动物实验基本技术

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动物实验中的基本技术和方法

动物实验中的基本技术和方法

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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一. 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
(一) 按采血部位不同可分为: 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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(二)按采血使用的手段不同可分为: 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静(动)脉采血、腹主 动(静)脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 (一)、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开,达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 (二)、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集,也可通过其他装置来采集。 (一)用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液,是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼,有的代谢笼除可收集尿液外,又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物,可通过其特殊 装置收集尿液。 (二)导尿法收集尿液 施行导尿术,较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉,导尿时将实验动物仰卧固 定,用甘油润滑导尿管。对雄性动物,操作员用一只手握住阴茎,另一只手将阴茎包 皮向下,暴露龟头,使尿道口张开,将导尿管缓慢插入,导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感,此时注意动作轻柔,继续向膀胱推进导尿管,即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭,导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口,其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作,可收集到无菌尿液。 (

动物实验的基本技术

动物实验的基本技术

动物实验的基本技术第一节实验动物的抓取和固定在进行实验时,为了不损伤动物的健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,首先要限制动物的活动,使动物处于安静状态,工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。

抓取动物前,必须对各种动物的一般习性有所了解。

操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴,不能恐吓动物,同时,要爱惜动物,使动物少受痛苦。

一、小鼠小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中,如进行尾静脉注射时,可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。

如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

二、大鼠大鼠的门齿很长,在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它,取用时应轻轻抓住其尾巴后提起,置于实验台上,用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内,这样即可进行尾静脉取血或注射。

如要作腹腔注射或灌胃等操作时,实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴),右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉,但要避免抓其尖端,以防尾巴尖端皮肤脱落,左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤,并将大鼠固定在左手中,右手即可进行操作。

三、家兔家兔比较驯服,不会咬人,但脚爪较尖,应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。

常用的抓取方法是先轻轻打开笼门,勿使其受惊,随后手伸入笼内,从头前阻拦它跑动。

然后一只手抓住兔的颈部皮毛,将兔提起,用另一只手托其臀,或用手抓住背部皮肤提起来,放在实验台上,即可进行采血、注射等操作。

因家兔耳大,故人们常误认为抓其耳可以提起,或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。

在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用,所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。

家兔的固定方法有盒式固定和台式固定。

动物实验基本操作技术

动物实验基本操作技术

1.44
4.40
7.70
9.70
13.30 17.20 20.00
1.44
4.40
7.70
9.70
12.10 15.20 17.80
7周
39.90
8周
40.05
34.07 34.80
18.65 20.25
16.10 18.16
21.60 22.40
19.00 20.25
27.96 28.83
23.12 24.16
可采0.2-0.3ml,大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次
取血,可采用摘眼球法。
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小鼠眼眶后静脉丛取血方法
35
6-血样的采集
(3)股动脉采血:大量取血时常用此法。需手术分 离股动脉。小鼠的一次采血量可达0.5ml,大鼠可达 2.0ml。 (4)断头采血 (5)心脏采血
36
犬股动脉取血方法
37
1.40
3.35
5.50
7.32
11.60 14.75 15.60
1.44
3.50
5.60
6.90
12.57 18.10 20.50
1.40
3.42
5.55
6.40
12.20 16.90 18.40
1.58
4.64
7.96
9.83
19.00 22.58 25.96
1.58
4.64
7.96
9.83
15.75 20.75 21.88
引自:国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
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1 眼皮张开 2 能跳跃 3 能抓东西
引自:国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
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8.第八章 动物实验基本操作方法

8.第八章 动物实验基本操作方法
第八章 动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法,包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
(mg/kg)
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1.有些麻醉药物,如乙醚,是挥发性很强的液体,易燃易 爆,使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中,储存阴 凉处,不宜放在冰箱中,以免遇电火花而引起爆炸。
2.所有麻醉药使用过量均可引起中毒,应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径,应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异,文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3.注射时,一般要求缓慢,并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
(三)肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少,但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时,应选用肌肉发达,无大血管经过的部 位,如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 (四)腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时,左手抓取并固定好动物,将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置, 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下,进针3~5mm,再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌,当针尖穿过腹肌进入腹腔时, 有落空感,然后固定针头,保持针尖不动,回抽,无回血,无 肠液、尿液,便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为:1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处,犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。

动物实验的基本方法

动物实验的基本方法

Fix the position of the catheter tip by two silk suture knots
Release the bulldog clamp and collect blood from the artery though the catheter into the centrifuge tube
2、兔、豚鼠的血液采集方法
耳中央动脉采血:兔 耳缘静脉采血:兔 心脏采血:兔、豚鼠 颈动(静)脉采血: 背跖静脉采血:豚鼠
Fix the position of needle by your left thumb and withdraw blood from the ear vein
Make a 5 cm opening on the middle line of the neck
Search the carotid artery with a tissue forceps and a homeostatic forceps.
Isolate the carotid artery from the vagus nerve and other connective tissue
Tie up the distal end of the carotid artery by silk suture
Clip the proximal end of the carotid artery with a bulldog clamp
Insert a 16 G intravenous catheter into the artery
A female rabbit A male rabbit
三.动物的编号、标记及去毛方法

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段,通过对动物进行操作和观察,来获取实验数据和研究结论。

以下是一些常见的动物实验操作技术:1.注射技术:注射是动物实验中最常用的操作技术之一、可以通过静脉注射、皮下注射、腹腔注射等方式给动物注射药物或其他试剂,观察其对动物的影响和反应。

2.毒性实验:毒性实验是对动物进行毒性评价的一种方法。

常见的操作包括给动物灌胃、皮肤涂抹、吸入等,观察其毒性反应和致死情况,推测对人类的毒性状况。

3.手术技术:手术技术在动物实验中广泛应用,常见的手术操作包括剖腹手术、心脏手术、脑部手术等。

通过手术操作,可以研究动物的生理机制、病理变化以及治疗方法。

4.组织培养技术:组织培养技术用于从动物体内提取组织样本,并在体外培养,观察和研究组织的生理特性和生长发育。

5.行为学测试技术:通过对动物进行不同的行为学实验,来研究动物的学习、记忆、行为模式等。

例如,迷宫学习实验、条件反射实验等。

6.电生理技术:电生理技术可以记录和分析动物的神经电信号。

常见的操作包括电极植入、电刺激、脑电图(EEG)记录等技术。

7. 遗传技术:通过遗传技术对动物进行基因改造,可以研究和验证特定基因的功能和效应。

CRISPR-Cas9、转基因技术等是常用的遗传技术。

9.统计和数据分析:动物实验中的数据分析是重要的一环,可以利用统计学方法对实验数据进行分析,得出结论并作出科学推断。

10.人道处理:在进行动物实验过程中,需要遵循伦理和动物保护的原则,确保动物的福利和权益。

对动物进行适当的麻醉、照护和安乐死是必要的人道处理技术。

总结来说,动物实验涉及到各种各样的操作技术,包括注射、手术、行为学测试、组织培养、遗传技术等。

这些技术旨在通过实验观察和数据分析,揭示生物学、医学等领域的科学问题,推进科学的发展和人类的福祉。

但同时,在进行动物实验时,还要充分考虑伦理和动物保护的原则,确保动物的福利和权益。

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段,通过对动物进行各种操作和处理,获得与人类相关的科学数据和知识。

以下是动物实验中常见的操作技术。

一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识,以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。

常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。

镇痛技术用于减轻术后疼痛,常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。

二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术,用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。

常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。

三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法,用于分析动物的生理和生化指标。

常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。

四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内,以研究药物的药代动力学和药效学等。

常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。

五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件,以确保实验结果的准确性和可靠性。

常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。

六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能,常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。

常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。

七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。

常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。

八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。

常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。

九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。

常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。

以上列举了动物实验中常见的操作技术,不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术,以获得准确和可靠的实验结果。

动物实验基本技术

动物实验基本技术

动物实验基本技术1.实验动物的分组:①分组原则:实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行,使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去,尽量避免人为因素对实验造成的影响。

②建立对照组:空白对照:指在对照组不加任1可处理的"空白"条件下进行观察、研究;实验对照:指在一定实验条件下所进行的观察、对比;标准对照:是以正常值或标准值作为对照,在所谓标准条件下进行观察的对照;自身对照:在观察的不同时期接受不同疗法,然后比较它们的差异,这种方法也称自身交叉对照;相互对照:各实验相互对照。

2.目前实验动物学常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等。

此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号:去等。

3∙常用的实验动物被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法4种。

4.实验动物的给药和采血:小鼠:给药方法:灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药;采血:剪尾采血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。

大鼠:给药方法:灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药;采血:剪尾采血、割尾静脉取血、眼眶静脉丛(窦)取血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。

5.实验动物麻醉方法:对实验动物进行麻醉的目的是,消除实验过程中引起的痛苦和不适,确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行。

①全身麻醉药:常用的包括非挥发性和挥发性两大类,非挥发性麻醉药如戊巴比妥钠、异戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、氯胺酮等,以及挥发性麻醉药入乙酶氯仿等。

全身麻醉方法:有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途径,吸入麻醉法用挥发性麻醉药,注射麻醉法用非挥发性麻醉药。

其中,麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉者称吸入麻醉法,动物实验大都采用开放吸入法。

而注射麻醉法,在动物实验中比较常用,麻醉药物中使用频率最高的是戊巴比妥钠;家兔、猫、犬、猴等实验动物常用腹腔注射或静脉注射戊巴比妥钠进行全麻,啮齿类实验动物则仅用腹腔注射戊巴比妥钠麻醉。

动物实验的基本技术和方法

动物实验的基本技术和方法

动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段,通过对动物进行实验,可以了解生物体的生理、病理、药理等信息,对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。

下面将介绍动物实验的基本技术和方法。

1.动物选择:选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。

常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。

根据研究目的的不同,可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。

2.动物养护:对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。

动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养,并提供适宜的饲料和水源。

为了防止交叉感染,需要实施严格的无菌操作和动物消毒。

3.动物注射:动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内,以研究其作用机制。

常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。

4.动物手术:动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。

常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。

在进行动物手术时,需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。

5.动物观察:动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等,了解其生理和病理状态。

动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法,比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。

6.动物取样和检测:在动物实验中,需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。

常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。

取样后,可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。

7.数据统计和分析:对于动物实验的结果,需要进行数据统计和分析,以得出科学的结论。

常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。

通过数据的处理和分析,可以确定实验结果的可靠性和显著性。

8.动物伦理:在进行动物实验时,需要遵循动物伦理原则,确保动物的福利和权益。

包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。

同时,需要通过伦理审查机构的审批,确保实验符合伦理要求。

动物实验的基本操作方法

动物实验的基本操作方法

(一)皮下注射 (二)皮内注射 (三)肌肉注射 (四)腹腔注射 (五)静脉注射 (六)淋巴囊注射 (七)经口给药 (八)其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
(一)常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂;2、非挥发性麻醉剂; 3、中药麻醉剂。
(五)兔的抓取固定方法
1、抓取:一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起,然后左手托其 臀部或腹部,让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定:一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定,适用于兔耳采血、耳血管注射等情况;若做血压
测量、呼吸等实验和手术时,则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部,用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位,所以是研究中常采用的固定方法。
(二)动物的麻醉方法 1、全身麻醉 (1)吸入法;(2)腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 (1)静脉注射必须缓慢 (2)麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
(一)小鼠、大鼠采血法 1、割(剪)尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动(静)脉采血
(一)小鼠抓取固定方法 小鼠温顺,一般不会咬人,抓取时先用右手抓取鼠尾提
起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤,将鼠体置于左手心中, 把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可。
尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定,先根据动物 大小选择好合适的固定架,并打开鼠筒盖,手提鼠尾巴,让动 物头对准鼠筒口并送入筒内,调节鼠筒长短合适后,露出尾巴,

动物实验的基本技术

动物实验的基本技术

三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1.青蛙和蟾蜍通常用左手握持,以食指和中指夹住左前肢,大拇指压住右前肢,右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。

毁脑和脊髓时,左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部,右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔,左右摆动探针捣毁脑组织。

如需破坏脊髓,毁脑后退回探针刺入椎管即可。

2.小鼠右手提起鼠尾,放在鼠笼(或其它粗糙面)上,向后轻拉其尾,小鼠即固定于鼠笼上,迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤,并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。

另一方法是只用左手,先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部,然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。

3.大鼠捉持方法与小鼠相似。

因大鼠容易被激怒咬人,捉持时左手应戴防护手套。

右手抓住鼠尾,再用左手拇指和食指握住头部,其余手指与手掌握住脊部和腹部。

注意不要捏其颈部,以防用力过大、过久,造成窒息死亡。

4.豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干,右手托住臀部或抓住两后肢。

体重小者,可用单手捉持。

5.家兔一只手抓住兔颈背部皮肤,将兔轻轻提起,另一只手托住臀部,使兔呈蹲坐姿势。

切不可用手握持双耳提起兔子。

(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1.性别辨认鼠类:雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远,其间有被毛,阴囊明显可见。

雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近,其间无被毛,腹部乳头明显可见。

豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同;家兔:雄兔泄殖孔附近,可见阴囊,用拇指和食指挤压泄殖孔部位,可露出阴茎。

雌兔腹部5对乳头明显可见。

2.标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法,一般用1%的苦味酸溶液(黄色)或5%中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处,代表不同号码。

编号原则是先左后右,自前到后。

例如1号涂左前肢;2号涂左侧腹部;本号涂后肢;4号涂右前肢;5号涂右侧腹部;6号涂右后肢;7号涂头部;8号涂背部;9号涂尾部;10号不涂色。

如10只以上动物作标记时,可用两种不同颜色溶液,一种颜色作为个位数,另一种颜色作为十位数,涂在不同部位。

动物实验基本技术和方法

动物实验基本技术和方法

三、动物的标记
1、染色法 3% -5%苦味酸溶液,可染 成黄色。 0.5% 中性红或品红溶液, 可染成红色。
2、耳号钳标记法 3、挂牌法
4、断趾编号 5、笼子编号
第三节 常规采血方法
一、小鼠采血
1.剪尾采血 2.摘除眼球采血 3.眼眶采血 4、心脏采血
二、大 鼠 采 血
1、眼眶采血
2、股静脉或股动脉采血
一、全身麻醉法 1、呼入法:多选用乙醚作麻醉药。本法最适合于 大、小鼠的短期操作试验的麻醉。 2、腹腔或静脉给药麻醉法:硫喷妥钠、戊巴比妥 钠、氯胺酮、水合氯醛
二、局部麻醉法 有表面麻醉、浸润麻醉和阻断麻醉等,使用最多的是 浸润麻醉。常用药为:普鲁卡因、的卡因、利多卡因。
第五节
实验动物给药方法
3、腹主动脉采血
三、家 兔 采 血
1、耳静脉采血
2、心脏采血
四、犬
采 血
1、前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉采血 2、颈动脉采血
第四节
实验动物麻醉方法
实验动物的麻醉有局部麻醉和全身麻醉,全身麻 醉又有气体吸入和注射麻醉两种方式。麻醉方式和麻
醉剂的选用,因实验目的、动物种类、日龄和动物健
率状况不同而异。
第一节
实验动物的抓取与固定
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
三、豚鼠的抓取与固定
四、兔的抓取与固定
五、犬的抓取与固定
六、猕猴的抓取与固定
第二节
一、性别鉴定 1、啮齿目
性别鉴定和标记
2、兔形目
3、食肉目 4、灵长目
二、随机分组
随机数字表分组法:
分成两组 分成三组 每个动物一组
3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法

动物实验基本操作技术

动物实验基本操作技术

兔灌胃法
关键词:固定,插入(沿上颚壁),检查
家兔耳缘静脉注射
• 将动物固定于实验台上, 剪去耳缘部位的被毛,用 乙醇轻轻擦拭,耳缘静脉 即清晰可见。用左手食指 和中指夹住静脉近心端, 拇指和小指夹住耳缘部分, 以左手无名指和小指放在 耳下作垫,待静脉充盈后, 右手持注射器使针头尽量 由静脉远心端刺入,顺血 管方向平行、向心端刺入 约1cm。 • 注射完毕抽出针头,用棉 球压迫注射部位数分钟, 以免出血。
兔灌胃法
操作方法: 2. 插管:将灌胃管由开口器的中央孔插 入,沿上颚壁推进约15cm。 插管过程中可将灌胃管的另一端放于一 杯清水中,若连续有气泡,说明插入 呼吸道,应立即拔出灌胃管,重新操 作;若无气泡,说明没有插入气管, 即可开始注药。
沿上颚壁推进约15cm 检查插入部位
兔灌胃法 • 操作方法: 3.给药:灌注药后可用少量清水将灌胃 管里的药全部冲入胃内,以保证灌入 药的剂量准确。灌胃完毕后,先退出 胃管,后退出开口器。
探针
包括金属探针和玻璃分针;用于对精细部位的分 离和游离等操作。有时,在实施血管插管技术时, 切开血管壁后往往借助于探针先将切口挑起,然 后插入导管。
支架
用于蛙类及哺乳类手术中换能 器及刺激电极等的固定与位置调 节。由底座及支架杆构成,支架 上附有万向节,可在各个方向上 调节。
哺乳类手术器械
气管插管
小鼠的编号方法
• 编号原则:先左后右,从上到下
2、耳缘剪孔法(穿耳孔法):小型动物
3、挂牌法:耳标签、项圈、腿圈,中、大 型动物 4、烙印法:中、大型动物
二、实验动物的给药方法
1. 注射法给药:家兔耳缘静脉注射 大、小鼠尾静脉注射 2. 摄入法给药: 家兔、大鼠、小鼠灌胃法 3. 涂布法给药

动物实验常用操作技术

动物实验常用操作技术

动物实验常用操作技术动物实验常用操作技术是指在动物实验过程中常用的一些操作技术,用于进行动物实验的各项实验操作。

这些操作技术的选择和使用对于实验结果的准确性和可靠性有着重要的影响。

在动物实验中,常用的操作技术主要包括动物麻醉、注射、剖检、培养和观察等。

一、动物麻醉技术动物麻醉技术是在动物实验中常用的首要操作技术之一、麻醉技术的运用可以使实验动物保持在一定的安静状态下,减轻动物实验过程中的痛苦和压力,同时还可以提高实验的可靠性和准确性。

常用的动物麻醉技术主要有局部麻醉、全身麻醉和麻醉复苏等技术。

局部麻醉常用的方法有局麻药物的表面涂擦、注射、浸渍和包扎等方式;全身麻醉常用的方法有麻醉药物的口服、皮下、肌肉注射、静脉注射等方式;麻醉复苏技术包括将动物由麻醉状态逐渐恢复到清醒状态,并监测复苏过程中的生理指标。

二、动物注射技术动物注射技术是在动物实验中常用的操作技术之一、注射技术的运用可以向实验动物的体内引入药物、疫苗或其他试剂,观察其对动物的作用和效果。

常用的动物注射技术主要有皮下注射、肌肉注射、静脉注射和腹腔注射等。

皮下注射一般是将药物或试剂注射到动物的皮下组织中;肌肉注射是将药物或试剂注射到动物的肌肉组织中;静脉注射是将药物或试剂注射到动物的血管中;腹腔注射是将药物或试剂注射到动物的腹腔腔隙中。

三、动物剖检技术动物剖检技术是在动物实验中常用的操作技术之一、剖检技术的运用可以观察动物内部器官的结构和病变,对实验结果的解释和分析起到关键的作用。

常用的动物剖检技术主要包括尸体解剖和活体解剖两种。

尸体解剖是在动物死亡后对尸体进行的解剖,以观察其内部器官的结构和异常情况;活体解剖是在动物存活的情况下进行的解剖,以观察其内部器官的运动和功能情况。

四、动物培养技术动物培养技术是在动物实验中常用的操作技术之一、培养技术的运用可以在体外条件下维持动物细胞和组织的生长和繁殖,为研究动物细胞和组织的生物学特性提供便利。

常用的动物培养技术主要有细胞培养和组织培养两种。

动物实验的基本技术方法

动物实验的基本技术方法


2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法(1.可损伤两肾, 2.可造成皮下出血,3.可伤两耳),4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓,并用手托兔体。

兔的固定:一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住,拉直四肢,将绳绑在兔台四周 的固定木块上,头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上;
于全身血容量的10%,短期的反复采血(间隔24h), 每次采血量不宜超过全血量的1%,每周采血8%,其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠,按6 %,全血容量12ml,单次采血1.2ml是安全的,反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响

血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有: ①3%一5%苦味酸溶液,涂染成黄色; ②2%硝酸银溶液,涂染成咖啡色(涂后需光照10 min); ③0.5%中性红或品红溶液,涂染成红色; ④煤焦油酒精溶液,涂染成黑色; ⑤龙胆紫溶液,涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液,在动物体表 不同部位涂上斑点,以示不同号码。

四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察,因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种:剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后,用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤,依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪,然后再细剪, 不可用手提着动物剪被毛,这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内,不要遗留在手 术台周围,避免注射器等夹毛。

动物实验的基本技术操作方法

动物实验的基本技术操作方法

动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段,也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时,研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。

下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。

1.动物麻醉操作:动物麻醉是进行动物实验的前提条件,可以减少动物的痛苦和压力,保证实验结果的可靠性。

常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。

研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。

2.动物手术技术:在进行一些复杂的实验时,需要进行动物手术操作。

手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。

研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范,以确保手术的成功和动物的生存率。

3.器械使用和数据记录:在动物实验中,研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法,如离心机、显微镜、血液分析仪等。

同时,需要准确记录实验过程中的数据,包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。

4.体内注射技术:动物实验中常用的一项技术是体内注射,包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。

研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。

5.血液采集技术:在一些实验中需要进行动物的血液采集,以获取血液样本进行化验或分析。

血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。

研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法,以及合理的采血量和采血速度。

6.器官取材和组织处理技术:在一些器官相关的实验中,需要对动物进行器官取材和组织处理。

器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。

组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。

研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程,以获得有效的实验结果。

7.动物分组和饲养技术:在进行动物实验前,需要对动物进行分组和饲养。

分组技术包括随机分组和对照组的设计等。

饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。

研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求,以保证动物的健康状态和实验的可靠性。

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行实验,但应保证雌雄动物的实验数据均应具有统计学意义;若条件不允许,考
虑到雌性动物的生理因素,选择雄性动物进行实验为好,但必须使用雌性动物进
行的实验除外。
三、实验动物被毛的去除
(一)剪毛法
剪毛法是动物实验中被毛去除中最常用也是最基本的方法。如外科手术时,
需剪毛;犬前肢内侧头静脉取血时需剪毛。剪毛时,用剪毛剪紧贴皮肤依次将毛
如某减肥茶的减肥效果实验,动物的体重是此实验中主要的观察指标,因此随机
分组后,各组的平均体重应趋于一致。
为确保实验结果具有统计学意义,实验分组时应注意各组动物的数量不可太
少,一般需进行统计学处理的实验数据,各组动物至少不可少于 6 只,若再考虑
到实验过程中出现意外等情况,动物数量还需适当增加。
实验分组时还应考虑到动物性别的影响。如果条件允许,可选择雌雄各半进
一种染色法编号的原则是“先左后右,先上后下”。左前腿部记为 1 号,左 侧腰部记为 2 号,左后腿部记为 3 号,头部记为 4 号,腰背部记为 5 号,尾部记
为 6 号,右前腿部记为 7 号,右侧腰部记为 8 号,右后腿部记为 9 号,不涂色的 为 10 号。用单一颜色可标记 1-10 号。如果动物数量超过 10 只,可用两种颜色 共同标记,即一种颜色代表十位,另一种颜色代表个位,这样可标记到 99 号。
第一节 动物实验前的准备
一、 实验动物的编号与标记
编号与标记通常是动物实验开始时需要进行的第一项工作。编号的目的是使 个体易于识别,便于实验者观察每个动物的变化,并为下一步进行的分组工作做 好准备。无论何种编号方法,良好的标记方法都应满足号码清晰、耐久、简便和 适用的要求。
(一)染色法 染色法是使用化学药品在动物明显体位被毛上进行涂染以识别动物的方法。
第十一章 动物实验基本技术
内容提要:动物实验是生命科学研究的基本手段,是药物安全性评价的必要途径。 熟练的动物实验操作技术和技巧,是顺利完成动物实验并取得准确、可靠结果的 保证。本章详细介绍了实验动物的保定技术、麻醉方法、给药途径和方法、样本 的采集方法以及试验结束如何人性化处理实验动物等技术措施,旨在为从事动物 实验相关人员提供系统的良好操作规范。 关键词:保定;标记;麻醉;采血;安乐死。
(一)小鼠的捉取与固定 小鼠性情比较温顺,一般不会主动咬人。在小鼠较安静时打开鼠笼盖,一般
情况下用右手在靠近鼠尾尾根部捏住并将其提起,放在较粗糙的平面或鼠笼盖 上,轻轻地向后拉鼠尾,当其向前爬行时,用右手拇指和食指捏住小鼠颈部皮肤
和两耳,捏住的皮肤要适量,太多太紧小鼠会窒息,太少太松小鼠会回头咬伤实 验者。捏住后翻转右手,掌心向上,将鼠体置于右手掌心中,左手拉住小鼠尾部, 用左手无名指或小指压紧尾根,使小鼠身体成一条直线(图 10-2)。此种抓取固 定方法适用于肌肉注射、腹腔注射、灌胃等操作。
二、 实验动物的分组
(一)随机分组的原则及方法 动物编号后,通常需要根据实验要求进行分组。动物随机分组一般使用随机
数字表或用计算器产生随机数字来进行。随机数字表的使用方法如下:如从某群 体中需要抽取 10 个个体作为样本,可以随机在随机数字表上定一点。假定落在 16 行 17 列的数字 76 上,那么可以向上或向下或向左或向右,依次找到 42、22、 98、14、76、52、51、86,把包括 76 在内的这 10 个号的个体按号作为样本,作 为研究总体的依据。使用计算器产生随机数时,当按下 RND 键时,随机数产生。 产生的随机数值是 0.000—0.999。显示的数前两个小数位用作一个样本个体, 如产生的随机数是 0.288,表明第 28 个数据作为一个样本个体,重复按键操作, 直至产生所需的样本大小。
(4) 硫化钠 10g、生石灰 15g,溶于 100ml 水中,此配方适用于犬等大动物的 脱毛。
四、实验动物的抓取和固定
实验人员在进行动物实验时,必须以正确和适宜的方式抓取动物,禁止对动 物采取突然、粗暴的抓取方法,以免实验人员被动物咬伤或造成动物呼吸困难、 体温升高、组织损伤甚至死亡。抓取与固定动物应充分了解动物的生活习性并根 据其习性采用相应的抓取固定方法。抓取操作时先慢慢友好地接近动物,注意观 察其状况,待动物安静下来时方可抓取。抓取过程中应小心仔细、大胆敏捷,不 可犹豫不决,动作应准确、熟练、温柔,以正确的方法确实达到抓取和固定动物 的目的。必要时实验人员可戴上手套等防护用具。由于不正确的抓取和固定方法 可能导致动物体内某些生理、生化指标的改变,因此正确的抓取和固定方法是动 物实验成功与否的最基本要素。
(二)穿耳孔法 穿耳孔法是用动物专用耳孔器在动物耳朵的不同部位打一小孔或打成缺口
来表示一定号码的方法。这种编号方法适用于长期实验及体毛颜色较深不易着色 的动物。打孔原则为左耳代表十位数,右耳代表个位数。应用打孔法时常用消毒 滑石粉涂抹在打孔局部,以防止孔口愈合。
(三)剪趾法 剪趾法是将小鼠左右前肢或左右后肢脚趾按不同排列方式代表不同的数字
(七)针刺法 针刺法是采用人工针刺号码打号,然后涂以酒精黑墨即可。可用于在家兔、
犬等的耳部进行标记。目前有市售动物专用打号器,原理与此相同,带有不同数 字和符号的针刺字号可根据需要选择使用。
(八)剪尾法 剪尾法是将动物尾尖部剪去,一般用于大鼠、小鼠的分组,但仅限于将两组
动物区分开,无法给每只动物编号。需要指出的是若需进行尾尖取血,此法不适 用。
剪刀剪短,用大小适中的棉球或纱布块蘸脱毛剂在脱毛部位涂成薄层,2-3min
后,用镊子轻轻刮除脱毛剂,用温水洗去该部位脱下的毛,然后用纱布将水擦干,
涂抹一层甘油。若脱毛剂在皮肤上停留时间过长,脱毛后可能导致皮肤红肿。
常用的脱毛剂配方:
(1) (2) (3)
硫化钠 3g、肥皂粉 1g、淀粉 7g,加水适量调成糊状。 硫化钠 8g、淀粉 7g、糖 4g、甘油 5g、硼砂 1g,加水 75ml。 硫化钠 8g、溶于 100ml 水中。 以上三种脱毛剂配方适用于家兔、大鼠、小鼠等小动物的脱毛。
而进行标记的方法。一般习惯从左向右第一趾为 1 号,第二趾为 2 号,第三趾为 4 号,第四趾为 7 号。若第一、二趾同时剪去为 3 号;若第一、四趾同时剪去则 为 8 号,以此类推。右脚表示个位数,左脚表示十位数,可从 1 号编至 99 号。 若再配合穿耳孔法,左耳表示千位,右耳表示百位数,可编至 9999 号。剪趾编 号方法的优点是各种毛色的小鼠都适用,避免了黑色、棕色等小鼠用染色法标记 不易分辨的缺点。但此法的不足之处在于,小鼠脚趾剪去太多,容易因失血过多 导致健康状况不良,影响实验结果。一般剪趾后,应用干棉球止血后,再用碘酒 消毒即可。
(五)挂腿圈法 挂腿圈法首先将号码冲压在圆形或方形金属牌上,金属牌常用不生锈的铝板
制成,或者可使用市售的打好号码和记号的铝制牌。然后将金属薄片固定在拴腿 的皮带圈上,将此圈固定在动物的腿的上部。此法适用于鸡等禽类的编号,简便、 实用。
(六)烙印法
烙印法是用烙印钳将号码烙压在大、中型动物无体毛部位或明显部位,如耳、 面部、鼻部、四肢等,然后用酒精为溶剂的染料涂布。需要注意使用此法编号时 烙号部位的污染问题,应预防感染。
染色法一般适用于白色大鼠、白色小鼠、豚鼠和白色家兔等动物的短期实验。常 用的染液有 3%-5%的苦味酸溶液(黄色)、2%的硝酸银溶液(咖啡色)、0.5%的中 性品红溶液(红色)。标记时,用棉签或卷着纱布的玻璃棒或止血钳等蘸取少量 上述溶液,在动物体的相应部位逆毛流方向涂上有色斑点。若实验时间较长采取 此种编号方法时,可能由于动物之间被毛互相摩擦,尿、水浸湿被毛等原因致有 色斑点颜色变浅甚至消失,需在实验进行当中补涂染液,使编号清晰。
(三)拔毛法
拔毛法是用拇指、食指将所需部位被毛拔去,家兔进行耳缘静脉注射时常用
此法。
(四)脱毛法
大动物做无菌手术或观察局部病理变化时常用脱毛法。脱毛法指采用化学脱
毛剂将动物需进行实验部位的毛脱去。脱毛剂一般主要由硫化钠或硫化钡加滑石
粉等成分配制而成,另外也可使用市售的脱毛剂。脱毛时,脱毛部位的被毛先用
入二组,方法同上。仍采用随机方法,从 10 后面接着写,为 61,除以 5,余数
为 1,则将第一个三组的兔,即第 2 号兔调入二组,调整后各组兔的编号为:
组别 兔的编号
一 3 9 10 12
二 1 246
三 5 7 8 11
若将动物随机分为四组或更多的组,分组原则基本一致。
(二)分组的注意事项
动物随机分组的要目的在于使某实验中的某主要指标平均分配到各个组中,
4
56字:08 27 01 50 15 29 39 39 43 79 69
10
除 3 余数:2 0 1
2
0200110
1
组别 :二 三 一 二 三 二 三 三 一 一 三

调整组别:二
以 3 除各随机数字,若余数为 1,则该兔归一组;余数为 2,归入二组;余
数为 0,归入三组。结果一组为 4 只,二组为 3 只,三组为 5 只。三组多一只调
(九)剪毛法 剪毛法是将动物背部的被毛用剪刀剪去,用于标记,此法编号标记清楚、可
靠,便于试验人员观察,常用于大中型动物的编号。 动物的编号方法虽然有一定的原则及规范,但在实际工作中需灵活应用,有
时常常两种编号方法互相配合使用,如运用染色法对每只动物进行编号后,再用 挂牌法标记分组情况,挂在笼子外面。而编号也不仅仅局限于上述 9 种方法,在 确保编号清晰、简便、耐久、适用的前提下,根据具体实验的特点,实验者可因 地制宜的给动物编号。
动物实验是根据研究目的,恰当地选用标准的实验动物品种、品系,进行各种 科学实验,观察和记录动物的反应过程或反应结果, 以探讨或检验生命科学中未 知因素的专门活动。生物医学的每一次重大发展与进步,几乎都与动物实验息息 相关。现代医学各领域中许多最重要的进步都是以动物实验研究与探索为基础 的。对新药进行药效和安全性评价时,需要借助动物实验;对新出现的疾病需要 做出对策时,动物实验有时是关键的决定因素。因此动物实验已成为医学、药学、 生物学、畜牧学、兽医学等生命科学研究的基本手段之一,尽管在不同领域有不 同的目的和应用,但其中所涉及的动物实验基本操作技术和实验方法是相通的。 因此研究人员掌握基本的动物实验技能是实验成功的前提与保证。
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