. 戴上防护手套，抓住大鼠的尾中部或根部从 笼具中取出后立即置于笼盖或实验台上。
2. 右手抓住大鼠尾根部，将大鼠置于笼盖或其 它粗糙表面上，其它粗糙表面上，轻轻向后 拉尾。
剂 量（mg/kg） 1.0
1.4～1.7 2.0～2.5
2.5～5.0 0.8～1.0 0.8～1.0
1.0 10 2.5～3.3
5.0
7.0
6.3
2～3 1.3～2.5 5.0～10 1～1.2
4.0 4.0 4.0 6.1 2 2.2～3.0 4.3～6.0 6.0
常用浓度% 3 3 2
2 5 10 10 10 30
5
二、动物饲养室及饲养器具准备
饲养室面积应根据所购入动物的数量来确定。 饲养动物的器具等，应在动物购入前准备好。 垫料、饲料应按购入动物数量准备。各笼箱的 编号及卡片、饲喂动物所用器材，如给饵器、 粪便托盘、搬运车、台秤、饲料桶、电源插板 等也应准备放好。动物饲养室的环境应根据所 计划使用动物的微生物控制级别来进行准备， 属于屏障系统的应调整好送排风系统、空气净 化系统，控制好温度、湿度、风速、噪声等环 境因素。动物饲养室在启用前，应对设施、笼 具及用具等统一进行彻底消毒。
30
方法2：
器材：兔保定架1个。 步骤： 1、打开保定架的上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架的上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡 栓，将兔的脖子保定。 3、如果兔挣扎，可用手 在它的背上轻轻抚摸， 使其安静。
31
家兔的兔台固定方法
32
猫的抓取与固定方法 33
比格狗照射固定架
键
开关 键
传统机械按键设计要点： 1.合理的选择按键的类型， 尽量选择平头类的按键，以 防按键下陷。 2.开关按键和塑胶按键设计 间隙建议留0.05~0.1mm，以 防按键死键。 3.要考虑成型工艺，合理计 算累积公差，以防按键手感 不良。
方法步骤：
1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药 液。
打孔 用打孔器在兔耳上打孔或剪口。
13
动物被毛的去除
为了排除动物被毛对实 验操作和观察结果的影响， 实验中需要去除或剪短动 物的被毛。
14
剪毛法 拔毛法 剃毛法 脱毛法
15
脱毛剂
1) 8%NaS NaS 8g+水至100ml；也可用硫化钠8克、 淀粉7克、甘油4克、硼砂1克，用自来水加至 100ml。 常用于兔及小鼠等小型动物的脱毛。上 述配制好的溶液5～7ml可用于 15×12cm2皮肤的 脱毛。 2) 10%NaS 硫化钠10克、氧化钙15克，自来水 加至100ml。常用于狗、猪等较大动物的皮肤脱 毛。 3) 硫化硷 染土布用硫化硷10克，生石灰15克， 加自来水至100ml溶解后即可应用。常用于实验 狗的皮肤脱毛，涂上脱毛剂2～3分钟狗毛即可 成糊状，迅速用自来水将局部脱毛皮肤冲洗干 净。此方法脱毛干净，脱毛后局部皮肤不充血。