动物实验基本技术和方法优秀课件
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动物实验基本技术和方法PPT课件
动物实验基本技术和方法
第1页，共115页。
主要内容
一、 实验前准备 二、实验动物抓取与固定 三、年龄的大致判断
四、性别、发情、与妊娠鉴定
五、编号和标记 六、分组
七、去毛 八、给药途径与方法
九、采血方法 十、其他体液采集
十一、麻醉方法 十二、处死方法 十三、动物病理检查
第2页，共115页。
一、 实验前准备
第34页，共115页。
Female
Male
第35页，共115页。
（三）大、小鼠发情鉴定
第36页，共115页。
小鼠性周期阴道分泌物涂片变化
阶 段 持续时 涂 片 可 见 间（h）
卵巢变化
动情前期 9-18
大量有核上皮细胞 卵泡加速生 少量角化上皮细胞 长
动 情 期 6-12
满视野角化上皮细 卵泡成熟、 胞，少量有核上皮 排卵 细胞
动情后期 30-48 角化上皮细胞及白 黄体生成 细胞
动情间期 36-42 大量白细胞及少量 黄体退化 粘液
第37页，共115页。
（四）妊娠鉴定
1、阴道栓法（大、小鼠、豚鼠） 2、外部检查法 3、摸胎法 4、阴道检查法 5、直肠检查法 6、超声波检查法 7、孕酮含量测定法
第38页，共115页。
阴道栓
日龄/d
体重/g 日龄/d 体重/g
初生 7
20
30
60
60～80 100～120 150～200 170～220 240～300
90
120
180
330～400 400～470 520～600
第29页，共115页。
（三）家兔
家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重 要标志。青年兔门齿洁白，短小，排列整齐；老年兔 门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有时破损。白色家 兔趾小基本呈红色，尖端呈白色。1岁家兔红色与白色
第1页，共115页。
主要内容
一、 实验前准备 二、实验动物抓取与固定 三、年龄的大致判断
四、性别、发情、与妊娠鉴定
五、编号和标记 六、分组
七、去毛 八、给药途径与方法
九、采血方法 十、其他体液采集
十一、麻醉方法 十二、处死方法 十三、动物病理检查
第2页，共115页。
一、 实验前准备
第34页，共115页。
Female
Male
第35页，共115页。
（三）大、小鼠发情鉴定
第36页，共115页。
小鼠性周期阴道分泌物涂片变化
阶 段 持续时 涂 片 可 见 间（h）
卵巢变化
动情前期 9-18
大量有核上皮细胞 卵泡加速生 少量角化上皮细胞 长
动 情 期 6-12
满视野角化上皮细 卵泡成熟、 胞，少量有核上皮 排卵 细胞
动情后期 30-48 角化上皮细胞及白 黄体生成 细胞
动情间期 36-42 大量白细胞及少量 黄体退化 粘液
第37页，共115页。
（四）妊娠鉴定
1、阴道栓法（大、小鼠、豚鼠） 2、外部检查法 3、摸胎法 4、阴道检查法 5、直肠检查法 6、超声波检查法 7、孕酮含量测定法
第38页，共115页。
阴道栓
日龄/d
体重/g 日龄/d 体重/g
初生 7
20
30
60
60～80 100～120 150～200 170～220 240～300
90
120
180
330～400 400～470 520～600
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（三）家兔
家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重 要标志。青年兔门齿洁白，短小，排列整齐；老年兔 门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有时破损。白色家 兔趾小基本呈红色，尖端呈白色。1岁家兔红色与白色
实验动物的基本技术和方法PPT学习教案
四. 手术人员的准备
为了保证无菌手术的进行,手术人员应作一系列
的无菌的准备。虽然实验动物有不同的微生物控制
等级，但手术人员不管做什么等级动物的手术，都
应该遵循无菌手术的基本原则。因此手术人员在术
前应作下列准备:
（
(一）手术所需人数
（二） 更衣
（三） 手、臂的清洁和消毒
第15页/共92页
特殊实验动物设施包括三类：感染（生物 危害）实验设施、化学污染动物实验设施、 放射性污染设施。
豚鼠的抓取与固定
第41页/共92页
豚鼠的抓取
第42页/共92页
第43页/共92页
犬的抓取与固定
犬的捉拿保定方法较多。未经训练和调教的犬性情凶恶， 为防止在保定时被其咬伤，应对其头部进行保定。捉拿犬 时可用铁钳固定犬的颈部，用长一米左右的绷带，打一个 猪蹄扣套在鼻面部，使绷带两端位于下颌处并向后引至颈 部打结固定。还有一种使用网口的方法也较简单，即用皮 革、金属丝或棉麻制成的口网，套在犬口部，并将其附带 结于耳后颈部防止脱落。 如实验需要麻醉时，可麻醉后去除铁钳仰卧于"V"型犬实验 台上，拉出犬舌，最好用一塑料棒闩于犬上下臼齿之间并 用绷带固定好。拉出的犬舌上应放一块沾有生理盐水的纱 布，以免损伤犬舌。头部和四肢的保定与兔相似，可根据 具体实验条件而定。
使用前， 清洁层流架的内环境，消毒，灭 菌。
进入层流架的一切物品必须经过灭菌处理。 打开层流架门之前，应加大层流架内的送
风量，以避免架内环境污染。 实验操作时，须在超净工作台内进行。
第9页/共92页
第10页/共92页
IVC系统的操作规程
1、 IVC系统的安装和消毒 2、IVC系统上的动物饲养盒必须在超
小鼠实验的基本技术和方法ppt课件
重。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。
动物实验基本技术ppt课件
动物实验基本技术
LOGO
动物实验基本技术 1 实验动物的分组和编号 2 实验动物的抓取、保定 3 实验动物被毛去除 4 实验动物的给药与取血 55 实验动物的麻醉 6 实验动物的粪便采集 7 实验动物的处死
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一、实验动物编号与分组
（一）编号： 1、被毛涂染法：
实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
大鼠的灌胃 video.tudou/v/XMjAyMTgyMTI0.html?from= s1.8-1-1.2
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nordridesign
frpsala11wwwnordridesigncom28皮内注射wwwnordridesigncom将大小鼠放在金属笼或将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器小鼠固定器中通过中通过金属笼或金属笼或大小鼠固定器大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴的孔拉出鼠尾巴用左手捏住鼠尾巴用左手捏住鼠尾巴中下部用中下部用7575酒精棉球反复擦拭尾精棉球反复擦拭尾注射时以左手拇指注射时以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧和中指捏住鼠尾两侧用食指从下面托起尾用食指从下面托起尾右手持右手持44号针头的号针头的注射器使针头与注射器使针头与静脉平行小于静脉平行小于3030度角度角大鼠亦可用舌下静脉注射小鼠尾静脉注射http
LOGO
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2
眼眶静脉丛采血
方法：用左手捉鼠，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按 于眼后，使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛淤血。右手持
取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管（临用前折断成1-1.5cm长的毛细管
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动物实验基本技术 1 实验动物的分组和编号 2 实验动物的抓取、保定 3 实验动物被毛去除 4 实验动物的给药与取血 55 实验动物的麻醉 6 实验动物的粪便采集 7 实验动物的处死
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一、实验动物编号与分组
（一）编号： 1、被毛涂染法：
实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
大鼠的灌胃 video.tudou/v/XMjAyMTgyMTI0.html?from= s1.8-1-1.2
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2
眼眶静脉丛采血
方法：用左手捉鼠，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按 于眼后，使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛淤血。右手持
取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管（临用前折断成1-1.5cm长的毛细管
动物实验的基本技术和方法ppt课件
编辑版pppt
32
六、实验动物的给药方法
• 经口给药法 • 注射法 • 其它途径给药方法 1. 呼吸道给药 2. 皮肤给药 3. 脊髓腔内给药 4. 脑内给药 5. 直肠内给药 6. 关节腔内给药
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33
• 经口给药 1. 拌入饲料、饮水中自由摄取
优点：省人力 缺点：因个体差异，摄入量不等 2. 灌胃 优点：能准确定量 缺点：给动物造成一定的痛苦，需 熟练掌握技术
编辑版pppt
34
大小鼠灌胃注意点
1. 用灌胃针。
2. 从嘴角处插入，到达咽部后 改变灌胃针的方向，使其与 食管的走向一致，然后顺利 插入。
3. 成年大鼠由于体型较大，不 易保定。办法：
1）一人保定，一人灌胃
2）操作者抓取后，将大鼠尾部按 在自己的胸部，达到固定尾 部的目的，然后灌胃。
灌胃量：小鼠0.2-0.4ml/10克，
编辑版pppt
18
按体重分层随机区组分组
编辑版pppt
19
三、动物编号常用的标记方法
适用需要个体识别的实验 1. 染料标记法：适合白色被毛的动物，如小鼠
、大鼠、豚鼠、兔等。 黄色：常用3~5%苦味酸溶液 红色：常用0.5%中性红溶液 咖啡色: 2%硝酸银溶液 黑色：煤焦油酒精溶液
优点：简单、易识别 缺点：长期易退色；不能编大号码。
停止吸入后很快苏醒
• 缺点：
需要一定的仪器设备，
注意自身防护。
编辑版pppt
27
大小鼠麻醉法
编辑版pppt
28
（2）注射麻醉法 注射麻醉法是使用非挥发性麻醉药进行全麻
的方法。在动物实验中比较常用。 常用麻醉药： 戊巴比妥钠 硫喷妥钠 氯氨酮 乌拉坦 大动物：静脉注射或肌肉注射 啮齿类动物：腹腔注射
动物实验技术PPT课件
不同种系的实验动物对相同因素的刺激反 应既有共同性的一面，也存在一些特殊反应， 同样的刺激对一些动物敏感，但对另外一些动 物可能不敏感。因此在实验研究中选用那些有 特殊反应、对实验研究敏感的动物作为实验对 象，也是保证实验成功的重要因素。
38
（三）标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物，才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
50
2、购入动物时，应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
51
3、购入动物时，无论运输距离的远近，都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
52
4、购入清洁级以上的动物，应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输，严格检查其密封状况。
7
动物实验技术：
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术，以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
8
动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
9
科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
10
经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
11
伦理性要求
动物福利 3R原则
12
22
(二) 常用动物外科手术器械
（三）手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
23
（四）敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
24
五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人
38
（三）标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物，才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
50
2、购入动物时，应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
51
3、购入动物时，无论运输距离的远近，都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
52
4、购入清洁级以上的动物，应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输，严格检查其密封状况。
7
动物实验技术：
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术，以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
8
动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
9
科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
10
经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
11
伦理性要求
动物福利 3R原则
12
22
(二) 常用动物外科手术器械
（三）手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
23
（四）敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
24
五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人
《动物实验基本技术》PPT课件
40
4.腹腔注射
➢准备：注射器吸入待注射药液 ➢过程：
✓一手固定动物，腹部向上，且呈头低位 ✓局部皮肤消毒 ✓一手持注射器刺入下腹部皮下，针头向前推
进3mm后，注射针头与皮肤面呈45°角刺 入腹肌
2021/6/10
41
4.腹腔注射
➢准备：注射器吸入待注射药液 ➢过程：
✓一手固定动物，腹部向上，且呈头低位 ✓局部皮肤消毒 ✓一手持注射器刺入下腹部皮下，针头向前推
2021/6/10
3
1.小鼠的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住鼠尾并提起，把小鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤 ✓右手拉紧小鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手无名指和小指压紧尾巴和后肢，中指和
手掌心夹住背部皮肤，使小鼠呈一直线
➢保定：四肢及门牙用棉线固定在解剖台上
2021/6/10
4
1.小鼠的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住鼠尾并提起，把小鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤 ✓右手拉紧小鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手无名指和小指压紧尾巴和后肢，中指和
手掌心夹住背部皮肤，使小鼠呈一直线
➢保定：四肢及门牙用棉线固定在解剖台上
2021/6/10
5
2.大鼠的抓取保定
12
分组原则--随机分组(1)
➢完全随机分组--如小鼠20只，分甲、乙两组
✓小鼠编为1号～20号
✓随机数表中取出20个随机数依次分配给1～20 号动物
✓设单数为甲组，双数为乙组（表1-3-2），结 果甲组9只，乙组11只
✓再查随机数表的第21个数为13，将13÷11＝1
余2。则将乙组中的第二位（6号动物）取出
动物实验PPT课件
9
注意点： 抓取小鼠时动作要 迅速，要轻 防止被小鼠转过头 咬，抓其颈后皮肤要 多 如果被பைடு நூலகம்，应立即 挤出血液，清水冲洗
10
2、性别的判定
未成熟鼠：生殖器发 育不明显，肛门与生 殖器之间的距离来区 分。远——♂、近— —♀。
成年鼠：雄性卧位可 见睾丸，雌性可见腹 部有5对乳头。
11
1
12
3、小鼠的给药操作
5
1、抓取和固定： 抓取：习惯用右手者，
首先用右手从笼盒内将 小鼠尾中部或基部抓住 (不可抓尾尖)，并提起或 放在左手上。
6
固定
先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉。 7
在鼠向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳 和颈部皮肤。
8
将小鼠置于左手掌心，无名指和小指夹其背部皮
肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
（1）灌胃
左手固定小鼠使其头部向上，右 手持灌胃器。头后仰使口腔与食 道成一直线，将灌胃针沿一侧口 角进针，紧贴咽后壁慢慢插入食 道滑入动物的胃内，进针2/3后灌 生理盐水0.5ml。
注意事项：
抓取老鼠时应是鼠成竖直线
灌胃成功时，所遇阻力较小。若感到阻 力或动物挣扎时，应立即停止进针或将 针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入 气管。
24
穿刺前，碘伏消毒眼周皮毛，左手固定小鼠，右手穿刺。固 定小鼠的方式如照片所示：应让眼球凸出，这样才能保证在 穿刺时不会使小鼠致盲，同时达到压迫阻止静脉回流的目的。
25
事先准备好毛细玻璃管（用手折断，我个人习惯用4厘米长左右的），玻璃管 平端先沿着鼻侧眼角慢慢滑动至眼球正下方的眼皮内，此时左手微微顺时针旋 转，使小鼠头部相对位置微向右下偏转，即相当于玻璃管刺入时是对着口腔方 向的，这样做可进一步避免小鼠失明。如上操作时，右手及毛细管保持不动。 当小鼠头部位置调整妥当时，毛细玻璃管刺入，这个动作应稳且迅速。一般情 况下，即会有血液流出，此时可快速拧搓毛细管，进一步破坏内眦静脉丛，加 26
动物实验基本操作精品PPT课件
22.01.2020
实验动物中心 12
7．生物电、活性观察法 对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观察记录，如心
电、肌电、脑电等； 对动物组织中各种活动物质用生物化学法测定，如各种酶，
激素等。
22.01.2020
实验动物中心 13
8．病理解剖学、组织学观察法
采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观察、分析动物各 种疾病时病理组织学改变。可从组织学的角度来探讨疾 病防治机理，近年来由于电子显微技术的进展，不仅可 以观察到病变时细胞内细胞器等亚细胞结构的变化，而 且也可以运用电子扫描方法对动物器官的微小结构进行 完整的表层观察。
实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反 应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。 依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。
22.01.2020
实验动物中心 20
（四）豚鼠的抓取固定方法
豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时， 必须稳、准和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住 鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只 手托住臀部。固定的方式基本同大鼠。
22.01.2020
实验动物中心 33
五、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中 常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和 脱毛三种。
22.01.2020
实验动物中心 34
剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛 时需注意以下几点：
⑴把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤； ⑵依次剪毛，不要乱剪； ⑶剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术桌和操作
22.01.2020
实验动物中心 15
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动物实验基本技术 和方法
第一节 实验动物的抓取与固定 一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
三、豚鼠的抓取与固定
四、兔的抓取与固定
五、犬的抓取与固定
六、猕猴的抓取与固定
第二节 性别鉴定和标记
一、性别鉴定 1、啮齿目
2、兔形目
3、食肉目 4、灵长目
二、随机分组
随机数字表分组法：
略低于尾部，在下腹部靠 近腹白线的两恻进行穿刺， 保持针尖不动，回抽针栓， 如无回血、肠液和尿液后 即可注射药液。注射量为 0.1-0.2ml/10g体重。
3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法
家兔给药
1、灌胃给药
使用开口器和导尿管灌胃。
2、静脉给药
先拔去注射部位的 被毛，用手指弹动或轻 揉兔耳，使静脉充盈， 右手持注射器连6号针头 尽量从静脉的远端刺入， 将药液注入，然后拔出 针头，用手压迫针眼片 刻。
1、眼眶采血 2、股静脉或股动脉采血 3、腹主动脉采血
三、家 兔 采 血
1、耳静脉采血 2、心脏采血
四、犬 采 血
1、前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉采血 2、颈动脉采血
第四节 实验动物麻醉方法
实验动物的麻醉有局部麻醉和全身麻醉，全身麻 醉又有气体吸入和注射麻醉两种方式。麻醉方式和麻 醉剂的选用，因实验目的、动物种类、日龄和动物健 率状况不同而异。
接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位 的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤 使之绷紧，用4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上 挑起并梢刺入，将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白 色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/ 次。
（3）肌肉注射给药
小鼠体积小，肌肉少， 很少采用肌肉注射。当给小 鼠注射不溶于水而混悬于油 或其他溶剂中的药物时，采 用肌肉注射。用药量不超过 0.1ml/10g体重。
(4)静脉注射给药 用75%酒精棉球反复擦拭尾部,以达到消毒和使尾
部血管扩张的目的. 以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧, 使静脉更为充盈, 右手持4号针头注射器,使针头与静 脉平行(小于30°角),从尾巴的下1/4处进针, 注射量 为0.05-0.1ml/10g体重。
（5）腹腔注射 使鼠腹部朝上，鼠头
一、全身麻醉法
1、呼入法：多选用乙醚作麻醉药。本法最适合于 大、小鼠的短期操作试验的麻醉。
2、腹腔或静脉给药麻醉法：硫喷妥钠、戊巴比妥 钠、氯胺酮、水合氯醛
二、局部麻醉法
有表面麻醉、浸润麻醉和阻断麻醉等，使用最多的是 浸润麻醉。常用药为：普鲁卡因、的卡因、利多卡因。
第五节 实验动物给药方法
1、小鼠灌胃给药
将喂管顺咽后壁轻轻往下推，喂管会顺着食管滑入小 鼠的胃，插入深度约3cm。
2．注射给药
（1）皮下注射给药
作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。将皮肤提 起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左 右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸。注射 量约为0.1-0.3ml/10g体重。
（2）皮内注射给药
3、肌肉注射给药 4、淋巴囊内注射 5、涂布法给药 6、直肠给药和阴道给药
犬
灌胃给药
给药
静脉注射
静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉 注射。
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第六节 动物实验后的有关问题
一、术后护理 二、实验动物处死方法
1、颈椎脱臼法 2、空气栓塞法 3、放血法 4、断头法 5、药物法
分成两组 分成三组 每个动物一组
三、动物的标记
1、染色法 3% -5%苦味酸溶液，可染 成黄色。 0.5% 中性红或品红溶液, 可染成红色。
2、耳号钳标记法 3、挂牌法
4、断趾编号 5、笼子编号
第三节 常规采血方法
一、小鼠采血
1．剪尾采血 2．摘除眼球采血 3．眼眶采血 4、心脏采血
二、大 鼠 采 血
第一节 实验动物的抓取与固定 一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
三、豚鼠的抓取与固定
四、兔的抓取与固定
五、犬的抓取与固定
六、猕猴的抓取与固定
第二节 性别鉴定和标记
一、性别鉴定 1、啮齿目
2、兔形目
3、食肉目 4、灵长目
二、随机分组
随机数字表分组法：
略低于尾部，在下腹部靠 近腹白线的两恻进行穿刺， 保持针尖不动，回抽针栓， 如无回血、肠液和尿液后 即可注射药液。注射量为 0.1-0.2ml/10g体重。
3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法
家兔给药
1、灌胃给药
使用开口器和导尿管灌胃。
2、静脉给药
先拔去注射部位的 被毛，用手指弹动或轻 揉兔耳，使静脉充盈， 右手持注射器连6号针头 尽量从静脉的远端刺入， 将药液注入，然后拔出 针头，用手压迫针眼片 刻。
1、眼眶采血 2、股静脉或股动脉采血 3、腹主动脉采血
三、家 兔 采 血
1、耳静脉采血 2、心脏采血
四、犬 采 血
1、前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉采血 2、颈动脉采血
第四节 实验动物麻醉方法
实验动物的麻醉有局部麻醉和全身麻醉，全身麻 醉又有气体吸入和注射麻醉两种方式。麻醉方式和麻 醉剂的选用，因实验目的、动物种类、日龄和动物健 率状况不同而异。
接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位 的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤 使之绷紧，用4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上 挑起并梢刺入，将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白 色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/ 次。
（3）肌肉注射给药
小鼠体积小，肌肉少， 很少采用肌肉注射。当给小 鼠注射不溶于水而混悬于油 或其他溶剂中的药物时，采 用肌肉注射。用药量不超过 0.1ml/10g体重。
(4)静脉注射给药 用75%酒精棉球反复擦拭尾部,以达到消毒和使尾
部血管扩张的目的. 以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧, 使静脉更为充盈, 右手持4号针头注射器,使针头与静 脉平行(小于30°角),从尾巴的下1/4处进针, 注射量 为0.05-0.1ml/10g体重。
（5）腹腔注射 使鼠腹部朝上，鼠头
一、全身麻醉法
1、呼入法：多选用乙醚作麻醉药。本法最适合于 大、小鼠的短期操作试验的麻醉。
2、腹腔或静脉给药麻醉法：硫喷妥钠、戊巴比妥 钠、氯胺酮、水合氯醛
二、局部麻醉法
有表面麻醉、浸润麻醉和阻断麻醉等，使用最多的是 浸润麻醉。常用药为：普鲁卡因、的卡因、利多卡因。
第五节 实验动物给药方法
1、小鼠灌胃给药
将喂管顺咽后壁轻轻往下推，喂管会顺着食管滑入小 鼠的胃，插入深度约3cm。
2．注射给药
（1）皮下注射给药
作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。将皮肤提 起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左 右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸。注射 量约为0.1-0.3ml/10g体重。
（2）皮内注射给药
3、肌肉注射给药 4、淋巴囊内注射 5、涂布法给药 6、直肠给药和阴道给药
犬
灌胃给药
给药
静脉注射
静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉 注射。
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第六节 动物实验后的有关问题
一、术后护理 二、实验动物处死方法
1、颈椎脱臼法 2、空气栓塞法 3、放血法 4、断头法 5、药物法
分成两组 分成三组 每个动物一组
三、动物的标记
1、染色法 3% -5%苦味酸溶液，可染 成黄色。 0.5% 中性红或品红溶液, 可染成红色。
2、耳号钳标记法 3、挂牌法
4、断趾编号 5、笼子编号
第三节 常规采血方法
一、小鼠采血
1．剪尾采血 2．摘除眼球采血 3．眼眶采血 4、心脏采血
二、大 鼠 采 血