《动物实验基本技术》PPT课件
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动物实验技术 动物实验的基本操作
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2、家兔：
方法：首先固定家兔，再将扩口器放入口中，置于上，下门齿 之后，将14号导尿管从扩口器中央的小孔通过，沿咽后壁插 入食道。插入后，应检查导尿管是否确实插入食道，可将导尿 管外端的口入一只盛满水的烧杯中，如无气泡产生，表明导尿 管被正确插入胃中，再将导管与注射器相连，注入药液。
Oral feed
第 二 节 实验动物的选择原则
选择什么样的实验动物是医学科学研究工作 中一个重要环节，因为在不适当的动物进行实验， 常可导致实验结果的不可靠，甚至使整个实验徒 劳无功，直接关系到科学研究的成败和质量。
一、查阅文献，加强交流： 通过充分地查阅文献，可了解本领域、本 项目以往使用的实验动物情况及其研究结果， 有利于充分利用前人的研究成果、研究思想， 避免重复研究。 传统应用的实验动物是科技工作者长期以来 实践经验的积累，各个专业、各个课题都有自 己常用的动物品和品系。
Blood Collection From Cardiac Puncture in Mouse
（二）家兔的采血： 1、耳缘静脉采血 2、心脏取血 3、颈动脉
Small blood samples can be collected from a lateral ear vein.
Slide 30.
兔耳缘静脉注射，取血时，可在其耳内面 局部拔毛。
（三）脱毛法：用于手术前动物皮肤局部脱毛。 方法： 首先剪短动物被毛。然后涂脱毛剂，2-3分钟后用温 水清洗干净，最后涂上一层油脂。 脱毛剂的配制： 下列3种方法适用于小鼠，小鼠和家兔。 1、硫化纳3克+肥皂粉1克+淀粉7克+水适量，调成糊状。 2、硫化纳8克+淀粉7克+糖4克+甘油5克+硼砂1克+水 75毫升 3、硫化纳8克+水100毫升
动物实验的基本方法
Fix the position of the catheter tip by two silk suture knots
Release the bulldog clamp and collect blood from the artery though the catheter into the centrifuge tube
2、兔、豚鼠的血液采集方法
耳中央动脉采血：兔 耳缘静脉采血：兔 心脏采血：兔、豚鼠 颈动（静）脉采血： 背跖静脉采血：豚鼠
Fix the position of needle by your left thumb and withdraw blood from the ear vein
Make a 5 cm opening on the middle line of the neck
Search the carotid artery with a tissue forceps and a homeostatic forceps.
Isolate the carotid artery from the vagus nerve and other connective tissue
Tie up the distal end of the carotid artery by silk suture
Clip the proximal end of the carotid artery with a bulldog clamp
Insert a 16 G intravenous catheter into the artery
A female rabbit A male rabbit
三.动物的编号、标记及去毛方法
动物实验的基本技术操作方法幻灯片PPT
一、动物实验的常用方法
6．移植法
一般是将动物的器官、组织或细胞进展相 互移植的一种方法。如骨髓移植时，将小 鼠A〔供体〕的骨髓注入到小鼠B的血液中 〔受体〕，很快可见脾结节化〔脾造血〕。 脾结节的数量反响了造血干细胞的多少， 由此可以观察干细胞的变化。动物各种组 织、器官的移植也是实验研究中常用的方 法。
动
物 编
1
234源自5678
9
10 11 12 13 14
号
随
机 数
16
22
77
94
39
49
54
43
54
82
17
37
93
23
目
归 组
B
B
A
B
A
A
B
A
B
B
A
A
A
A
四、实验动物的随机分组方法
结果列入A组的动物有8只，列入B组的动物 有6只。如要使两组相等，须将A组减少一只， 划入B组。应把哪一只小鼠划入B组，仍可用 随机数字表，在上述抄录的14个数后面再抄 录一个数字为78，此数以8除之，因为归入A 组的小鼠有8只，故以8除，得余数6。于是把 第6个A〔即编写为第12号的小鼠〕划给B组。
一、动物实验的常用方法
动物实验方法是多种多样的，在医学的各 个领域内都有其不同的应用，其中一些根 本方法都是共同性的，如动物的选择、抓 取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采 尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何 种课题的医学研究都要用这套根本方法， 因此，动物实验根本方法，已成为医学科 技工作者必须掌握的一项根本功。
经过这样调整，两组小鼠的分配如下：
A组 3 5 6 8 11 13 14 B组 1 2 4 12 7 9 10
动物实验基本技术和方法及成功之路
3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法
家 兔 给 药
1、灌胃给药
使用开口器和导尿管灌胃。
2、静脉给药
先拔去注射部位的 被毛，用手指弹动或轻 揉兔耳，使静脉充盈， 右手持注射器连6号针头 尽量从静脉的远端刺入， 将药液注入，然后拔出 针头，用手压迫针眼片 刻。
3、肌肉注射给药 4、淋巴囊内注射 5、涂布法给药 6、直肠给药和阴道给药
犬
灌胃给药
给
药
静脉注射 静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉 注射。
第六节
动物实验后的有关问题
一、术后护理 二、实验动物处死方法 1、颈椎脱臼法 2、空气栓塞法 3、放血法 4、断头法 5、药物法
憩暗繲鹝魆鋋懦獾癌禺澧玷弿 猧蘆躵仴馱鞀瞢傀羉鞝臗硏返 簳噰鷶叿匚鴢簘侔汀鐌蟾湤农 蒡側烴悬祅猙浕馏龇背潹睻砬 碃羔痕圯沿欽礻櫾輆韯衾筪嫔 峉卵恊戨阒晫貈媴辖錫爗濮潘 111111111 塜籢渃葄判鴖饲垞軖薇很怆週 看看 韎鵝顱嘄弣轋爥衃麺鉞獎稌媻 茲柫晩嚄河藳鄗頕噢橛箭贔碟 明檴諀遱刞燾莔蹎扆詔楷摗玘
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鶜讕鯝薫螠牫瓡粕餯潈便霖染殨 鷲輰礀怖崬哝庘銳脰囉槪凩淨飝 鑓霻锠芀焹嶬怆奶竹扒剫閬門顶 • 54545454 • 和环境和交换机及环 境和交换机 •溺呶輟郬頱坂搥餓昻夛雫愪勆鷯 哥vnv • 歼击机 • 悾闅濟旖渶桚硂騝閳頦鞧罻胿耿 • 合格和韩国 国 嶕诲歩呚凄衫尅錴沁句楌顱赉楧 淕獗抒邁瓅陯嫥谌靠哿滞讷鵖驆 韐此哐呈日鼭偽驯钁哻纓鷡足猻 •汦悼礋鲺鍡児耚湊觰噶磸缬祆袋 版本vnbngnvng 騞霖氐暚壘藏哑孱貆毞穑硔诿瑧
动物实验基本技术和方法 (NXPowerLite)
第八章 动物实验基本技 术和方法
一、 实验前准备
理论准备：了解动物实验基础知识 制定研究计划和方案 查阅关于实验方法的参考文献 条件准备：仪器、器械、药品 运输 实验和饲养场所
二、抓取和固定
小鼠
大鼠
豚鼠
家兔
犬
猫的抓取
猴
三、性别、发情、配种与怀孕 鉴定
心跳停止： 心脏按摩 针刺或脉冲电刺激 肾上腺素：用于心脏骤停的急救。每次 0.5~1.0ml静脉注射 碳酸氢钠：纠正急性酸中毒。可注射肾 上腺素后立即静脉注射5%碳酸氢钠 1~2m：小鼠、大鼠 2、空气栓塞法：兔、猫、犬等大动物 3、放血法：心脏放血或大血管放血 4、断头法：小鼠、大鼠 5、吸入二氧化碳 6、注射巴比妥类药物
局麻药物 普鲁卡因：是无刺激性的局麻药物。 特点：麻醉速度快，注射后1~3分钟就可 产生麻醉。可以维持30~45分钟。对皮 肤和黏膜穿透力很弱，需要注射给药才 能产生局麻效果。它可以使血管舒张， 易被吸收入血液而失去效果。在其溶液 中加入肾上腺素（每100ml加入0.1%肾 上腺素0.2~0.5ml）可以使麻醉时间延长 1~2小时。
11小鼠小鼠小指夹鼠尾拇指和是指置小鼠头两侧固定中小指夹鼠尾拇指和是指置小鼠头两侧固定中指和无名指压住鼠身在注射处消毒后右手指和无名指压住鼠身在注射处消毒后右手持注射器以食指固定针芯垂直刺入针头深持注射器以食指固定针芯垂直刺入针头深度约557mm7mm将兔用固定器固定好剃去头顶的被毛左手将兔用固定器固定好剃去头顶的被毛左手将头皮绷紧消毒后右手持锥子自头顶正将头皮绷紧消毒后右手持锥子自头顶正中稍偏一侧部位锥穿头骨即换以左手固定中稍偏一侧部位锥穿头骨即换以左手固定锥子右手持注射器使针头沿锥尖刺入慢锥子右手持注射器使针头沿锥尖刺入慢慢拔出锥子即刻将针头刺入约慢拔出锥子即刻将针头刺入约101020mm20mm即可推液即可推液1515关节腔注射
一、 实验前准备
理论准备：了解动物实验基础知识 制定研究计划和方案 查阅关于实验方法的参考文献 条件准备：仪器、器械、药品 运输 实验和饲养场所
二、抓取和固定
小鼠
大鼠
豚鼠
家兔
犬
猫的抓取
猴
三、性别、发情、配种与怀孕 鉴定
心跳停止： 心脏按摩 针刺或脉冲电刺激 肾上腺素：用于心脏骤停的急救。每次 0.5~1.0ml静脉注射 碳酸氢钠：纠正急性酸中毒。可注射肾 上腺素后立即静脉注射5%碳酸氢钠 1~2m：小鼠、大鼠 2、空气栓塞法：兔、猫、犬等大动物 3、放血法：心脏放血或大血管放血 4、断头法：小鼠、大鼠 5、吸入二氧化碳 6、注射巴比妥类药物
局麻药物 普鲁卡因：是无刺激性的局麻药物。 特点：麻醉速度快，注射后1~3分钟就可 产生麻醉。可以维持30~45分钟。对皮 肤和黏膜穿透力很弱，需要注射给药才 能产生局麻效果。它可以使血管舒张， 易被吸收入血液而失去效果。在其溶液 中加入肾上腺素（每100ml加入0.1%肾 上腺素0.2~0.5ml）可以使麻醉时间延长 1~2小时。
11小鼠小鼠小指夹鼠尾拇指和是指置小鼠头两侧固定中小指夹鼠尾拇指和是指置小鼠头两侧固定中指和无名指压住鼠身在注射处消毒后右手指和无名指压住鼠身在注射处消毒后右手持注射器以食指固定针芯垂直刺入针头深持注射器以食指固定针芯垂直刺入针头深度约557mm7mm将兔用固定器固定好剃去头顶的被毛左手将兔用固定器固定好剃去头顶的被毛左手将头皮绷紧消毒后右手持锥子自头顶正将头皮绷紧消毒后右手持锥子自头顶正中稍偏一侧部位锥穿头骨即换以左手固定中稍偏一侧部位锥穿头骨即换以左手固定锥子右手持注射器使针头沿锥尖刺入慢锥子右手持注射器使针头沿锥尖刺入慢慢拔出锥子即刻将针头刺入约慢拔出锥子即刻将针头刺入约101020mm20mm即可推液即可推液1515关节腔注射
动物实验技术PPT课件
不同种系的实验动物对相同因素的刺激反 应既有共同性的一面，也存在一些特殊反应， 同样的刺激对一些动物敏感，但对另外一些动 物可能不敏感。因此在实验研究中选用那些有 特殊反应、对实验研究敏感的动物作为实验对 象，也是保证实验成功的重要因素。
38
（三）标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物，才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
50
2、购入动物时，应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
51
3、购入动物时，无论运输距离的远近，都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
52
4、购入清洁级以上的动物，应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输，严格检查其密封状况。
7
动物实验技术：
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术，以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
8
动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
9
科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
10
经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
11
伦理性要求
动物福利 3R原则
12
22
(二) 常用动物外科手术器械
（三）手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
23
（四）敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
24
五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人
38
（三）标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物，才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
50
2、购入动物时，应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
51
3、购入动物时，无论运输距离的远近，都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
52
4、购入清洁级以上的动物，应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输，严格检查其密封状况。
7
动物实验技术：
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术，以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
8
动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
9
科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
10
经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
11
伦理性要求
动物福利 3R原则
12
22
(二) 常用动物外科手术器械
（三）手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
23
（四）敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
24
五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
第十章 动物实验基本技术和方法
动物实验基本技术和方法
湖南中医药大学 实验动物中心
第一节 动物实验分组
分组原则：使一切干扰实验的因素分配到 各组时只受纯机遇的抽样误差的影响，而 不受实验者主观因素的影响，严格按照随 机分组的原则进行。 确立实验总组数和总动物数：动物实验应 设立各种对照组，实验组包括不同处理因 素组和实验需要总动物数。确定实验总组 数后，再确定每组样本数量和实验需要总 动物数。
第七节、实验动物尿液粪便采集
一、压迫排尿排便法 二、代谢笼法：此法较常用于大、小鼠，成熟 小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h
B.兔耳缘静脉注射法：一般采用外耳缘静脉。给兔注射前，
先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用 75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手示 指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端， 环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的 远心端刺入血管，将药液注入，注射完毕，用棉球压 住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。 C.犬前肢内侧头静脉注射法：抓取和固定好犬。由助 手将犬前肢根部用手握紧，或用胶皮管绑住，使静脉 充盈。实验者左手托住犬前肢，右手持连有7号针头的 注射器刺入内侧皮下的头静脉，进针1cm后回抽见血， 即可注射。
2.皮内注射：一般用于接种或过敏实验。将药液注射 在真皮和表皮之间。皮内注射时需将注射的局部脱 去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使 之绷紧，在两指之间，用注射器连4(1/2)号细针头， 紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺 入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色 小皮丘。
3.肌肉注射：一般选择肌肉丰满而无大血管通过 的臀部或大腿外侧，不溶于水的油剂药物常采 用肌肉注射。 4.腹腔注射：用大、小白鼠做实验时，以左手抓 住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左 （或右）下腹部刺入皮下，使针头向前 推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针 头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动 物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物 为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm 处。
湖南中医药大学 实验动物中心
第一节 动物实验分组
分组原则：使一切干扰实验的因素分配到 各组时只受纯机遇的抽样误差的影响，而 不受实验者主观因素的影响，严格按照随 机分组的原则进行。 确立实验总组数和总动物数：动物实验应 设立各种对照组，实验组包括不同处理因 素组和实验需要总动物数。确定实验总组 数后，再确定每组样本数量和实验需要总 动物数。
第七节、实验动物尿液粪便采集
一、压迫排尿排便法 二、代谢笼法：此法较常用于大、小鼠，成熟 小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h
B.兔耳缘静脉注射法：一般采用外耳缘静脉。给兔注射前，
先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用 75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手示 指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端， 环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的 远心端刺入血管，将药液注入，注射完毕，用棉球压 住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。 C.犬前肢内侧头静脉注射法：抓取和固定好犬。由助 手将犬前肢根部用手握紧，或用胶皮管绑住，使静脉 充盈。实验者左手托住犬前肢，右手持连有7号针头的 注射器刺入内侧皮下的头静脉，进针1cm后回抽见血， 即可注射。
2.皮内注射：一般用于接种或过敏实验。将药液注射 在真皮和表皮之间。皮内注射时需将注射的局部脱 去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使 之绷紧，在两指之间，用注射器连4(1/2)号细针头， 紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺 入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色 小皮丘。
3.肌肉注射：一般选择肌肉丰满而无大血管通过 的臀部或大腿外侧，不溶于水的油剂药物常采 用肌肉注射。 4.腹腔注射：用大、小白鼠做实验时，以左手抓 住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左 （或右）下腹部刺入皮下，使针头向前 推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针 头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动 物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物 为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm 处。
动物实验基本操作精品PPT课件
22.01.2020
实验动物中心 12
7．生物电、活性观察法 对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观察记录，如心
电、肌电、脑电等； 对动物组织中各种活动物质用生物化学法测定，如各种酶，
激素等。
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实验动物中心 13
8．病理解剖学、组织学观察法
采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观察、分析动物各 种疾病时病理组织学改变。可从组织学的角度来探讨疾 病防治机理，近年来由于电子显微技术的进展，不仅可 以观察到病变时细胞内细胞器等亚细胞结构的变化，而 且也可以运用电子扫描方法对动物器官的微小结构进行 完整的表层观察。
实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反 应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。 依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。
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实验动物中心 20
（四）豚鼠的抓取固定方法
豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时， 必须稳、准和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住 鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只 手托住臀部。固定的方式基本同大鼠。
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实验动物中心 33
五、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中 常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和 脱毛三种。
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实验动物中心 34
剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛 时需注意以下几点：
⑴把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤； ⑵依次剪毛，不要乱剪； ⑶剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术桌和操作
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实验动物中心 15
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动物实验基本技术
精选PPT
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动物实验基本技术
➢实验动物抓取与固定 ➢实验动物分组与标记 ➢实验动物被毛去除方法 ➢实验动物给药 ➢实验动物麻醉 ➢实验动物取血 ➢实验动物处死
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一、实验动物抓取与固定
➢目的：暴露手术操作部位
✓小鼠的抓取保定 ✓大鼠的抓取保定 ✓豚鼠的抓取保定 ✓家兔的抓取保定
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染色法--染色方法
➢双色涂染法：
✓两种颜色同时染色标记，一种标记为个位数， 另一种标记为十位数
✓涂染方法同单色涂染法 ✓可标记100位以内的号码
➢直接标号法：
➢染色剂直接在实验动物身上编写号码 ➢实验动物太小或号码位数太多不适宜
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耳孔法
➢用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号， 根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少来区 分实验动物。
✓右手抓住鼠尾并提起，把大鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手顺序按卡大鼠背部，稍加压力向头部滑 行，拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤
✓右手拉紧大鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手其余三指固定背部皮肤在大鱼际肌上
➢保定：同小鼠
精选PPT
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3.豚鼠的抓取保定
➢抓取：
✓左手轻轻扣、按住豚鼠背部，顺势抓住其肩 胛上方皮肤，拇指和食指环握颈部
✓染色剂的毒性对实验动物的影响
➢适用动物--大、小鼠
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染色法--常用染色剂
➢3%～5%苦味酸，染成黄色 ➢0.5%中性红或品红溶液，染成红色 ➢2%硝酸银溶液，染成咖啡色 ➢煤焦油酒精溶液，染成黑色
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染色法--染色方法
➢单色涂染法：
✓单一颜色的染色剂涂染 ✓涂染顺序：从左到右，从上到下 ✓适用于每组实验动物不超过10只
余数（两组以上）作为归入的组次分组 ✓最后随机调整，使各组的动物数达到均等
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分组原则--随机分组(1)
➢完全随机分组--如小鼠20只，分甲、乙两组
✓小鼠编为1号～20号 ✓随机数表中取出20个随机数依次分配给1～20
号动物 ✓设单数为甲组，双数为乙组（下表），结果
甲组9只，乙组11只
动物编号 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
✓再取下一个随机数，除以组数，所得余数作 为下一轮分配开始的组次，顺序分配每组一 只，直到分完为止。
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建立对照组
➢空白对照--不加任何处理，排除动物本身的
影响
➢实验对照--实验条件对照 ➢标准对照--标准值对照（阳性对照） ➢自身对照--自身前后对照 ➢相互对照--各实验组相互对照
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✓右手托住其臀部 ✓抓取时必须快、准、稳、柔
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4.家兔的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住颈背部皮肤，提起家兔 ✓左手托住其臀部
➢保定：
✓四肢和门牙固定在手术台上，其中前肢是交 叉固定。
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4.家兔的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住颈背部皮肤，提起家兔 ✓左手托住其臀部
➢保定：
✓四肢和门牙固定在手术台上，其中前肢是交 叉固定。
随 机 数 03 47 43 73 86 36 96 47 36 61 68 34 30 13 70 55 74 30 77 12
组 别 甲甲甲甲乙乙乙甲乙甲乙乙乙甲乙甲乙乙甲乙
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Hale Waihona Puke 分组原则--随机分组(1)
➢完全随机分组--如小鼠20只，分甲、乙两组
✓小鼠编为1号～20号
✓随机数表中取出20个随机数依次分配给1～20 号动物
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2.标记编号
➢目的--将同种动物进行区别，以便于观察。 ➢要求--编号方法不对动物生理或实验反应产
生影响，且号码清楚、易认和耐久。
➢常用方法：
✓染色法 ✓耳孔法 ✓烙印法 ✓挂牌法
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染色法
➢用化学药品在实验动物身体明显部位涂染， 以染色部位、颜色标记区分实验动物。
➢缺点：
✓长时间使用，染色剂会自行褪色，需不断补 充和加深染色--慢性实验不适用
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二、实验动物分组与标记
1.分组： ➢分组原则--随机分组
✓每只动物都有同等机会被分配到各个实验组 中去，避免人为因素对实验造成影响。
➢建立对照组
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分组原则--随机分组(1)
➢完全随机分组：
✓将全部动物编号 ✓从随机数表中任取一段随机数字，给各个动
物依次配号 ✓按所配数字的奇偶（两组）或除以组数后的
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3
1.小鼠的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住鼠尾并提起，把小鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤 ✓右手拉紧小鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手无名指和小指压紧尾巴和后肢，中指和
手掌心夹住背部皮肤，使小鼠呈一直线
➢保定：四肢及门牙用棉线固定在解剖台上
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1.小鼠的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住鼠尾并提起，把小鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤 ✓右手拉紧小鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手无名指和小指压紧尾巴和后肢，中指和
手掌心夹住背部皮肤，使小鼠呈一直线
➢保定：四肢及门牙用棉线固定在解剖台上
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2.大鼠的抓取保定
➢抓取：基本同小鼠
➢打孔后须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部， 以免伤口愈合将耳孔闭合。
➢也可用剪刀在实验动物的耳廓上剪缺口的方 法来区分实验动物。
➢适用动物--家兔
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耳孔法
➢用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号， 根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少来区 分实验动物。
➢打孔后须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部， 以免伤口愈合将耳孔闭合。
➢也可用剪刀在实验动物的耳廓上剪缺口的方 法来区分实验动物。
➢适用动物--家兔
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22
烙印法
➢直接把标记编号烙印在实验动物身上，如盖 印章一样，用来区别实验动物。
➢适用动物--犬
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挂牌法
➢将编好的号码烙印在金属牌上，挂在实验动 物颈部、耳部、肢体或笼具上，用来区别实 验动物。
✓设单数为甲组，双数为乙组（表1-3-2），结 果甲组9只，乙组11只
✓再查随机数表的第21个数为13，将13÷11＝1
余2。则将乙组中的第二位（6号动物）取出
给甲组。若差数﹥2，可依次法调整直至两组
动物数相等。
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分组原则--随机分组(2)
➢简化随机分组--实际工作中
✓从随机数表中的任一数字开始顺序取数，把 取得的随机数除以组数，将所得余数作为这 一轮开始分配的组次，从该组开始顺序分配 一只
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动物实验基本技术
➢实验动物抓取与固定 ➢实验动物分组与标记 ➢实验动物被毛去除方法 ➢实验动物给药 ➢实验动物麻醉 ➢实验动物取血 ➢实验动物处死
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一、实验动物抓取与固定
➢目的：暴露手术操作部位
✓小鼠的抓取保定 ✓大鼠的抓取保定 ✓豚鼠的抓取保定 ✓家兔的抓取保定
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染色法--染色方法
➢双色涂染法：
✓两种颜色同时染色标记，一种标记为个位数， 另一种标记为十位数
✓涂染方法同单色涂染法 ✓可标记100位以内的号码
➢直接标号法：
➢染色剂直接在实验动物身上编写号码 ➢实验动物太小或号码位数太多不适宜
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耳孔法
➢用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号， 根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少来区 分实验动物。
✓右手抓住鼠尾并提起，把大鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手顺序按卡大鼠背部，稍加压力向头部滑 行，拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤
✓右手拉紧大鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手其余三指固定背部皮肤在大鱼际肌上
➢保定：同小鼠
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3.豚鼠的抓取保定
➢抓取：
✓左手轻轻扣、按住豚鼠背部，顺势抓住其肩 胛上方皮肤，拇指和食指环握颈部
✓染色剂的毒性对实验动物的影响
➢适用动物--大、小鼠
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染色法--常用染色剂
➢3%～5%苦味酸，染成黄色 ➢0.5%中性红或品红溶液，染成红色 ➢2%硝酸银溶液，染成咖啡色 ➢煤焦油酒精溶液，染成黑色
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染色法--染色方法
➢单色涂染法：
✓单一颜色的染色剂涂染 ✓涂染顺序：从左到右，从上到下 ✓适用于每组实验动物不超过10只
余数（两组以上）作为归入的组次分组 ✓最后随机调整，使各组的动物数达到均等
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分组原则--随机分组(1)
➢完全随机分组--如小鼠20只，分甲、乙两组
✓小鼠编为1号～20号 ✓随机数表中取出20个随机数依次分配给1～20
号动物 ✓设单数为甲组，双数为乙组（下表），结果
甲组9只，乙组11只
动物编号 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
✓再取下一个随机数，除以组数，所得余数作 为下一轮分配开始的组次，顺序分配每组一 只，直到分完为止。
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建立对照组
➢空白对照--不加任何处理，排除动物本身的
影响
➢实验对照--实验条件对照 ➢标准对照--标准值对照（阳性对照） ➢自身对照--自身前后对照 ➢相互对照--各实验组相互对照
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✓右手托住其臀部 ✓抓取时必须快、准、稳、柔
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4.家兔的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住颈背部皮肤，提起家兔 ✓左手托住其臀部
➢保定：
✓四肢和门牙固定在手术台上，其中前肢是交 叉固定。
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4.家兔的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住颈背部皮肤，提起家兔 ✓左手托住其臀部
➢保定：
✓四肢和门牙固定在手术台上，其中前肢是交 叉固定。
随 机 数 03 47 43 73 86 36 96 47 36 61 68 34 30 13 70 55 74 30 77 12
组 别 甲甲甲甲乙乙乙甲乙甲乙乙乙甲乙甲乙乙甲乙
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Hale Waihona Puke 分组原则--随机分组(1)
➢完全随机分组--如小鼠20只，分甲、乙两组
✓小鼠编为1号～20号
✓随机数表中取出20个随机数依次分配给1～20 号动物
15
2.标记编号
➢目的--将同种动物进行区别，以便于观察。 ➢要求--编号方法不对动物生理或实验反应产
生影响，且号码清楚、易认和耐久。
➢常用方法：
✓染色法 ✓耳孔法 ✓烙印法 ✓挂牌法
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染色法
➢用化学药品在实验动物身体明显部位涂染， 以染色部位、颜色标记区分实验动物。
➢缺点：
✓长时间使用，染色剂会自行褪色，需不断补 充和加深染色--慢性实验不适用
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9
二、实验动物分组与标记
1.分组： ➢分组原则--随机分组
✓每只动物都有同等机会被分配到各个实验组 中去，避免人为因素对实验造成影响。
➢建立对照组
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10
分组原则--随机分组(1)
➢完全随机分组：
✓将全部动物编号 ✓从随机数表中任取一段随机数字，给各个动
物依次配号 ✓按所配数字的奇偶（两组）或除以组数后的
精选PPT
3
1.小鼠的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住鼠尾并提起，把小鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤 ✓右手拉紧小鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手无名指和小指压紧尾巴和后肢，中指和
手掌心夹住背部皮肤，使小鼠呈一直线
➢保定：四肢及门牙用棉线固定在解剖台上
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1.小鼠的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住鼠尾并提起，把小鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤 ✓右手拉紧小鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手无名指和小指压紧尾巴和后肢，中指和
手掌心夹住背部皮肤，使小鼠呈一直线
➢保定：四肢及门牙用棉线固定在解剖台上
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5
2.大鼠的抓取保定
➢抓取：基本同小鼠
➢打孔后须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部， 以免伤口愈合将耳孔闭合。
➢也可用剪刀在实验动物的耳廓上剪缺口的方 法来区分实验动物。
➢适用动物--家兔
精选PPT
21
耳孔法
➢用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号， 根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少来区 分实验动物。
➢打孔后须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部， 以免伤口愈合将耳孔闭合。
➢也可用剪刀在实验动物的耳廓上剪缺口的方 法来区分实验动物。
➢适用动物--家兔
精选PPT
22
烙印法
➢直接把标记编号烙印在实验动物身上，如盖 印章一样，用来区别实验动物。
➢适用动物--犬
精选PPT
23
挂牌法
➢将编好的号码烙印在金属牌上，挂在实验动 物颈部、耳部、肢体或笼具上，用来区别实 验动物。
✓设单数为甲组，双数为乙组（表1-3-2），结 果甲组9只，乙组11只
✓再查随机数表的第21个数为13，将13÷11＝1
余2。则将乙组中的第二位（6号动物）取出
给甲组。若差数﹥2，可依次法调整直至两组
动物数相等。
精选PPT
13
分组原则--随机分组(2)
➢简化随机分组--实际工作中
✓从随机数表中的任一数字开始顺序取数，把 取得的随机数除以组数，将所得余数作为这 一轮开始分配的组次，从该组开始顺序分配 一只