动物实验技术
动物实验技术
动物实验技术第六章动物实验基本操作技术第一节、实验动物的抓取与固定一、小鼠的抓取与固定•抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。
•手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间，用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。
固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。
这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。
•手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。
•在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。
二、大鼠的抓取与固定•抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。
抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。
•手固定法：同小鼠。
•手术固定法：同小鼠。
•静脉给药或采血时同小鼠。
三、豚鼠的抓取与固定•抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。
注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。
•手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指夹住左右前肢抓起来。
⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。
⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。
•手术固定法：同大、小鼠。
四、家兔的抓取与固定•抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。
动物实验技术实验报告
动物实验技术实验报告动物实验技术实验报告动物实验技术在科学研究和医学领域中扮演着重要的角色。
通过对动物进行实验，科学家们可以获得大量的数据和信息，从而推动科学的发展和医学的进步。
然而，动物实验技术也引发了一系列的争议和道德困境。
本文将探讨动物实验技术的发展、应用以及相关的伦理问题。
一、动物实验技术的发展动物实验技术的历史可以追溯到古希腊时期，当时的科学家们通过对动物进行解剖和观察来了解生物的结构和功能。
随着科学的进步，动物实验技术也得到了不断的发展和完善。
现代的动物实验技术包括了各种各样的方法和设备，如基因编辑技术、脑电图仪器等。
这些技术的应用范围涉及生物学、医学、药物研发等多个领域。
二、动物实验技术的应用动物实验技术在科学研究和医学领域中有着广泛的应用。
在生物学研究中，科学家们通过对动物进行实验来了解生物的生理机制、遗传变异以及疾病的发生机制。
在医学领域，动物实验技术被用于研发新药物、评估药物的安全性和有效性。
此外，动物实验技术还被用于研究心脏病、癌症、神经系统疾病等人类疾病的治疗方法。
三、动物实验技术的伦理问题虽然动物实验技术在科学和医学领域中有着重要的作用，但也引发了一系列的伦理问题。
首先，动物实验涉及对动物的伤害和牺牲，这引发了对动物权益的关注。
许多人认为，动物也有生命权和福利权，应该受到保护。
其次，动物实验技术是否具有可替代性也是一个争议的焦点。
一些人认为，现代科技已经发展到可以替代动物实验的程度，因此应该减少对动物的实验。
最后，动物实验技术的伦理问题还涉及到实验过程中的痛苦和苦难。
一些实验可能导致动物遭受疼痛、压力和不适，这引发了对实验的道德评价。
四、动物实验技术的改进和未来发展为了解决动物实验技术的伦理问题，科学家们一直在努力改进实验方法和保护动物的权益。
例如，一些实验室已经开始使用替代动物模型，如细胞培养、计算机模拟等，来减少对动物的实验。
此外，一些伦理标准和法规已经制定，要求在进行动物实验时遵循一定的伦理原则和操作规范。
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物实验技术实验报告
动物实验技术实验报告引言动物实验技术是现代生物科学研究中不可或缺的一项重要工具。
通过对动物进行实验，科学家能够深入研究生物体的结构、功能和行为，并为人类提供更好的医疗保健、药物开发和环境保护等方面提供有效的数据和信息。
本实验报告旨在介绍动物实验技术的步骤和操作流程。
实验设备和材料•实验动物：小鼠•实验设备：动物饲养箱、药物注射器、手套、洁净工作台、实验记录表等•实验材料：药物样品、注射液、麻醉剂、食物和水等步骤一：动物饲养与适应1.准备动物饲养箱，确保其干净和适宜的温度、湿度。
2.将实验动物（小鼠）放入饲养箱中，并提供充足的食物和水。
3.让动物适应新环境，通常需要数天至数周的时间。
步骤二：麻醉和镇痛1.在开始任何实验之前，必须先麻醉动物，以减少痛苦和不适。
2.根据实验的需要选择合适的麻醉剂，并按照剂量要求将其注射到动物体内。
3.注射后，观察动物是否完全麻醉，确保其不会感受到疼痛。
步骤三：实验操作1.在洁净的工作台上进行实验前的准备工作，如准备所需的药物样品、注射液等。
2.根据实验设计和目的，选择合适的操作方法和技术。
3.小心地进行实验操作，确保准确和稳定。
4.记录实验过程中的数据和观察结果。
步骤四：实验结束和动物后续处理1.实验完成后，停止对动物的任何操作，并将其从饲养箱中取出。
2.给予动物足够的恢复时间，以确保其健康和幸福。
3.根据实验的需要，可能需要对动物进行进一步的后续处理，如取样、解剖等。
结论动物实验技术在现代生物科学研究中发挥着重要的作用。
通过正确和谨慎地进行动物实验，科学家们能够获取有关生物体的宝贵数据和信息，为人类的健康和环境保护做出贡献。
然而，在进行动物实验时，我们应该始终关注动物的福利和伦理问题，并尽可能采取措施减少动物的痛苦和不适。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行操作和观察，来获取实验数据和研究结论。
以下是一些常见的动物实验操作技术：1.注射技术：注射是动物实验中最常用的操作技术之一、可以通过静脉注射、皮下注射、腹腔注射等方式给动物注射药物或其他试剂，观察其对动物的影响和反应。
2.毒性实验：毒性实验是对动物进行毒性评价的一种方法。
常见的操作包括给动物灌胃、皮肤涂抹、吸入等，观察其毒性反应和致死情况，推测对人类的毒性状况。
3.手术技术：手术技术在动物实验中广泛应用，常见的手术操作包括剖腹手术、心脏手术、脑部手术等。
通过手术操作，可以研究动物的生理机制、病理变化以及治疗方法。
4.组织培养技术：组织培养技术用于从动物体内提取组织样本，并在体外培养，观察和研究组织的生理特性和生长发育。
5.行为学测试技术：通过对动物进行不同的行为学实验，来研究动物的学习、记忆、行为模式等。
例如，迷宫学习实验、条件反射实验等。
6.电生理技术：电生理技术可以记录和分析动物的神经电信号。
常见的操作包括电极植入、电刺激、脑电图（EEG）记录等技术。
7. 遗传技术：通过遗传技术对动物进行基因改造，可以研究和验证特定基因的功能和效应。
CRISPR-Cas9、转基因技术等是常用的遗传技术。
9.统计和数据分析：动物实验中的数据分析是重要的一环，可以利用统计学方法对实验数据进行分析，得出结论并作出科学推断。
10.人道处理：在进行动物实验过程中，需要遵循伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
对动物进行适当的麻醉、照护和安乐死是必要的人道处理技术。
总结来说，动物实验涉及到各种各样的操作技术，包括注射、手术、行为学测试、组织培养、遗传技术等。
这些技术旨在通过实验观察和数据分析，揭示生物学、医学等领域的科学问题，推进科学的发展和人类的福祉。
但同时，在进行动物实验时，还要充分考虑伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
4实验动物学的基本技术操作
4实验动物学的基本技术操作实验动物学是一门研究动物行为、生理、遗传等方面的科学，同时也需要运用一系列的基本技术操作才能开展实验研究。
下面将介绍实验动物学的四个基本技术操作。
一、动物饲养与繁殖技术1.饲养技术：实验动物需要适应良好的饲养环境，包括合适的饲料、饮水、温度、湿度、通风等条件。
饲养员需要按照动物的特性，合理配给饲料，并保证饲养环境的清洁卫生。
2.繁殖技术：实验动物的繁殖对于科研工作至关重要。
繁殖技术包括选配合适的种配、控制营养、饲料等因素，合理管理饲养环境，以提高繁殖率和血缘纯度。
二、动物体内注射技术1.注射剂选择：根据实验需求和动物特性，选择合适的注射剂。
常用的注射剂有生理盐水、葡萄糖溶液、激素、抗生素等。
2.注射器选择：根据注射液体的性质和目的选择合适的注射器。
一般分为无菌注射器、玻璃注射器和胰岛素注射器等。
3.注射部位选择：注射部位的选择需根据实验目的和动物特性，例如，静脉注射一般选择尾静脉、后肢静脉等，肌肉注射一般选择胸肌、腹肌等。
4.操作技巧：进行体内注射前，需要提前准备好所需的注射器和注射液，并将动物固定位置，消毒注射部位。
然后按照注射动作快速、准确地操作。
注射结束后，要观察动物的反应状况。
三、动物行为观测技术1.设定观测指标：根据研究需求，在进行动物行为观测前，需要明确观测指标，例如行为频率、行为时长、社交行为等。
2.观测设备准备：根据观测目的，选择合适的观测设备，如摄像机、传感器、记录表等，并进行准确校准。
3.观测方法选择：根据动物的行为特征和观测目的，选择合适的观测方法，如直接观察法、电子监测法、定点观测法等。
同时也要注意避免过度打扰动物的行为。
4.数据处理与分析：观测结束后，需要对所得到的数据进行整理和分析，以得出科学结论。
通常可以利用计算机软件进行数据的统计和图表化处理。
四、动物解剖技术1.动物解剖准备：进行解剖前，需要准备好所需的解剖工具，如手术刀、镊子、剪刀、解剖针等，并确保工具的消毒和清洁。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
动物实验基本技术
动物实验基本技术1.实验动物的分组：①分组原则：实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。
②建立对照组：空白对照：指在对照组不加任1可处理的"空白"条件下进行观察、研究；实验对照：指在一定实验条件下所进行的观察、对比；标准对照：是以正常值或标准值作为对照，在所谓标准条件下进行观察的对照;自身对照：在观察的不同时期接受不同疗法，然后比较它们的差异，这种方法也称自身交叉对照；相互对照：各实验相互对照。
2.目前实验动物学常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等。
此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号:去等。
3∙常用的实验动物被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法4种。
4.实验动物的给药和采血：小鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
大鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、割尾静脉取血、眼眶静脉丛（窦）取血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
5.实验动物麻醉方法：对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行。
①全身麻醉药:常用的包括非挥发性和挥发性两大类，非挥发性麻醉药如戊巴比妥钠、异戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、氯胺酮等，以及挥发性麻醉药入乙酶氯仿等。
全身麻醉方法:有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途径，吸入麻醉法用挥发性麻醉药，注射麻醉法用非挥发性麻醉药。
其中，麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉者称吸入麻醉法，动物实验大都采用开放吸入法。
而注射麻醉法，在动物实验中比较常用，麻醉药物中使用频率最高的是戊巴比妥钠；家兔、猫、犬、猴等实验动物常用腹腔注射或静脉注射戊巴比妥钠进行全麻，啮齿类实验动物则仅用腹腔注射戊巴比妥钠麻醉。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验常用操作技术
动物实验常用操作技术动物实验常用操作技术是指在动物实验过程中常用的一些操作技术，用于进行动物实验的各项实验操作。
这些操作技术的选择和使用对于实验结果的准确性和可靠性有着重要的影响。
在动物实验中，常用的操作技术主要包括动物麻醉、注射、剖检、培养和观察等。
一、动物麻醉技术动物麻醉技术是在动物实验中常用的首要操作技术之一、麻醉技术的运用可以使实验动物保持在一定的安静状态下，减轻动物实验过程中的痛苦和压力，同时还可以提高实验的可靠性和准确性。
常用的动物麻醉技术主要有局部麻醉、全身麻醉和麻醉复苏等技术。
局部麻醉常用的方法有局麻药物的表面涂擦、注射、浸渍和包扎等方式；全身麻醉常用的方法有麻醉药物的口服、皮下、肌肉注射、静脉注射等方式；麻醉复苏技术包括将动物由麻醉状态逐渐恢复到清醒状态，并监测复苏过程中的生理指标。
二、动物注射技术动物注射技术是在动物实验中常用的操作技术之一、注射技术的运用可以向实验动物的体内引入药物、疫苗或其他试剂，观察其对动物的作用和效果。
常用的动物注射技术主要有皮下注射、肌肉注射、静脉注射和腹腔注射等。
皮下注射一般是将药物或试剂注射到动物的皮下组织中；肌肉注射是将药物或试剂注射到动物的肌肉组织中；静脉注射是将药物或试剂注射到动物的血管中；腹腔注射是将药物或试剂注射到动物的腹腔腔隙中。
三、动物剖检技术动物剖检技术是在动物实验中常用的操作技术之一、剖检技术的运用可以观察动物内部器官的结构和病变，对实验结果的解释和分析起到关键的作用。
常用的动物剖检技术主要包括尸体解剖和活体解剖两种。
尸体解剖是在动物死亡后对尸体进行的解剖，以观察其内部器官的结构和异常情况；活体解剖是在动物存活的情况下进行的解剖，以观察其内部器官的运动和功能情况。
四、动物培养技术动物培养技术是在动物实验中常用的操作技术之一、培养技术的运用可以在体外条件下维持动物细胞和组织的生长和繁殖，为研究动物细胞和组织的生物学特性提供便利。
常用的动物培养技术主要有细胞培养和组织培养两种。
动物实验基本操作技术
ｄ．颈静脉
狗、猫、兔
ｅ．心脏
豚鼠、大鼠、小鼠
ｆ．断头
大鼠、小鼠
ｇ．翼下静脉
鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉
鸡、鸭、鸽、鹅
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部 位
动物种类
ａ．股动脉、颈动脉
狗、猴、猫、兔
ｂ．心脏
狗、猴、猫、兔
ｃ．颈静脉
马、牛、山羊、绵羊
ｄ．摘眼球
大鼠、小鼠
第45页/共85页
第34页/共85页
第六节 常规采血方法
第35页/共85页
第36页/共85页
第37页/共85页
第38页/共85页
第39页方法的选择，决定于实验目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度，必须采取动脉血液。
ａ．尾静脉
大鼠、小鼠
ｂ．耳静脉
兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
ｃ．眼底静脉丛
兔、大鼠、小鼠
d．舌下静脉
兔
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉
鸡、鸭、鹅
第43页/共85页
部 位
动物种类
ａ．后肢外侧皮下小隐静脉
狗、猴、猫
ｂ．前肢内侧皮下头静脉
狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
体重/g
150～210 170～240 210～270 240～320
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动物实验技术PPT课件
38
（三）标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物，才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
50
2、购入动物时，应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
51
3、购入动物时，无论运输距离的远近，都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
52
4、购入清洁级以上的动物，应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输，严格检查其密封状况。
7
动物实验技术：
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术，以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
8
动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
9
科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
10
经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
11
伦理性要求
动物福利 3R原则
12
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(二) 常用动物外科手术器械
（三）手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
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（四）敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
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五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
动物实验基本技术和方法
动物实验基本技术和方法
细胞培养与分离
细胞培养技术是实验室中使用最广泛的技术之一，在分子生物学领域中，它是可以在实验室环境控制的条件下培养活细胞的技术。
它是将细胞
及其产物从原始组织中分离出来，使细胞生长、增殖、繁殖，明确细胞形态、核型和功能结构．
细胞培养的基本技术包括：
1.细胞收集技术：通常是用生化组织学技术，以腹腔注射、血液抽取、经鼻粘膜术等从动物身体中取得细胞，在此过程中要避免注射液等外界刺
激引起的炎症反应带来的细胞损伤。
2.细胞的解剖分离：利用生化操作，如断裂、打散等，获得单细胞或
少量细胞的集合。
3.细胞培养和培养条件：细胞培养采用两种培养方式，即细胞培养皿
和玻片培养，一般就细胞培养瓶选用50mlPA金属瓶，玻片培养的固有形
态较好，容易观察到细胞的形态、核型、细胞器以及胞质的结构。
在培养
液中添加一定量的葡萄糖、酮类、低聚糖以及多种微量元素等，另外，还
要控制培养瓶或玻片中使用的氧气浓度，使培养条件趋于理想。
4.细胞实验的操作：此部分包括一些相关技术，如PH信号检测、染
色检测、血清学检测、冷冻封存及免疫检测等。
动物实验技术高考知识点
动物实验技术高考知识点动物实验技术作为现代科学研究领域的重要工具，在高考生物考试中通常是一个必考的知识点。
这一领域包含了从生物学基础知识到实验方法和伦理道德等多个方面的内容。
本文将重点讨论动物实验技术的相关知识及其在科学研究中的应用。
一、动物实验技术的发展历程动物实验技术的发展源远流长，可以追溯到古希腊时期。
当时的科学家通过解剖动物来研究解剖学和生理学。
随着现代科学的发展，动物实验技术也逐渐成为科学研究的重要手段之一。
在17世纪的伦敦，第一座实验动物研究中心建立，标志着动物实验技术的切实应用。
到了20世纪，药物研发、疾病治疗等领域更是离不开动物实验技术的支持。
二、动物实验技术的分类动物实验技术可以根据实验目的和方法的不同进行分类。
按照实验目的，可以分为基础研究和应用研究。
基础研究主要关注生物学的基本原理和机制，而应用研究则根据基础研究成果，探讨其在医药、农业等领域的实际应用。
根据实验方法，我们可以分为临床实验、细胞实验和动物实验等。
临床实验主要是通过随机对照试验来验证药物的疗效，细胞实验则通过细胞培养来观察细胞对药物的反应，而动物实验则需要在活体动物身上开展一系列的实验。
三、动物实验技术的伦理道德问题动物实验技术在科学研究中的应用虽然带来了许多重要的科研成果，但同时也引发了一系列的伦理道德问题。
尽管世界各地都有动物保护法规，并且要求科学家们在进行动物实验时遵循一系列的规范，但个别地区仍存在对动物实验的滥用现象。
这使得动物实验技术的道德性备受争议。
一些动物权益组织呼吁减少甚至彻底禁止动物实验，而科学界也在积极寻找替代动物实验的方法。
四、动物实验技术的局限性与发展方向尽管动物实验技术在科研领域有着不可替代的作用，但同时也存在一些局限性。
首先，由于动物与人类在生化生理上的差异，某些实验数据可能无法直接适用于人类。
其次，动物实验通常需要大量经费、时间和资源，不适用于一些小型实验室。
另外，动物实验还面临着伦理道德的抨击。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
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二、大鼠的抓取与固定
• 抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄 较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左 手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好 带防护手套，但手套不宜过厚。
小白鼠
大白鼠 豚鼠 兔 猫 蛙
最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头
1ml 9(钝头) 1ml 静脉切开针 3ml 静脉切开针 20ml 10号导尿管 20ml 10号导尿管 淋巴囊注射
最大注射量
猴子的投药
助手抓住和固定猴子。用手夹住猴子的两侧颊部，使嘴张开。
三、实验动物编号与标记方法
（一）染色法： 1、单色涂染法：在每组动物不超过l0只 或一个实验不超过40只的情况下适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液， 可染成黄色。
方法步骤： (1)涂染原则：从左到右、从上到下。 (2)左前肢为l号、左侧腹部2号、 左后肢3号。 (3)两耳后部4号、背中部5号、 后肢背部6号。 (4)右前肢7号、 右侧腹部8号、 右后肢9号。 (5)尾巴根为10号。 （6）额部为20号
一、动物实验室的选择
1.根据实验目的选择合适的实验室及饲养 室。 2.动物实验室要与实验动物同等级别。 3.饲养室应符合实验动物的生活习性及国 家实验动物设施各项标准。
二、实验动物的购买
1.应购买有实验动物生产供应许可证的单 位所生产繁殖的实验动物，并应索取相 应实验动物的质量合格证明。 2.如果从外地购买的动物，应考虑运输中 的各种因素对实验动物的影响，并应查 阅运输检疫证明。 3.购买的动物需要经过3-7天的隔离检疫、 观察。
2-5
5-15 3-10
常用实验动物的最大给药量和使用针头规格
动物名称 项 目 灌 胃 皮下注射 0.4ml 5(1/2) 1ml 6 1ml 6(1/2) 2ml 6(1/2) 20ml 7 肌肉注射 0.4ml 5(1/2) 0.4ml 6 0.5ml 6(1/2) 2ml 6(1/2) 2ml 7 1ml/只 腹腔注射 1ml 5(1/2) 2ml 6 4ml 7 5ml 7 5ml 7 静脉注射 0.8ml 4 4ml 5 5ml 5 10ml 6 10ml 6
送往实验室或手术室。
第三节、实验动物的给药与去毛
• 一、摄入法给药 • 二、注射法给药 • 三、去毛
一、摄入法给药
• 1.自动口服法：将药物放入饲料或饮水中，让 动物自动摄入，方法简单不费工夫，也不会给 动物造成损伤。但很难掌握给药量，有时药物 在常温下还会分解。这种方法一般适用于动物 疾病的防治、药物的毒性观察、某些与食物有 关的人类疾病动物模型的复制等。 • 2.强制灌胃给药：就是用灌胃器将药品直接强 制灌入胃内。这种方法能准确掌握给药量、给 药时间，并能发现和记录症状出现的时间及经 过。缺点是费时、同时给动物带来一定的损伤 和心理影响。因此，如果操作技术熟练对动物 的不良影响就可以减少一些。
2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下 适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂： (1)3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。 ——作为“个”位数。 (2) 0.5%中性红或品红溶液，可染 成红色。——作为“十”位数。
方法步骤： (1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个 位数，个位数的染色标记方法同单 色涂染法。 (3) 用品红(红色)染色标记作为十位 数，
三、豚鼠的抓取与固定
• 抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成 熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意 不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成 肝破裂而死亡。 • 手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈 背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手 指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手 的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹 住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个 人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠 的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。 • 手术固定法：同大、小鼠。
• ⑴大、小鼠、豚鼠的灌胃法：左手抓住鼠背颈部 皮毛将动物固定，右手持灌胃器，将灌胃针从口 腔插入，沿上颚壁插入食道，使其前端达到膈肌 水平，为防止插入气管，应回抽注射器针栓，如 无空气被抽回，即可将药液注入。小鼠进针约 3~4cm、大鼠、豚鼠为4~6cm，常用灌胃量小鼠 为0.2~1.0ml、大鼠为1~4ml、豚鼠为1~5ml。 • ⑵兔、犬、猫的灌胃法：先固定动物，然后将开 口器固定在动物口中，压住舌头，然后将灌胃管 从开口器小孔插入食道，将另一端浸入水中，如 有气泡逸出，说明误入气管需拔出重插。插好后 将药液推入。为避免药液残留需注入5ml生理盐 水。兔、猫进针为15cm左右，犬为20cm左右。一 次耐受量兔为80~150ml，犬为200~500ml。
豚 鼠
大 鼠
家 兔
猫
犬
• 3.直肠给药：多用于家兔，将药物通过肛门直 接注入动物直肠内，经直肠壁吸收，注意不要 误入阴道。
二、注射法给药
• 1.皮内注射：将药液注入皮肤的表皮与真皮之 间。用于接种、过敏实验、观察皮内反应及皮 肤血管的通透性等。方法为脱毛消毒→刺入皮 内→向上挑起稍退一些针后再稍刺入→注入药 液。 • 2.皮下注射：用左手拇指与食指轻轻捏起动物 皮肤，右手持针将其刺入皮下，如果针头易摆 动证明已在皮下，可推进药液，拔针后轻按针 孔片刻防止药液逸出。小鼠一般在背部、大鼠 在背颈部或侧下腹部、豚鼠在大腿内侧或背部、 兔在背部或耳根部、猫犬在大腿外侧。
先用手掌迅速扣住鼠背。
抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部， 中指和无名指轻轻扣住胸廓。
抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部， 中指和无名指轻轻扣住胸廓。
或像抓取大鼠一样抓住双耳和颈背部皮肤。
或像抓取大鼠一样抓住双耳和颈背部皮肤。
另一只手托住臀部。
另一只手托住臀部。
• 注意：豚鼠较为胆小易惊，不宜强 烈刺激和受惊，所以在抓取时，必 须稳、准和迅速；也不能单纯抓取 背腹部。
用镊子将药片送到猴子的舌跟部。
投药完毕，准备闭合猴子嘴巴。
用手将猴子的下巴向上轻轻一拍。猴子自然会将药片吞咽下去。
各种动物一次灌胃能耐受的最大容积
动物种类 小 鼠 体重（g） ＞30 25~30 20~24 ＞300 250~300 ＞300 250~300 200~249 100~199 ＞3500 2500~3500 2000~2400 ＞3000 2500 ~3000 10000~ 15000 最大容积（ml） 1.0 0.8 0.5 6.0 4.0~5.0 8.0 6.0 4.0~5.0 3.0 200 150 100 100~150 50~80 200~500
几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）
注射途径 腹 腔 小鼠 0.2-1.0 大鼠 1-3 豚鼠 2-5 兔 5-10 狗 5-15
肌
静 皮
肉
脉 下
0.1-0.2
0.2-0.5 0.1-0.5
0.2-0.5
1-2 0.5-1.0
0.2-0.5
1-5 0.5-2
0.5-1.0
3-10 1-3
大、小鼠和豚鼠的灌胃
用输血针头 或小号腰穿 针头，将其 尖端斜面磨 平，用焊锡 在针尖周围 焊一圆头， 即成灌胃针 。或购买现 成的灌胃针 。
• 灌胃时将针接在注射器上，吸 入药液。 • 左手抓住鼠背部及颈部皮肤将 动物固定。体位为头高尾低。
右手持注 射器，将 灌胃针插 入动物口 中，沿口 腔顶壁和 咽后壁徐 徐插入食 道。
（4）左前肢为10号、 左侧腹部20号、 左后肢30号， 两耳后部40号、 背部50号、 后肢背部60号， 右前肢70号、 右侧腹部 80号、 右后肢90号 第100号不作染色标记。
（二）穿耳孔法
用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔 或缺口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表 十位，右耳代表个位。实验动物：兔、犬、猪 （三）标牌法 一般挂在动物的颈部、耳朵、脚上或 实验动物：犬、猴 （四）烙印法 （五）剪毛法
按住兔子的双耳和颈背部。
一只手抓住兔子双耳和颈背部的毛皮提起。
然后另 一只手 托其臀 部，让 其体重 的大部 分集中 在这一 只手上 。
注意：
不能单纯抓双耳或抓提背腹部的毛皮。
• 固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固 定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定 法。 • 盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部， 用转扭拧固定器固定家兔。 • 台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依 次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头 部放在金属制的首伽和咀环上固定。
第二节、实验动物的抓取与固定
• • • • • 一、小鼠的抓取与固定 二、大鼠的抓取与固定 三、豚鼠的抓取与固定 四、家兔的抓取与固定 五、猴子的抓取与固定
一、小鼠的抓取与固定
• 抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提 起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。 • 手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用 右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间， 用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转 左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠 尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部 使小鼠整个呈一条直线。固定时注意，过分用 力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转 过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给 药和腹腔注射给药常用的方法。
动物实验技术
Laboratory Animals
实验动物基本操作技术
• • • • • • 第一节、动物实验前的准备 第二节、实验动物的抓取与固定 第三节、实验动物的给药与去毛 第四节、实验动物的麻醉 第五节、实验动物血液、体液的采集 第六节、实验动物的安乐死