大鼠取血方法
大鼠取血方法及注意事项
大鼠取血方法及注意事项以大鼠取血方法及注意事项为标题，我们将详细介绍大鼠取血的步骤和需要注意的事项。
大鼠取血是实验室常用的操作步骤之一，正确的取血方法能够确保实验结果的准确性和可靠性。
一、大鼠取血的方法1. 麻醉大鼠：在进行大鼠取血前，首先需要麻醉大鼠。
常见的麻醉方式包括：静脉注射麻醉剂、吸入麻醉剂或麻醉气体等。
选择合适的麻醉方式应根据实验的需要和大鼠的品系、年龄等因素来确定。
2. 选择合适的取血部位：大鼠取血可选择的部位有尾静脉、颈静脉、股静脉等。
一般情况下，常用的取血部位是尾静脉，因为该部位较容易操作且出血量较大。
3. 准备取血器材：取血器材包括注射器、针头、血管夹等。
注射器的容量应根据实验需要来选择，一般常用的是1ml或3ml的注射器。
针头的选择应根据大鼠的大小来确定，一般较小的大鼠可选择22G 或23G的针头。
4. 清洁取血部位：在进行大鼠取血前，需要先用70%酒精或碘酒等消毒液清洁取血部位，以避免感染。
5. 插入针头：将针头插入静脉血管中，一般插入角度为30度左右，插入后要确保针尖进入血管腔内。
6. 固定针头：当针头插入到合适的位置后，需要用血管夹固定住针头，以防止针头脱出或移位。
7. 采集血液：打开注射器的活塞，缓慢地抽取所需血液量。
在抽取血液时，要注意避免对大鼠造成过度的伤害或疼痛。
8. 停止出血：当取得足够的血液样本后，可以用消毒棉球轻压在取血部位，帮助止血。
9. 处理取血部位：取血结束后，要及时用消毒液清洗取血部位，以防止感染。
二、大鼠取血的注意事项1. 需要遵守实验伦理规范：在进行大鼠取血前，需要确保已经获得了相关的伦理批准，并遵守实验动物的使用和保护规定。
2. 需要专业技术人员操作：大鼠取血需要经过专业培训和指导后才能进行，确保操作的准确性和安全性。
3. 需要注意大鼠的健康状况：在进行大鼠取血前，需要确保大鼠的健康状况良好，没有明显的疾病或受伤。
4. 需要合理控制取血量：取血量应根据实验的需要来确定，避免过度取血造成大鼠的伤害。
交流：大鼠-PK-取血操作
2012-5-5
交流提纲
实验环境 实验材料
具体操作
动物处理
大鼠 PK 取血
血样处理
.
取血容量 时间安排
问题讨论
环境 材料
A 通风台面 B 毛细管 C 抗凝EP管 D 计时工具
长时间操作，透气通风 宽敞台面，便于多组多步骤同时操作
0.9mm × 100mm，看个人习惯使用， 经常一管三断，30mm/管，弃去中间段。
C 如看见血液已经在毛细管中凝固 必须迅 速拔除毛细管，再搽干净眼睛，重新换管扎针；
D 等到出血后 将力道转移到大鼠的身体上 大鼠出现乱动的情况很大的一部分力是他的后 肢使出来的 保证她的后肢无法乱蹬就能很好 的保定大鼠，然后将中指和食指处解除一半的 力道，可以保证血液的顺畅
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大鼠眼眶取血流程
5.取血完成，立即除 去颈部压力，将采血 器拔出，按压止血。
1左手保定 2压迫颈部 3旋转刺入 4固定采血 5去管止血 6样品摇匀
2.紧握颈部，压迫颈 两侧，使眼突出，眶 后静脉丛充血
4.固定身体，压住后 肢，放松手指，调整 毛细管，流畅出血。
6血样管轻轻混匀， 防止凝血、溶血。
大鼠眼眶取血流程
1左手保定
约4-5mm。当感到有阻力时即停止推进， 同时，管退出约0.1-0.5mm，边退边旋 转；
C 不要使用管的尖锐锋利端插入， 易留玻璃碎片在眼内，造成持续伤害， 使得下次反抗增加；
D 拿管的手要保持干净，带血渍的 手指不要接触管的两端，易造成凝血， 可用醇水擦洗。
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大鼠眼眶取血流程
4固定采血
你嘲笑我一无所有，不配去爱，我可怜你总 是等待。
你可以轻视我们的年轻，我们会证明这是谁 的时代。
大鼠取血方法
大鼠取血方法1. 割（剪）尾采血：当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml ,大鼠0.3〜0.5ml。
1.4見尖采血才法将大杖囲進好•阳50乜左右SL水根池城部妁2 mm1⅛⅛-充IftG,ffl⅛消Sr擦干⅛⅛（Wifi⅛≠术旳的去尾尖3 ■ 10mm. 从用根那向尼尖檢忙血Fl朋尖M⅛.此法町采L5-2 BlL血液•2. 鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉, 拔出针头时即有血滴出，一次可采集10〜50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3. 眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml ;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml ,可适用于某些生物化学项目的检验。
将Λ∣N∣⅛i⅛庄实验台边SSr左手抓囂大K⅛M½肤Bl定头部,井轻轻向下压迫!RliJ*⅛Λ1□用導先稚备好的W 号舍JM甘头顶蝎（怦尖斛閒朝内人垂i⅛插人内就并向眼底方向转⅛IUffl切开押体丛「血敕便会连缨不Ilft地溝人采血UQ用此法大约可⅛3*5 mLΛι⅛β取血宪毕•立刻用压迫Ih环境材料氏时闫揉屮∙⅛⅛BM宽½≠]⅛J÷ ft J步驟同时操作]0.9rπm X 10Onflm J背牛人习櫃便用T⅛⅛骨—断.3⅛nmm,弁去屮阀段=EP 曲虻人0.1% IH-比钠< >150U∕myJ OJ rrL.均匀涧湿・50V⅛下I輻适帀ImL伞Iil的抗甌¾μi⅛V<取血则感须熒InJ衿住骨的质昂・h⅛⅛≠ll. 逓当劣备.：D ⅛⅛T.⅛:'1ΓB⅛⅛⅛'";* ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■I ■ cm ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■■ ■琴LC≡E^JiAjaw f⅛⅛i1 Ml ■. ■■ IV ■■■. >■ -κ∙■动物处理功物作亟耍求权不% J 25Og给西前禁的2∙24h・给药前探前0.5-1 ∙0h fe0.5-1.0% IV/W）给水实验粥问•补充休液∙H前苛煜为:取Ifc质常胃给予等统计4•理社加衙帝樹涪液・实验之后,外用泊炎药涂布眼部2 <：；#• H A ・∣∙・「. ∙Mhl片火. .1：：ITfteOiU ImΛ<. Bjihl <>∣<rw<. fw« U4K( ∣dΛUIKMHKIA• T S12LF保定2压迢颈曽3J½HΛ入4固定采血5去背止Jft6∏A⅛fi⅛J4.叵定身怎.圧住石⅛∙放桧手祈，緞轿毛Mh沆畅出血.6血样曾轻轻罷匀,防止窠血・濤血・SteP 1A建议；L于内MtJI •涌陆止摟見：B -Λ⅛*÷⅛;C开址必倾卑牢ea定隹头邙头那乱动.4LftX^⅛f!⅛¾.且鬲牧咬伤;D可衣此叶将丸只取如的的乍羽剪掉.彷止按E栽£・1 •料大⅛⅛∙i⅛βfct±.捋钟*3 •右手持“曾从纹内*部，与EL土脱45的.AiU^A5・取血丸成，之氐瞼去歿部压力•再采去界拔出，按圧Ii 上.1左手保定SICPLft大鼠按压在亂笼上. iJ&UJfff：IWt2・紧携頤都，R追頌两侧.使卑突出•匝后铮脉丛充血r*ge 7Stcp2A 可« f∙ A^⅛fe⅛eu^Λ ⅛ f5s 突出.w B Λ⅛λ扎JIU ♦窑・保送爪緊钓司时.不∙t λii.便其t.t Λ亡•Step3A 针⅛<tΛ⅛∣S)lR*・*1入后再转 一定角度便斜面廿着ERllJ &界；B 制入凍度.小RZZ 大区 约45∙n ・考禺型有Hl 力时即护止∙⅛⅛∙ 同时.管逼出约0. 1-0. 5ιWr ・边¾⅛< 转； C 不要使用管的尖位伶利期描入• 场穷璇購碎片右叹内，迪成持纹伤芳. 使埒下次反抗增“； D 拿昔的子要保持工净，常血潢的 子損不妥4*狀管的的⅛⅛,另龟反疑血・ 可刃鮮水搏洗・Stcp2. ⅜. Λ⅛ 茂两侧・使IR交出.屯一I 后静脉丛Jt血 Stcpl WL 內如,45 ΓΛΛ.戎转倒 入，夂转谴出.A -般血减速戊快•证明∙tt膩了IKIf劝脉■⅛⅝AΛrX<ft.证明要调怒皂侦胥的位JL 占液祁克釘爼保中了，没版毛师打漉出来；B岀血过租Q知週到出£不杨不用着宦械毛如管可以调兰一下毛细管的扎入付Jf或深戎浅的找止一下&会t¼Λ出；C加肴“浹已经冬毛hr⅛中｛固必须込迫拔除毛细管，再搽工净眼哺・f*∣Mf4L4t;D筝到出血点将力it 删到大Il的身体上大鼠出现英动的惜况檢大的一邯分力是他旳M 吹仗出来约保迄抱的后咬尢法乱蹬就瓮很好的供定大鼠•集后传中指和*第处・、•U可以保IT血淹的雁畅Slop5.4tiι½A.・±ff ⅛1Λ*Λ力.⅛<⅛SICP SA自曙自繪宣的血量G∙即冷±3千璘部的圧力.同时.并覆土茎抜出.以防土术6£併扎出直.B 尿乞把IjlltflaiΛ⅛>it∣∣干冷，遊丸储块附徇下次2・6>UΛM 匀Stcp6.Λ4⅛ UteΛ<J.---- 障止心・潺血StCP 44同龙采血Sιcp4•阖丸身体.坊滋，披松手4⅛, M 毛⅛e管・Λ¼⅛⅛.2｛锻出•扶/1止血∖ -* IlIlJf≠∣⅛⅛ιfl絮丹事第拭耳*⅞∕->l01 : w√>前五点（4 丁4昭一厉^<6O⅛∣⅛w O4.断头取血：采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
大鼠和小鼠的采血方法
大鼠和小鼠的采血方法1.麻醉方法：在采血前，先给大鼠或小鼠进行麻醉，以减少它们的疼痛感受。
常用的麻醉方法有以下几种：-静脉麻醉：将合适剂量的麻醉剂通过尾静脉或背静脉注射给大鼠或小鼠，使其进入麻醉状态。
-吸入麻醉：将麻醉气体或气溶胶通过麻醉箱或麻醉罩给大鼠或小鼠吸入，达到麻醉效果。
-局部麻醉：将麻醉剂涂抹在采血部位的皮肤上，使局部麻木，减少疼痛感。
2.采血部位：常用的大鼠采血部位有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉等，而小鼠采血部位则有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉、前肢静脉等。
3.采血工具和器材：-采血针：选择合适大小的采血针，不同大小的动物需要选择不同规格的针头。
-注射器：用于抽取和储存血液样本的容器。
常用的有离心管、毛细管等。
-注射器插管：将采集到的血液导入注射器中储存。
4.采血方法：-尾静脉采血：将大鼠或小鼠的尾巴用温水浸泡，使其尾部静脉扩张。
然后用酒精消毒尾巴，用手指轻轻压住尾部静脉靠近尾根的部位，使尾尖鼓胀，再用采血针针尖刺破尾尖的皮肤，顺着静脉方向将血吸入注射器中。
-颈静脉采血：将大鼠或小鼠定位于侧卧位，用酒精消毒颈部的皮肤。
手指轻轻压住颈侧的静脉，使其充血，然后用采血针针尖针插入触及到静脉，将血液吸入注射器中。
-眼眶突静脉采血：先给大鼠或小鼠进行眼眶突的局部麻醉，随后用消毒酒精将眼眶突部分消毒。
再用适当大小的针头插入眼眶突静脉，将血液抽取到注射器中。
5.采血后的处理：-停血：采血后需用无菌棉球或无菌纱布轻轻按住针刺处，让血液凝结停止流血。
-保存：将采集到的血液样本转入离心管中，用离心机离心，分离血浆和血细胞。
将血浆或血细胞储存在冷冻管中，冷冻保存。
以上就是大鼠和小鼠采血的最全方法。
在进行采血操作时，需要注意动物的麻醉和疼痛管理，操作要轻柔、快速、准确，以减少动物的痛苦和疼痛。
另外，为了确保采血的科学性和准确性，还需要遵守实验室的相关规范和伦理要求，确保实验与动物实验道德的合理性。
大鼠全血分离血浆步骤
大鼠全血分离血浆步骤
分离大鼠全血以获取血浆是实验室常见的操作步骤，通常包括
以下几个步骤：
1. 采集血液样本，首先需要选择合适的大鼠，通常是通过尾静
脉抽血或心脏穿刺的方式采集全血样本。
在采集血液之前，需要确
保使用无菌技术和合适的工具，以避免样本受到污染。
2. 抗凝剂处理，一般情况下，采集的全血样本需要立即添加抗
凝剂，常用的抗凝剂包括EDTA（乙二胺四乙酸）和肝素。
抗凝剂的
添加可以防止血液在分离过程中凝固，确保血浆的纯净度和完整性。
3. 离心分离，将抗凝血全血样本置于离心管中，然后进行离心
分离。
通常情况下，离心速度和时间的选择取决于实验的要求，一
般来说，较高的离心速度和时间可以得到更纯净的血浆。
离心后，
血浆会沉淀在离心管的上层，而红细胞和白细胞则沉淀在下层。
4. 收集血浆，将离心后的血浆小心地从离心管中吸取出来，避
免将底部的细胞沉淀物一同吸取。
收集后的血浆可以用于后续的实
验操作，如酶联免疫吸附实验（ELISA）、凝血功能检测等。
需要注意的是，在整个分离血浆的过程中，应当严格遵守无菌操作规范，以确保血浆样本的纯净度和可靠性。
另外，分离血浆的步骤也可以根据具体实验要求进行微调和优化。
大鼠腹主动脉采血技巧
动脉采血有一定的难度，采血失败常导致或影响动脉血气分析化验结果的准确性。
临床对患者常选择：股动脉、桡动脉、足背动脉进行动脉采血。
大鼠一般采用腹主动脉采血法，腹主动脉采血法适用于取血量大，不易溶血，不损伤器官，不会出现因操作不当造成的气栓与淤血。
一、其具体操作步骤是：
1. 将大鼠腹腔注射10%水合氯醛以0.03 mL /kg 麻醉；
2. 仰卧固定在大鼠手术台上,背部放置一粗试管以充分暴露腹主动脉,常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔；
3. 准备采血时，先用棉花把肠管推开，将腹主动脉暴露完全（参见下图）；
4. 在腹主动脉分叉处向心端1～3 mm处最佳穿刺点。
术者右手持穿刺针，针尖斜面朝下，入针角度约25°～30°，朝向心端方向刺入，深度以5 mm左右为宜；
5. 针进血管后尽量不要抖动，缓慢抽血。
一般体重200～300 g大鼠可采血液5 mL以上，当然要技术熟练以后~一般测血气，可能需要0.2-0.5ml的血液，具体问问你们单位的检验部门
（学习的目的是增长知识，提高能力，相信一分耕耘一分收获，努力就一定可以获得应有的回报）。
大鼠腹动脉取血操作流程
大鼠腹动脉取血操作流程
大鼠腹动脉取血操作流程：
①麻醉准备：腹腔注射适量水合氯醛或戊巴比妥钠麻醉大鼠；
②体位固定：待大鼠全身软瘫后，仰卧固定于手术台上，背部垫试管；
③消毒切口：沿腹中线消毒，用手术剪开腹腔；
④显露血管：轻轻分离脂肪，用棉球擦拭腹主动脉，使其清晰可见；
⑤定位穿刺：找准腹主动脉分叉上方1-3mm处，左手固定血管，右手持针以约30°角向心端刺入，深度约5mm；
⑥止血夹辅助：进针后立即用止血夹夹住针头，防止挣扎导致血管损伤；
⑦采血收集：缓慢抽取所需血量，避免血压骤降；
⑧止血缝合：取血后拔针，压迫止血，必要时缝合腹腔；
⑨复苏观察：术后观察大鼠复苏情况，确保其生命体征稳定。
以上操作遵循无菌原则，确保实验动物福利。
大鼠颈静脉取血原理
大鼠颈静脉取血原理颈静脉是大鼠颈部的一个重要血管，其取血是实验室研究中常用的一种方法。
本文将介绍大鼠颈静脉取血的原理及操作步骤。
颈静脉取血的原理是利用大鼠颈部的颈静脉作为血液采集的通道。
颈静脉是一根较大的血管，血流较为充盈，且相对容易操作。
在实验室研究中，颈静脉取血被广泛应用于药物代谢、毒性实验等领域。
颈静脉取血的操作步骤如下：1. 准备工作：先将实验室用具准备齐全，包括手套、消毒酒精、无菌注射器、灭菌棉球等。
同时，准备好需要采集的大鼠。
2. 麻醉大鼠：将大鼠以合适的方式进行麻醉，常用的方法有麻醉药物注射或麻醉舱。
确保大鼠安全无痛苦。
3. 固定大鼠：将麻醉后的大鼠放在手术台上，用绳子或夹子固定大鼠的四肢，保持大鼠身体稳定。
4. 消毒操作：使用消毒酒精擦拭大鼠的颈部，确保操作部位干净无菌。
5. 定位颈静脉：用手指轻轻按压大鼠颈部，帮助定位颈静脉。
颈静脉位于颈部的中央，贴近喉咙的一侧，通常比颈动脉宽大。
6. 插管取血：将无菌注射器连接到颈静脉上，缓慢插入颈静脉，直至成功穿透血管。
注意要轻柔操作，尽量避免对血管造成损伤。
一旦插管成功，可以看到血液进入注射器。
7. 采集血液：缓慢抽取需要的血液量，同时注意观察大鼠的反应，确保其安全。
抽取完毕后，用灭菌棉球轻轻按压插管处，防止出血。
8. 完成操作：将取血完成后的大鼠放置在适当的地方，观察其恢复情况。
同时，将使用过的注射器等废弃物进行正确的处理。
需要注意的是，颈静脉取血是一项较为复杂的操作，需要具备一定的实验技巧和经验。
操作者应该经过专业的培训，并严格按照操作规程进行操作，以避免对大鼠及实验结果的影响。
总结起来，大鼠颈静脉取血是一种常用的实验室操作方法，通过利用颈部的颈静脉作为血液采集通道，可以获取到需要的血样。
正确的操作步骤和专业的技巧是保证取血成功和大鼠安全的关键。
在实验研究中，合理使用这种方法可以为我们提供宝贵的数据和信息，推动科学研究的进展。
1.实验动物的采血方法
常用实验动物采血方法一小鼠和大鼠的采血方法1、剪尾采血:需血量较少时常用此法。
先将动物固定，将鼠尾浸在50℃左右温水中浸泡几分钟或用酒精棉球或二甲苯涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1～2mm(小鼠)或3～5mm(大鼠)，便血液顺血管壁自由流入试管或用血红蛋白吸管吸取。
采血结束时，伤口消毒并用棉球压迫止血。
此法每只鼠一般可采血 10次以上，小鼠每次可取血0.1mL左右，大鼠可取血0.3～0.5ml。
2、眶后静脉丛采血:操作者一手固定小鼠或大鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏紧，或轻轻压迫颈部两侧，使鼠眼球突出，眶后静脉丛充血，另一只手持毛细采血管，以45°从内眼角刺入，并向下旋转，感觉刺入静脉丛后，再向外边退边吸，当得到所需血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血。
若技术熟练，此方法在短斯内可重复采血，小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。
如只进行一次取血，可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，抽取血液。
3、鼠装进固定器，漏出尾巴，同1，使尾部血管充盈，作好尾部消毒，用1 ml针筒接好4号针头，穿刺尾静脉，抽取血液。
4、腋下采血：将麻醉后的小鼠仰卧固定，剪开腋下皮肤，钝性分离腋下的胸肌等组织，暴露腋下血管，剪断腋下静脉，用注射器或吸管吸血。
5、断头采血：用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头朝下，提起动物，血液可流入试管中。
6、心脏采血：切开动物胸膛，直接从见到的心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
7、股动脉采血:大量取血时常用此法。
需手术分离股动脉，用注射器套上针头刺入血管取血或剪断股动脉用吸管吸取血样，小鼠的一次采血量可达 0.5ml，大鼠可达2.0ml，操作时防止喷血。
二豚鼠、家兔的采血方法1、家兔耳缘静脉采血穿刺采血法：是家兔最常用的采血方法。
具体方法同耳缘静脉注射给药。
此法一次可采血5～lOml，可多次重复使用。
大鼠小鼠采血标准操作规程
目的规范实验人员进行大、小鼠采血的操作程序。
适用范围适用于需要对大、小鼠的采血操作。
职责.1 管理人员负责监督、管理；.2 实验动物中心技术员负责指导、教学；.3 实验人员选择合适的采血方法，并严格遵守本规程。
规程.1 大小鼠常用的采血方法有：眼眶静脉丛采血、剪尾采血、摘眼采血、心脏采血。
.2 眼眶静脉丛采血操作规程（如图）.2.1 采血前可按《大鼠小鼠麻醉标准操作规程》(CCAL-SY-SOP-24)将实验动物浅麻醉，但一般情况下不用。
.2.2 按抓取方法抓取实验动物，左手拇指、食指从背部较紧地握住实验动物的颈部（应防止动物窒息）。
.2.3 取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。
右手持长颈(3-4cm)硬质毛细玻璃管（内径 0.5-1.0mm），将采血管与面部成 45°的夹角，在泪腺区域内，用采血管由眼内角在眼睑和眼球之间向喉头方向刺入。
.2.4 刺入深度小鼠约为 2-3mm，大鼠约为 4-5mm，当达到蝶骨感到有阻力时，再稍后退 0.1-0.5mm，边退边抽。
.2.5 将采血管保持水平位，稍加旋转并后退吸引，由于血压的关系，血液回自动流入玻璃管中。
.2.6 得到所需的血量后，立即除去加于颈部的压力，同时拔出采血管。
为防止术后穿刺孔出血，用消毒纱布压迫眼球 30 秒。
.2.7 20-30g小鼠每次可采血0.2-0.3ml，200-300g大鼠每次可采血0.4-0.6ml 采血部位大约 3-7d 修复）。
.3 小鼠眼眶采血简易方法：用注射器针头代替毛细玻管，插入后挑起或压迫眼球，血液自动流出滴下。
.2 剪尾采血操作规程需血量较少时常用此法。
先将实验动物固定，将鼠尾浸在 45-50℃温水中浸泡数分钟或使用酒精棉球反复擦拭擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1-2mm(小鼠)或 5-10mm(大鼠)，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接使用吸管吸取。
动物取血方法
生理学实验动物的取血方法（一）大鼠、小鼠1、尾静脉使鼠尾静脉充分充血后，用剪刀剪去尾尖，尾静脉知即可流出，用手轻轻从尾根部向尾尖部挤几下，可以取到数滴血。
2．眼眶动脉和静脉用左手抓住鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏紧，使鼠眼球突出。
右手取一无钩弯小镊，在鼠右侧眼球根部将眼球摘去，关将鼠倒置，头向下，此法由于取过程动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般约可取出4-5%鼠体重的血液量。
1－27 切破鼠尾静脉方法1－28 鼠尾静脉取血方法3．后眼眶静脉丛连续穿刺穿刺部位是在眼球和眼眶后界之间的后眼眶静脉丛。
采用特制的硬玻璃吸管，管长15厘米，前端拉成毛细管。
取血时，用手从背部捉住动物，同时用食指和拇指握住颈部，利用对颈部所加的轻压力，使头部静脉淤血，将消毒的吸管用抗凝剂湿润其内壁，从内侧眼角将吸管转向前，并轻压刺入，深约4-5mm就达到后眼眶静脉丛，血液自然进入吸管内。
在得到所需血量后，除去加于颈部的压力，同时抽出吸管。
1－29 小鼠后眼眶静脉丛取血方法1－30 大鼠后眼眶静脉丛取血方法4．断头用大鼠断头器或粗剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，实验者立即将鼠颈向下，提起动物，对准准备好的容器，鼠血即可从颈部滴入容器内。
如图1－315．心脏左手固定鼠，在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏，右手取注射器选择心搏最强处穿刺。
如图1－321－31 小鼠断头取血方法1－32 小鼠心脏取血方法6． 颈静脉作一般颈外静脉分离手术。
颈静脉暴露楚后，用注射器针头沿静脉平行方向刺入，抽取所需血量，采用此法取血，体重20克的小鼠可取0.6ml左右，体重300克的大鼠可取血8ml左右。
1－33 大鼠颈静脉取血方法（二）家兔和豚鼠1、心脏：将兔仰卧固定在手术台上，把左侧胸部相当于心脏的部位的被毛剪去，用碘伏、酒精消毒皮肤。
实验者用左手触摸左侧第3-4肋间，选择心跳最明显处作穿刺。
一般由胸骨左缘外3mm 处将注射针头插入第三肋间隙。
采血方法
查看文章实验动物的取血方法2007-11-10 11:01采血方法（1）小鼠和大鼠①尾尖取血将动物装在固定筒内，露出尾巴。
将尾共剪掉1～2mm(小鼠)或5cm(大鼠)，然后自尾根向尖端按摩，血自尾尖流出。
亦可先将鼠尾泡于500C热水中，揩干后剪去尾尖，取血后用棉球压迫止血。
此法可反复多次取血，小每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
②眶动脉和眶静脉取血将动物头部按住并压迫眼球使突出充血后，以止血钳迅速钳取眼球后。
眼眶内很快流出血液，将血滴入玻璃器皿内，达到所需采用量后用棉球压迫眼眶止血。
此法所取血量较多，小鼠每次可采血0.2～0.3ml，大鼠每次可采血0.5～lml，动物可存活。
间隔数日后可自另一侧眼眶取血。
③眼眶后静脉丛取血用一长约7～lOcm的玻璃毛细管(内径约1mm)，另端渐扩大呈喇叭形，将其尖端折断。
折断端锋利，预先将玻璃管浸入l％肝素溶液，取出干燥。
取血时左手抓住鼠两耳间头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，使眼球充分外突，眼眶后静脉丛充血。
右手持毛细管，将其尖端插入眼睑与眼球之间并向眼底方向移动，稍加吸引，血液即流入玻璃管中。
取血完毕拔出毛细管，左手放松出血即停止。
毛细管就叫“玻璃毛细管”，是硬质中性玻璃，内径：0.9--1.1mm, 壁厚0.1--0.15mm 管长120mm。
④股静脉(或股动脉)取血麻醉动物背位固定，切开左或右腹股沟的皮肤，作股静脉或股动脉分离手术。
注射针穿刺股动脉或股静脉抽血，也可在颈静脉或颈动脉处穿刺取血。
此法小鼠可采血0.2～0.8ml，大鼠约0.4～0.6ml。
⑤断头取血用剪刀剪掉鼠头，立即将鼠头向下，提起动物，将血滴入容器内。
小鼠可采用0．8～1.2ml，大鼠5～lOml。
（2）豚鼠①心脏取血豚鼠背位固定，左手触摸心脏搏动最明显处。
一般在胸骨左缘第4～6肋间隙，用注射针刺入心脏。
血液即进入注射器内，取血宜迅速，以防血液凝固。
本法取血量多，可达15～20ml。
大鼠颈静脉取血原理
大鼠颈静脉取血原理大鼠颈静脉（Jugular Vein）取血是一种常用的方法，用于获取大鼠体内的血液样本。
这种方法主要适用于需要较大量血液的实验，如药物代谢动力学研究、蛋白质分析等。
下面将详细介绍大鼠颈静脉取血的原理和操作步骤。
原理：操作步骤：1.准备工作：-空气过滤器和吊针：将空气过滤器和吊针准备好，确保无菌。
-麻醉大鼠：使用合适的麻醉方法，如给予七氟醚气体或经皮给药，确保大鼠处于完全麻醉状态。
-大鼠体位：将大鼠放于操作台上，头部稍微倾斜向后。
-消毒：用酒精棉球或酒精棉片彻底清洁颈部皮肤。
2.定位颈静脉：-触摸：用手指轻轻触摸、摩擦大鼠的颈部，可以感到一条长而突出的静脉。
-视觉：注意观察大鼠颈部皮肤上显露出来的静脉，即大鼠颈静脉。
3.插入针头：-穿刺：使用无菌的吊针，将针头插入颈静脉。
插入角度大约为30至45度，确保避免穿透到动脉。
-血管闸：当感觉到针头进入到颈静脉内时，慢慢拉起血管闸，可以看到血液开始流出。
4.收集血液样本：-选择容器：将血液流入无菌的容器中，可根据实验需求选择合适的容器。
-采集：根据实验需求采集所需血液量，一般可采集0.5至1mL的血液。
-收尾处理：取血结束后，小心地将针从颈静脉中拔出，并用无菌的棉球轻轻按压穿刺点，以防止血液外溢出。
5.观察和记录：-观察：在取血过程中需要仔细观察大鼠的情况，如有异常出血、瘀伤等情况，应及时停止操作，并给予相应处理。
-记录：及时记录大鼠取血的相关信息，包括日期、时间、血液采集量等。
取血注意事项：1.需要经过专业培训：颈静脉取血是一项技术要求较高的操作，需要经过专业培训者进行指导或操作。
2.预防感染：确保取血针头、容器等器械无菌，并按照规范进行取血操作，以避免感染的风险。
3.避免过度取血：避免过度取血，以免对大鼠造成不必要的伤害。
4.正确处理血液样本：取血后的血液样本需要适时转移到合适的容器中，并严格按照实验要求进行处理和保存，确保实验结果的准确性。
鼠取血步骤
1 剪尾采血小鼠每次采血量0.1ml，大鼠每次采血量0.3-0.5ml左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，鼠保定后将其尾巴置于50℃热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。
擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1-2mm，用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。
2 摘除眼球采血小鼠采血量0.6-1ml 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。
采血完毕立即用纱布压迫止血。
大鼠少用。
3 心脏采血小鼠采血量0.5-0.6ml，大鼠采血量1-1.5ml鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3-4肋间触摸到心搏处，右手持带有4-5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。
4 断头采血小鼠采血0.8-1.2ml，大鼠采血量5-10ml 左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，右手用剪刀剪断鼠颈部约1/2-4/5，让血液流入试管。
5 眼眶静脉丛采血小鼠采血量为0.2-0.3ml，大鼠采血量为0.4-0.6ml取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1～1.5cm长的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用。
取血时左手抓住鼠两耳之间的颈背部皮肤以固定头部，轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难使眼眶静脉丛充血，右手持毛细管由内眦部插入结膜，再轻轻向眼底部方向推进，轻轻旋转毛细管以划破静脉丛，让血液顺毛细管流出，接收入事先准备的容器中。
采血后纱布轻压眼部止血。
小鼠、大鼠、豚鼠及家兔均可采取此法取血。
刺入深度小鼠为2-3mm，可采血0.2-0.3ml；大鼠为4-5mm，可采血0.4-0.6ml。
动物的采血方法
动物的采血方法动物的采血方法一、小鼠、大鼠的采血1.眼眶后静脉丛采血左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外凸。
右手持玻璃采血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，小鼠刺入2~3mm，大鼠刺入4~5mm，当感觉有阻力时即停止刺入，放置取血管以切开静脉丛，血流即流入取血管。
采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。
本方法在短期内可重复采血。
小鼠一次可采血0.2~0.3ml，大鼠一次可采血0.5~1.01ml。
为防止血液在取血管中凝固，可将取血管进入1%肝素溶液，干燥后使用。
2.摘眼球采血此方法用于鼠类大量采血。
采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球凸出，右手用弯头镊子摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
二、兔的采血1.耳中央动脉、耳沿静脉采血左手固定兔，并用酒精棉球消毒采血部位，右手持注射器，在兔耳血管的末端，沿着与血管平行的向心方向刺入血管，即可见血液流入针管，注意固定好针头。
采血结束后，拔出注射器，用棉球压迫止血2~3min。
2.颈静脉采血将兔麻醉后，仰卧在固定台上固定，剪去一侧颈部被毛，用碘酒、酒精棉球消毒皮肤，手术刀轻轻划破皮肤，钝性分离静脉，颈静脉暴露后，用注射器针头沿血管平行的远心方向刺入，采血结束后，拔出注射器，缝合切口。
三、狗的采血1.前、后肢皮下静脉血此方法一次可取较多的血，操作可参照相应的静脉注射。
如需采少量血。
则可用5.5号针头直接刺入静脉。
如需采一定量的血，最好用静脉滴注针头与注射器连接，以防狗挣扎时针头刺破血管。
2.股动脉采血将狗仰卧后固定，伸展后肢向外拉直，暴露腹股沟，在腹股沟三角区动脉搏动的部位剪去被毛，用碘酒、酒精消毒。
左手中指、食指探摸股动脉搏动部位并固定好血管，右手区静脉滴注针，针头由动脉搏动处慢慢刺入，当血液流入针头后的朔料管时，固定好针头，连接好注射器可抽到大量血液。
3.心脏采血将狗仰卧固定，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，剪去左侧第3~5肋间的被毛，用碘酒、酒精消毒皮肤。
大鼠腹主动脉取血方法及注意事项
大鼠腹主动脉取血方法及注意事项大鼠腹主动脉取血是一种常用的实验技术，用于检测大鼠血液参数或获得大鼠血液样本。
下面是关于大鼠腹主动脉取血方法及注意事项的详细介绍。
一、准备工作1.1实验动物：选择适宜的大鼠品种，常用的有Wistar、SD等。
确保大鼠健康、饮食充足，无明显异常表现。
1.2实验仪器和设备：集血容器、注射器、灭菌纱布、注射针头、手术剪刀、手术钳等。
1.3实验环境：提供洁净无菌的实验室环境，确保操作安全和卫生。
二、动物麻醉和固定2.1麻醉方法：可以选择静脉麻醉药物（如地西泮+咪唑烷胺）或者气体麻醉（如异氟醚），根据实验需要和经验选择合适的麻醉方法。
麻醉深度适中，避免过度麻醉导致死亡。
2.2动物固定：将麻醉后的大鼠转移到实验台上，四肢固定，头部稍微向上抬起，以便于操作。
固定方式可以使用绳子或者专用的动物固定器具。
三、术前准备3.1洗手消毒：进行手术前必须进行严格的手部消毒，以避免手部细菌污染。
3.2穿戴手术衣物：佩戴手术帽、口罩、手套等无菌衣物，确保手术环境无菌。
3.3准备工具和材料：将所需工具和材料进行灭菌处理，放在无菌环境下，便于手术操作。
四、手术操作4.1打开腹腔：在动物背部使用手术剪刀进行切口，注意不要伤及内脏器官。
切口长度不宜过大，一般为1-2cm。
4.2暴露动脉：将剪刀小心地进入腹腔，切开腹膜，暴露出腹主动脉。
用灭菌纱布或手术钳轻轻撑开腹腔，以减少内脏器官受压。
4.3抽血：用手术钳夹住腹主动脉，用手术剪刀切开动脉，然后插入已经连接好的注射针头。
固定好针头后，慢慢推入一定深度，然后用注射器吸取血液。
4.4收集血液：将吸取的血液转移到集血容器中，注意保持血液的无菌和正常流动。
根据实验需要收集适量的血样。
五、术后处理5.1关闭切口：将取血部位用手术线进行缝合，并进行适当的消毒处理，以避免感染。
5.2动物封闭和康复：将大鼠转移到恢复笼中，提供适宜的温度和湿度，观察其恢复情况。
在恢复期间要密切观察动物的生命体征，及时发现并处理任何异常。
大鼠和小鼠的采血方法(最全)
大鼠和小鼠的采血方法（最全）这里主要介绍几种大小鼠的采血方法，以帮助试验中需要用到相关技术的人员。
1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。
如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
（2）眼眶后静脉丛取血：当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。
当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。
得到所需的血量后，拨出毛细管。
若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml，大鼠约可采血0.4～0.6ml。
（3）断头取血：当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。
左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。
小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～8ml。
（4）眶动脉和眶静脉取血：此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。
先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。
此法由于取血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4～5％的血液量，是一种较好的取血方法。
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1.割(剪)尾采血：当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血，大鼠～。
2.鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血；体重200-300g大鼠每次可采血，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血：采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
小鼠可采用约～;大鼠约5-10ml。
5.心脏采血：鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。
若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。
小鼠约；大鼠约。
1.浅麻醉大鼠
2.四肢展开固定在平板上
3.按常规碘酒、酒精消毒后
4.用食指感觉心博最动处
5.大约在胸骨下缘1/3处、稍偏左左右的地方垂直进针（1/4号）
6.针头抵心脏有明显的搏动感，再稍进针，有空虚感，血液跳跃而上针腔
7.从血液的颜色很容易判断在心室还是心房，一般都在心室
8.多次同一大鼠的心脏采血，切记初次进针的位置及深度，不要随意更换固定姿势！
9.我每次取1ml血液，大约可操作4-5次（200g大鼠）
6.颈动静脉采血：先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。
在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。
离心取上清后，余下的红细胞加适量生理盐水从尾静脉中回输给大鼠，这样可能对大鼠的血量、体内药物的浓度等影响均小些。
颈动静脉插管:
1.麻醉后手术,大鼠固定后头朝自己,颈部中线附近开1-2厘米口,用弯止血钳钝性分离,动脉在中间,静脉比较靠边,而且分支较多,找到较粗的部分,小心,耐心分离,用线结扎远心端,在近心端预置一结扎用线,用止血钳牵拉远心端线,使血管充盈,显微剪剪开小口,插管,结扎.插管封口.(打结即可)
2.动脉方法相似.
3.将动静脉插管引至背后,分清动静脉,一般手术后17小时或更长时间开始给药,取血,通常动脉取血,静脉给药,期间要用肝素冲管道.
颈静脉采血：采血者可以站在动物头端，不需要麻醉动物，用个硬纸筒稍固定头部防止动物咬，左手固定将头部稍向左扭一下，会看见出现一个三角区，右手持注射器平行于三角区正中进针就可以了。
左右两边颈静脉均可以采，采左边时上面的操作反方向。
从锁骨上方，紧贴锁骨中间的地方进针，这个位置很重要！！！！！！！！！！
进针后，稍稍抽下针管，如果没有血，则往前或向后走下针头，其实我的经验是大都是向前扎的太多了，应往后抽下针头。
如果有血，哈哈，固定住注射器抽血吧。
抽完2 ml，大鼠100%存活的
7.腹主动脉采血:最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。
用注射器吸出血液，防止溶血。
或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。
8.股动(静)脉采血:
①先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。
或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。
体重15-20g 小鼠采血约，大鼠约。
②在大鼠麻醉状态下，固定，仰卧位固定，在大鼠的左侧腹股沟处切口，暴露股动静脉，分离并分别插管（插管中要求有肝素盐水并在插管的一头接上三通方便取血使用），取血。
注意：
药动学实验一般不主张麻醉，因此动脉插管不应使用，而且大鼠血量有限，不适合短时间内多次取血，取血量过大会直接影响大鼠生理状态，即使得到一些数据，意义也不大。
目前比较可行的办法是在每个时间点各取一组大鼠的血，再进行求算。
尾静脉取血不行，血量有限，而且采集时间太慢，根本来不及。
眼底静脉取血倒是可行的，血量最多的一回，我曾经取到过接近4ml,一般可以在1ml 以上，但取血有一定难度，时间长了，手就受不了了，我的经验是可以浅麻一下，用乙醚短时间麻醉，让鼠没有太大力气就可以，而且对实验结果没有明显影响，但要几个人合作，准确掌握好取血的时间。
一个老鼠仅仅作为一个时间点的话，就从眼眶取血，大概200克大鼠可以取6ml左右，最好不要进行麻醉，只要毛细管在眼眶后扎对位置，血会象自来水一样流的，一开始的劲过了就不太挣扎了。
如果是单个大鼠连续取血，也可用本法，就是最多一次不可超出1ml，最好是，并且适当在消除期补充生理盐水腹腔注射。
尾静脉的血没有眼眶出得快，很慢的，取用量少还可以，在取前用甲苯擦一下，使静脉扩张，然后用注射针头（经肝素润湿过）扎进去，直接就会慢慢滴出来的。
刚开始抓它时温柔点，然后使其眼充分突起，迅速扎入并旋转，一般很快就出血。
但此时它们可能会比较凶，你手卡着它脖子并牢牢地把它按在笼盖上，只要手别软，别心疼它，应该没问题的。