动物实验的基本技术和方法-完整版
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物实验基本技术
【关键字】学生小学生优秀诗文背诵推荐篇目（75篇）1.江南汉乐府江南可采莲，莲叶何田田。
鱼戏莲叶间。
鱼戏莲叶东，鱼戏莲叶西。
鱼戏莲叶南，鱼戏莲叶北。
2.长歌行汉乐府青青园中葵，朝露待日晞（xī）。
阳春布德泽，万物生光辉。
常恐秋节至，焜（kūn）黄华（huā）叶衰。
百川东到海，何时复西归？少壮不努力，老迈徒伤悲！3.敕(chì)勒(lè)歌北朝民歌敕勒川，阴山下，天似穹(qióng)庐，笼盖四野。
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白毛浮绿水，红掌拨清波。
5.风解落三秋叶，能开二月花。
过江千尺浪，入竹万竿斜。
6.咏柳（唐）贺知章碧玉妆成一树高，万条垂下绿丝绦(tāo)。
不知细叶谁裁出，二月春风似剪刀。
7.回乡偶书(唐)贺知章少小离家老迈回，乡音无改鬓毛衰。
儿童相见不相识，笑问客从何处来。
8.凉州词（唐）王之焕(huàn)黄河远上白云间，一片孤城万仞(rèn)山。
羌(qiāng)笛何须怨杨柳，春风不度玉门关。
9.登鹳(guàn)雀楼（唐）王之焕白日依山尽，黄河入海流。
欲穷千里目，更上一层楼。
10.春晓（唐）孟浩(hào)然春眠不觉晓，处处闻啼鸟。
夜来风雨声，花落知多少?11.凉州词葡萄美酒夜光杯，欲饮琵琶马上催。
醉卧沙场君莫笑，古来征战几人回？12.出塞(sài)（唐）王昌龄秦时明月汉时关，万里长征人未还(huán)。
但使龙城飞将在，不教(jiào)胡马度阴山！13.芙(fú)蓉楼送辛渐（唐）王昌龄寒雨连江夜入吴，平明送客楚山孤。
洛阳亲友如相问，一片冰心在玉壶。
14.鹿柴(zhài)（唐）王维空山不见人，但闻人语响。
返景入深林，复照青苔上。
15.送元二使安西（唐）王维渭(wèi)城朝雨浥(yì)轻尘，客舍青青柳色新。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验基本技术
动物实验基本技术1.实验动物的分组：①分组原则：实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。
②建立对照组：空白对照：指在对照组不加任1可处理的"空白"条件下进行观察、研究；实验对照：指在一定实验条件下所进行的观察、对比；标准对照：是以正常值或标准值作为对照，在所谓标准条件下进行观察的对照;自身对照：在观察的不同时期接受不同疗法，然后比较它们的差异，这种方法也称自身交叉对照；相互对照：各实验相互对照。
2.目前实验动物学常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等。
此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号:去等。
3∙常用的实验动物被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法4种。
4.实验动物的给药和采血：小鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
大鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、割尾静脉取血、眼眶静脉丛（窦）取血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
5.实验动物麻醉方法：对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行。
①全身麻醉药:常用的包括非挥发性和挥发性两大类，非挥发性麻醉药如戊巴比妥钠、异戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、氯胺酮等，以及挥发性麻醉药入乙酶氯仿等。
全身麻醉方法:有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途径，吸入麻醉法用挥发性麻醉药，注射麻醉法用非挥发性麻醉药。
其中，麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉者称吸入麻醉法，动物实验大都采用开放吸入法。
而注射麻醉法，在动物实验中比较常用，麻醉药物中使用频率最高的是戊巴比妥钠；家兔、猫、犬、猴等实验动物常用腹腔注射或静脉注射戊巴比妥钠进行全麻，啮齿类实验动物则仅用腹腔注射戊巴比妥钠麻醉。
动物实验的基本技术
动物实验的基本技术动物实验的基本技术第一节实验动物的抓取和固定在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。
抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。
操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。
一、小鼠小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
三、家兔家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。
常用的抓取方法是先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。
然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。
因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。
在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物的实验技术和方法
实验一动物的实验技术和方法动物实验的方法是各种各样的，如常用模型复制法、切开和分离法、切除和注入法、离体组织器官法等，在不同的研究领域有其不同的目的和应用，但是一些基本的操作技术方法是一样的，如动物的抓取、固定、标号、脱毛、麻醉、给药、采血、采尿、处死等，对于实验研究者来说无论从事哪一类研究项目，都会不同程度的应用这些技术。
下面以大鼠为例，介绍相关的动物实验技术。
一、动物的抓取和固定方法抓大鼠时，最好戴上防护手套。
如果是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可用拇指、食指捏住大鼠的耳朵及头颈皮肤，余下的三指紧捏住背部皮肤，置于掌心中，调整大鼠在手中的姿势后即可操作。
另一种方法是张开左手虎口，迅速将拇指、食指插入大鼠的腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并将其保持卧位，之后调整左手拇指位置，紧压在下颌骨上（不可过紧，否则会造成窒息），即可进行实验操作。
若对大鼠进行采血和手术操作，需对大鼠进行麻醉后，将四肢用棉线固定在实验板上，为防止苏醒时伤人或便于颈、胸部实验操作，应用棉线将大鼠两上门齿固定于实验板上。
二、动物的编号、标记、分组和被毛方法1、和标记方法在动物实验中，为了观察每个实验动物的反映情况，必须对实验动物进行编号、标记。
标记的方法应该保证号码清楚、耐久、简便、易认和使用。
比如：染色法、挂牌法、烙印法、耳孔法。
一般来说，小型动物适宜用耳孔法和染色法，中型动物适用挂牌法和烙印法。
大鼠常常选用染色法，即用化学剂在动物身体明显的部位如被毛、四肢等处进行涂染或用不同颜色等来区别各组动物，是最常用、最容易掌握的方法。
这种方法多用于实验周期较短，动物数量不多的情况。
动物无疼痛和损伤，但由于动物之间相互摩擦、舔毛、尿、水浸渍被毛或脱毛，或因日久颜色自行消退，应及时发现，及时补染。
常用编号标记溶液有：①3%-5%苦味酸溶液，涂然橙黄色；②2%硝酸银溶液，涂染成咖啡色（涂后需光照10min）；③0.5%中性红或品红溶液，涂染成红色；④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色；⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验基本技术完整版
动物实验基本技术内容：实验动物抓取保定方法实验动物标记编号方法实验动物被毛去除方法实验动物给药途径和方法实验动物体液和采血方法实验动物麻醉方法实验动物处死方法实验动物抓取固定方法一、小鼠的抓取固定1、小鼠性情较温顺，挣扎力小，比较容易抓取和固定。
抓取时，用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部放在格板或铁笼上。
2、趁着小鼠试图挣脱的瞬间，迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌。
3、放松拇指和食指，用另外三个手指控制小鼠，然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠，完成抓取固定。
4、小鼠性情较温顺,一般不咬人,比较容易固定。
通常是用右手提起小鼠的尾部，将其放在鼠盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前爬行时，迅速用左手拇指和食指捏住其双耳及颈后部皮肤，将小鼠置于左手掌心上，再以右手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
注意事项：抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部，不能仅捏住小鼠尾巴的尾端，因为这时小鼠的重量全部集中到尾端，如果小鼠挣扎，有可能弄破尾端。
在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时，可将小鼠用线绳捆绑在木版上，或固定在尾静脉注射架及粗试管中。
二、大鼠的抓取固定抓取大鼠前最好戴上防护手套，右手轻轻抓住大鼠尾巴的中部并提起，迅速放在笼盖上或其他粗糙面上，左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行，以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取固定。
三、豚鼠的抓取固定捉拿时，实验人员可先用手轻轻扣、按住豚鼠背部，顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环其颈部，用另一只手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取固定。
四、兔的抓取固定抓取固定方法是用右手把两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，提起家兔，然后用左手托住臀部。
另一种方法是使用家兔固定栏，打开固定栏的前盖，抓取家兔放进栏内，右手抓住家兔耳朵将头部拉过固定栏的开孔，迅速关上栏门。
五、犬的抓取固定犬性情凶猛、咬人，但通人性。
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
第十章 动物实验基本技术和方法
湖南中医药大学 实验动物中心
第一节 动物实验分组
分组原则：使一切干扰实验的因素分配到 各组时只受纯机遇的抽样误差的影响，而 不受实验者主观因素的影响，严格按照随 机分组的原则进行。 确立实验总组数和总动物数：动物实验应 设立各种对照组，实验组包括不同处理因 素组和实验需要总动物数。确定实验总组 数后，再确定每组样本数量和实验需要总 动物数。
第七节、实验动物尿液粪便采集
一、压迫排尿排便法 二、代谢笼法：此法较常用于大、小鼠，成熟 小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h
B.兔耳缘静脉注射法：一般采用外耳缘静脉。给兔注射前，
先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用 75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手示 指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端， 环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的 远心端刺入血管，将药液注入，注射完毕，用棉球压 住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。 C.犬前肢内侧头静脉注射法：抓取和固定好犬。由助 手将犬前肢根部用手握紧，或用胶皮管绑住，使静脉 充盈。实验者左手托住犬前肢，右手持连有7号针头的 注射器刺入内侧皮下的头静脉，进针1cm后回抽见血， 即可注射。
2.皮内注射：一般用于接种或过敏实验。将药液注射 在真皮和表皮之间。皮内注射时需将注射的局部脱 去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使 之绷紧，在两指之间，用注射器连4(1/2)号细针头， 紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺 入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色 小皮丘。
3.肌肉注射：一般选择肌肉丰满而无大血管通过 的臀部或大腿外侧，不溶于水的油剂药物常采 用肌肉注射。 4.腹腔注射：用大、小白鼠做实验时，以左手抓 住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左 （或右）下腹部刺入皮下，使针头向前 推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针 头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动 物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物 为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm 处。
动物实验基本技术和方法 (NXPowerLite)
剪头：用于一次性大量采小鼠血，可得 到0.5～1.0ml的血量 大血管：包括颈动脉（静脉），股动脉 （静脉），腋下动脉（静脉），腹主动 脉。此方法不常用于小鼠采血，而多用 于大鼠一次性大量采血。可得5ml左右 血量。 心脏采血：小鼠少用，可用于大鼠一次 性（开胸）或多次采血（不开胸）。
15、关节腔注射： 16、椎管内注射：注射入蛛网膜下腔
17、淋巴囊内注射：蛙和蟾蜍
18、小脑延髓池注射：
八、采血
1、大小鼠： 眶静脉丛（窦）： 少量多次采大小鼠血。 小鼠0.2～0.3ml， 大鼠0.4～0.6ml 摘眼球：用于一次大量采小鼠血，可得到 4～5％体重的血量 尾静脉：用于少量多次采大小鼠血
利多卡因：效力和穿透力比普鲁卡因强 的卡因：化学结构和普鲁卡因类似，效 力和穿透力比普鲁卡因强。
4、实验动物的急救
呼吸停止： 人工呼吸 尼可刹米：适用于各种原因的中枢性呼吸 衰竭，每次0.25g~0.5g，静脉注射。 戊四氮：对抗巴比妥类和氯丙嗪过量导致 的呼吸衰竭，每次0.1g，静脉注射或心内 注射 美解眠：对抗巴比妥类和水合氯醛中毒， 每次50mg，静脉缓慢注射
1.横切面 2、矢状面 3、额切面 4、颅侧(前侧) 5、尾侧(后侧) 6、背 侧 7、腹侧 8、内侧 9、外侧 10、口侧 11、 远口侧 12、背侧 13、掌 侧、14、跖侧 15、近端 16、远端 17、轴侧 18、远轴侧
狗躯体各部名称
小鼠的淋巴系统
小鼠乳腺区域
外科手术
大鼠无创血压测量
10、皮下注射(s.c)：颈背部、腋下、腿、 侧腹
11、肌肉注射(i.m)：股部肌肉
12、腹腔注射(i.p)：下腹部腹中线两侧
13、静脉注射(i.v)： 小鼠：尾静脉 大鼠：尾静脉、 阴茎静脉、 舌下静脉、 浅背侧跖静脉
动物实验的基本技术和方法
• 成为熟练掌握动物实验操作技 术的能手或专家应该是大学/ 研究所每一个动物饲养管理人 员所追求的目标。
动物实验前的准备
1. 所用动物实验设施是否符合本实验要求 普通设施，清洁级、SPF设施，感染性设施， 有毒有害供试品设施，放射性设施 实验室、手术室 2. 所用实验动物的品种、品系、性别、数量等能 否得到 3. 所需要的动物实验技术是否熟练掌握 4. 所用动物实验器具、试剂是否准备好 5. 所用的仪器设备是否处于可运行状态
• 对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程 中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和 动物实验的顺利进行，是动物实验伦理的一个 重要方面。 • 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验 动物的麻醉中绝大多数采用全身麻醉。 • 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康 状况等因素进行综合考虑，决定选用的麻醉剂 和麻醉方法。
兔灌胃法
1. 口服给药 用右手将口服药片 夹在拇指和食指之间， 把左手放在犬的圈套上， 用拇指和食指压着犬的 上唇，用力使犬的头向 后仰，继而把右手中指 放在犬的下颌向下压。 当犬的嘴张大时，快速 把药片放在舌根隆起的 部位，合上犬的嘴，维 持头后仰姿势，右手在 咽喉部轻轻按摩。借助 犬本能的吞咽动作服下 药片。
六、实验动物的给药方法
• • • 1. 2. 3. 4. 5. 6. 经口给药法 注射法 其它途径给药方法 呼吸道给药 皮肤给药 脊髓腔内给药 脑内给药 直肠内给药 关节腔内给药
• 经口给药 1. 拌入饲料、饮水中自由摄取 优点：省人力 缺点：因个体差异，摄入量不等 2. 灌胃 优点：能准确定量 缺点：给动物造成一定的痛苦，需 熟练掌握技术
6.预实验 正式实验前的演习 预实验可用少量动物进行 预实验结果不能并入正式实验结果一 起分析。