细胞实验的基本操作方法
生物细胞实验操作步骤详细说明
一、实验目的通过本实验，掌握生物细胞实验的基本操作步骤，了解细胞的基本结构和功能，为后续的生物学实验打下基础。
二、实验原理生物细胞是生命活动的基本单位，具有复杂的结构和功能。
通过观察细胞的结构和功能，可以了解生命现象的本质。
本实验主要观察细胞的基本结构，如细胞膜、细胞质、细胞核等。
三、实验材料1. 实验器材：显微镜、载玻片、盖玻片、滴管、镊子、酒精灯、吸水纸、显微镜镜头、显微镜台、显微镜光源等。
2. 实验试剂：生理盐水、碘液、苏丹Ⅲ染液、醋酸洋红染液、解离固定液等。
3. 实验材料：洋葱鳞片叶、口腔上皮细胞、小鼠睾丸组织等。
四、实验步骤1. 观察洋葱鳞片叶细胞（1）取洋葱鳞片叶，用镊子撕取一小块透明薄膜内表皮。
（2）将撕取的内表皮浸入载玻片上的生理盐水滴中，用镊子展平。
（3）在盖玻片的一侧滴加稀碘液，另一侧用吸水纸吸引，使染液浸润标本的全部。
（4）将盖玻片轻轻盖在标本上，用镊子夹住盖玻片的一侧，用另一侧的镊子夹住载玻片的一侧，轻轻压紧。
（5）用显微镜观察细胞结构，如细胞膜、细胞质、细胞核等。
2. 观察口腔上皮细胞（1）用干净的纱布把载玻片和盖玻片擦拭干净。
（2）在载玻片的中央滴一滴生理盐水。
（3）用凉开水漱口，用消毒牙签从口腔侧壁处轻轻刮几下，牙签上就附着了一些碎屑。
（4）把牙签放在载玻片的生理盐水滴中均匀地涂抹几下。
（5）在盖玻片的一侧滴加稀碘液，另一侧用吸水纸吸引，使染液浸润到标本的全部。
（6）将盖玻片轻轻盖在标本上，用镊子夹住盖玻片的一侧，用另一侧的镊子夹住载玻片的一侧，轻轻压紧。
（7）用显微镜观察细胞结构，如细胞膜、细胞质、细胞核等。
3. 观察小鼠睾丸组织细胞（1）取小鼠睾丸组织，放在解离固定液中，一定时间后漂洗。
（2）将漂洗后的组织放在载玻片上，滴加适量醋酸洋红染液。
（3）一定时间后加盖玻片，并轻压盖玻片，使细胞分散开。
（4）用显微镜观察细胞结构，如细胞膜、细胞质、细胞核等。
五、实验注意事项1. 操作过程中要保持无菌，避免污染。
细胞渗透实验
细胞渗透实验细胞渗透实验是一种常见的实验方法，被广泛用于研究细胞的渗透性和渗透调节机制。
通过这个实验，我们可以了解到细胞在不同渗透压条件下的反应，揭示其中的分子机制。
本文将介绍细胞渗透实验的基本原理、实验步骤和实验结果的分析。
一、实验原理细胞渗透实验是基于“渗透压平衡”的原理进行的。
细胞内外的溶液渗透压不同时，会引发细胞内外水分分子的运动，从而影响细胞的水分平衡和渗透调节。
在实验中，我们常用半透膜将细胞和外界隔开，通过控制细胞外溶液的渗透压，观察细胞内外水分的运动情况，从而了解细胞的渗透性。
二、实验步骤1. 实验材料准备：（1）培养皿：用于培养细胞的培养皿，要干净无菌。
（2）细胞悬液：从培养皿中取得细胞悬液，浓度约为10^5-10^6个/ml。
（3）渗透剂：例如蔗糖、甘露醇等，按一定比例加入培养基中制备各种渗透压溶液。
（4）显微镜：用于观察细胞状态的显微镜设备。
（5）离心机：用于离心细胞和收集细胞沉淀。
2. 实验操作步骤：（1）将培养皿中的细胞悬液离心收集，去除上清液并加入适量的渗透溶液。
（2）用显微镜观察细胞的形态变化和渗透压的影响。
（3）根据实验数据绘制细胞浓度和渗透压关系图。
三、实验结果分析通过细胞渗透实验的结果，我们可以得到如下的结论：（1）在低渗透压溶液中，细胞的浓度较高，呈现膨胀和增大的状态。
（2）在高渗透压溶液中，细胞的浓度较低，呈现收缩和变小的状态。
（3）在等渗透压溶液中，细胞的浓度保持稳定，不发生明显变化。
细胞渗透实验通常用来研究细胞在不同环境条件下的调节能力，以及细胞内外渗透平衡的稳定性。
通过实验数据的分析，我们可以了解到细胞在渗透压变化时的生理反应和适应机制。
这对于深入研究生物细胞的内部环境调节以及相关疾病的发生机理具有重要的意义。
综上所述，细胞渗透实验是一种重要的实验方法，通过这个实验我们可以了解到细胞在不同渗透压条件下的反应和调节机制。
随着现代生物技术的发展，细胞渗透实验在生物学研究中的应用也越来越广泛，为我们揭示细胞内部环境的奥秘提供了有力的工具。
细胞培养基本操作技能
细胞培养基本操作技能无菌操作基本技术1. 实验进行前，无菌室及无菌操作台(laminar flow) 以紫外灯照射30-60 分钟灭菌，以70 % ethanol 擦拭无菌操作抬面，并开启无菌操作台风扇运转10 分钟后，才开始实验操作。
每次操作只处理一株细胞株，且即使培养基相同亦不共享培养基，以避免失误混淆或细胞间污染。
实验完毕后，将实验物品带出工作台，以70 % ethanol 擦拭无菌操作抬面。
操作间隔应让无菌操作台运转10 分钟以上后，再进行下一个细胞株之操作。
2. 无菌操作工作区域应保持清洁及宽敞，必要物品，例如试管架、吸管吸取器或吸管盒等可以暂时放置，其它实验用品用完即应移出，以利于气流之流通。
实验用品以70 % ethanol 擦拭后才带入无菌操作台内。
实验操作应在抬面之中央无菌区域，勿在边缘之非无菌区域操作。
3. 小心取用无菌之实验物品，避免造成污染。
勿碰触吸管尖头部或是容器瓶口，亦不要在打开之容器正上方操作实验。
容器打开后，以手夹住瓶盖并握住瓶身，倾斜约45°角取用，尽量勿将瓶盖盖口朝上放置桌面。
4. 工作人员应注意自身之安全，须穿戴实验衣及手套后才进行实验。
对于来自人类或是病毒感染之细胞株应特别小心操作，并选择适当等级之无菌操作台(至少Class II)。
操作过程中，应避免引起aerosol 之产生，小心毒性药品，例如DMSO 及TPA 等，并避免尖锐针头之伤害等。
5. 定期检测下列项目：5.1. CO2 钢瓶之CO2 压力5.2. CO2 培养箱之CO2 浓度、温度、及水盘是否有污染(水盘的水用无菌水，每周更换)。
5.3. 无菌操作台内之airflow 压力，定期更换紫外线灯管及HEPA 过滤膜，预滤网(300 小时/预滤网，3000 小时/HEPA)。
6. 水槽可添加消毒剂(Zephrin 1:750)，定期更换水槽的水。
实验用品1. 种类︰1.1. 细胞培养实验用品均为无菌，除了玻璃容器与pasteur pipet 外，其它均为塑料无菌制品。
细胞划痕实验操作步骤
细胞划痕实验操作步骤
细胞划痕实验（scratch assay）是一种简单、有效的方法，用于研究细胞迁移能力，常用于评估细胞愈合、癌细胞侵袭能力等。
下面是一个基本的细胞划痕实验操作步骤：
1. 细胞播种
在适宜的培养皿中（如6孔板）播种细胞，通常需达到90%以上的培养皿底面覆盖度，以形成一个单层细胞层。
这一步骤确保细胞能均匀分布在培养皿底部。
2. 形成划痕
在细胞长至接近合并（通常是培养24小时后）时，使用一个标准的200μl吸头尖、刻度尺或专用的划痕工具，在细胞层上轻轻划出一条直线，形成一个“划痕”。
要尽量保持划痕的宽度和长度一致，以方便后续的比较分析。
3. 清洗细胞
使用磷酸盐缓冲液（PBS）轻轻清洗培养皿1-2次，以去除漂浮的和受损的细胞。
4. 添加新的培养基
向培养皿中添加含有或不含有测试药物的新鲜培养基。
这一步是为了研究特定因子对细胞迁移能力的影响。
5. 拍摄初始照片
在划痕后立即使用倒置显微镜拍摄划痕的照片，作为实验的起始点。
6. 培养和定时拍照
将细胞置于37°C、5% CO2的细胞培养箱中培养。
在特定时间点（如6、12、24小时）取出，使用相同的显微镜设置拍摄划痕的照片，记录细胞迁移和划痕愈合的过程。
7. 数据分析
使用图像分析软件（如ImageJ）分析划痕愈合前后的面积或宽度变化。
通过比较划痕愈合的面积百分比或划痕宽度的变化，评估细胞迁移能力。
细胞划痕实验的结果可以通过计算划痕愈合的百分比来定量分析细胞迁移速度，为研究细胞迁移机制提供了一种简单有效的方法。
细胞培养实验基础知识和相关无菌操作流程
细胞培养实验基础知识和相关无菌操作流程1．原代培养（primar y cultur e）直接从有机体中取出的细胞、组织或器官开始进行体外培养直到第一次传代为止。
这种培养称之为原代培养。
2．传代培养（subcul ture）细胞从一个培养皿以1：2或1：2以上的比率转移或移植到另一个器皿的培养，这种培养称之为传代培养。
3．悬浮培养（suspen sioncultur e）细胞培养的一种类型。
培养时通过一特殊的装臵，使细胞瓶按一定的速度不断地转动，使细胞始终处于悬浮状态中进行增殖。
4．克隆（clone）克隆指的是从一个细胞靠有丝分裂获得的一个细胞群体（popula tion）。
5．细胞系（cell line）在第二届细胞和组织培养专题讨论会上提出细胞系的概念为“原代培养物经首次传代成功后即成为细胞系，由原先存在于原代培养物中的细胞世系（lineag es of cells）所组成。
如果不能继续传代或传代数有限，可称有限细胞系（finite cell line），如果可以连续传代，则可称为连续细胞系（contin ous cell line）。
以前认为细胞系来自细胞发生了遗传突变，并带有癌变的特点，这种细胞有可能在培养条件下无限的传下去。
这种细胞的特点是染色体为异倍体，丧失了正常细胞的“接触抑制”的特性。
6．细胞株（cell strain）细胞株的概念如下：由原代培养中，用选择或克隆代，选出具有特征标记的细胞，经传代形成细胞株，这些特性或标记在以后的培养中必须保持下去。
以前认为经体外传代培养后细胞不表现退化现象，大约可传50代以上者，其染色体维持二倍体不变，保留正常细胞的“接触抑制”等特性。
一常用设备一准备室的设备：双蒸馏水蒸馏器、酸缸、烤箱、高压锅、储品柜（放臵未消毒物品）、储品柜（放臵消毒过的物品）、包装台。
细胞培养操作规范
细胞传代方法： 传代指针： 观察培养基颜色：当培养基的颜色由红色渐渐褪成橙黄色，颜色清亮，无杂质，无浑浊 显微镜观察细胞生长状态：细胞生长状态良好，铺满培养瓶80%以上，细胞透亮，形态清晰，间隙无杂质，确认无细菌真菌污染
传代方法：
将新的培养皿、吸管、废液缸放入工作台开启细胞培养房及工作台紫外消毒20分钟， 开启恒温水浴箱，培养液、消化液预热 关毕紫外灯，开灯，通气，点燃酒精灯 吸弃培养基，PBS清洗两次 加入2ml消化液晃动培养瓶使消化液覆盖整个细胞界面后吸弃培养液 肉眼观察细胞培养瓶底部出现一层云雾状，轻轻敲打底部有块状物脱落，显微镜下观察看到细胞间隙变大，细胞回缩变圆少量漂浮后加入10ml含血清培养基终止消化，吹打管吹打数次 将细胞悬液吸至离心管，1000rpm离心5分钟 吸弃上清，加入PBS吹打混匀， 1000rpm再次离心5分钟 吸弃上清，加入新鲜培养基，吹打混匀，按比例接种到细胞培养瓶
细胞消化时间的控制：Leabharlann 细胞冻存：胰酶消化
细胞计数
贰
壹
叁
细胞计数
细胞计数板计数室构造 数红色边框标记的四个方格内的细胞总数（如有压线则计上不计下，计左不计右） 细胞数/ml=（4个大方格细胞总数/4）×104×稀释倍数
四、细胞培养注意事项
实验进行前，无菌室及无菌操作台(laminar flow) 以紫外灯照射20-30分钟灭菌，以75 %酒精 擦拭无菌操作抬面，并开启无菌操作台风扇运转10 分钟后，才开始实验操作。
每次操作只处理一株细胞株，且即使培养基相同亦不共享培养基，以避免失误混淆或细胞间污染。实验完毕后，将实验物品带出工作台，以75 %酒精擦拭无菌操作抬面。操作间隔应让无菌操作台运转10 分钟以上后，再进行下一个细胞株之操作
高中生物的细胞实验教案
高中生物的细胞实验教案
实验目的：通过观察显微镜下的细胞结构，了解细胞的组成和功能
实验材料：
1. 显微镜
2. 盖玻片
3. 鲤鱼皮细胞样本
4. 盐水
5. 小刀
6. 小勺
7. 水滴管
8. 缝纫针
实验步骤：
1. 取一片鲤鱼皮细胞样本，用盐水洗净。
将样本放在盖玻片上，加入一滴盐水。
2. 用小刀先将细胞表面削平，然后用小勺轻轻压碎细胞，使细胞内液体渗出。
3. 用水滴管加入一滴水，混合细胞内液体。
用缝纫针搅拌均匀，覆上盖玻片。
4. 将盖玻片放在显微镜台上，调整放大倍率，观察细胞结构。
5. 观察细胞的外观特征，包括细胞核、质体、液泡等结构。
记录观察到的细胞结构和特点。
6. 总结细胞的结构与功能，讨论细胞结构与功能之间的关系。
实验注意事项：
1. 操作过程要轻柔，避免破坏细胞结构。
2. 使用显微镜时要小心操作，避免损坏显微镜。
3. 实验后要注意清洁实验台和实验器材。
拓展实验：
1. 观察其他种类的细胞样本，比较不同种类细胞的结构与功能。
2. 进一步研究细胞器官的功能和相互作用。
实验评价：
通过本实验，学生能够深入了解细胞的结构与功能，培养观察、记录和分析实验结果的能力。
同时，也促进学生的团队合作与沟通能力。
细胞培养无菌操作基本技术
细胞培养无菌操作基本技术细胞培养是现代生物学研究中常用的一种实验技术，能够使细胞在体外条件下生长和繁殖。
无菌操作是细胞培养过程中非常重要的一项技术手段，可以保证细胞培养环境的无菌纯净，避免细胞被外部微生物污染。
本文将介绍细胞培养中常用的无菌操作基本技术，并结合实例进行详细说明。
无菌操作基本技术主要包括以下几个方面：1.实验前准备在进行无菌操作前，首先需要准备好实验所需的培养基、培养器具和其他实验工具。
这些器具和工具需要经过高温高压灭菌处理，以确保其无菌。
此外，实验人员还需佩戴无菌手套、穿戴无菌实验服，并对实验台面进行彻底的清洁消毒，保持实验环境的无菌。
2.灭菌操作在进行无菌操作前，需要对培养器具进行灭菌处理。
常用的灭菌方法有干热灭菌和湿热灭菌两种。
干热灭菌是将培养器具置于高温烘箱中，持续加热若干小时，以达到灭菌目的。
湿热灭菌则是将培养器具置于高压高温的蒸汽中，进行高压灭菌。
此外，对于一些无法耐受高温高压的培养器具，还可使用化学灭菌方法，如使用过氧化氢和酒精进行消毒。
3.无菌操作技术在进行无菌操作时，需要遵循一定的操作规范。
首先，实验人员应将实验器具放入无菌工作台中，在UV灯的照射下进行灭菌处理。
然后，实验人员需要将自己的双手放入无菌手套中，并使用无菌皮培养工具进行操作。
接下来，需要准备好含有培养基的培养皿，并用无菌注射器将细胞转移到培养皿中。
在操作过程中，需要注意避免造成培养基的污染，尽量减少对培养基的接触时间，以防止细菌或其他微生物的污染。
4.维持无菌操作环境在进行细胞培养过程中，需要维持无菌操作环境。
实验人员应避免在实验台面上散落细胞培养基、细胞碎片或其他可能造成污染的物质。
细胞培养箱和无菌安全柜的门不可长时间打开，以防止空气中的微生物进入工作区域。
并且需要定期对无菌安全柜和细胞培养箱进行清洁和消毒。
同时，实验室人员需要经常进行手部清洁，并定期更换无菌手套和实验服，保持实验环境的无菌。
细胞培养中的无菌操作是进行细胞培养实验的基础，能够产生可靠的实验数据，并在细胞学研究中发挥重要作用。
细胞工程实验室涉及的基本操作技术
细胞工程实验室涉及的基本操作技术下载提示：该文档是本店铺精心编制而成的，希望大家下载后，能够帮助大家解决实际问题。
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1. 培养基准备。
显微镜观察细胞的基本操作
显微镜观察细胞的基本操作
取镜和安放
1、右手握住镜臂，左手托住镜座。
2、把显微镜放在实验台上，略偏左，安装好目镜和物镜。
对光
1、转动转换器，使低倍物镜对准通光孔，注意物镜的前端与载物台要保持2厘米的距离。
2、把一个较大的光圈对准通光孔。
左眼注视目镜内，右眼睁开，便于以后观察画图。
转动反光镜，看到明亮视野。
观察
1、把所要观察的载玻片放到载物台上，用压片夹压住，标本要正对通光孔。
2、转动粗准焦螺旋，使镜筒缓缓下降，直到物镜接近载玻片。
眼睛看着物镜以免物镜碰到玻片标本。
3、左眼向目镜内看，同时反向转动粗准焦螺旋，使镜筒缓缓上升，直到看清物像为止。
再略微转动细准焦螺旋，使看到的物像更加清晰。
细胞培养基本操作
细胞培养基本操作细胞复苏是将休眠的细胞重新活化，使之重新生长，进入细胞周期，进而分裂产生子细胞的过程。
细胞复苏后，可进入细胞周期，重新获得细胞类型特异的生物学功能。
一、实验前准备实验开始前，水浴箱调节至36度恒温。
取细胞完全培养基，放于水浴箱中预热。
消毒双手和超净台。
取约1ml 细胞完全培养基放于15ml 离心管中。
水浴箱调节至40度恒温，由液氮中取出冻存的细胞，迅速将冻存管投入到已经预热到40度的水浴锅中迅速解冻，并要不断的摇动，使管中的液体迅速融化，注意管口处高于水面，以免进入导致污染。
整个解冻过程最好在1分钟以内，以防融化过程中产生大量冰晶损伤细胞，约1min后冻存管内液体完全溶解，用酒精喷拭冻存管的外壁，立即拿入超净台内。
注：解冻到0度时（即冻存管里还有最后一点冰）立刻转移到含培养基的离心管中。
然后用5ml的热培养基以0.5ml的加入量逐步将细胞内的DMSO渗透出来，之后补全生于的培养基到细胞瓶中。
二、制备细胞悬液吸取细胞冻存液，置于已放入细胞完全培养基的离心管中，吸取1ml培养液加入冻存管，将剩余细胞全部吸入离心管中。
上下吹打5次，使冻存液与完全培养基充分混匀，尽量减少冻存液中DMSO 的浓度，减轻细胞损伤。
离心：1000rpm，室温离心3min。
注：细胞复苏后最好等几分钟再离心，因为冻存前加了胰酶消化，对细胞造成一定损伤，复苏后立即离心对细胞造成损伤较大。
三、细胞培养离心后，倒掉上清液，缓慢操作，不要倒掉底部的细胞沉淀。
向离心管内的细胞沉淀加入1ml 细胞完全培养基，反复吹打制成细胞悬液。
培养瓶内加入4ml 完全培养基，细胞悬液加入培养瓶内，左右前后轻轻摇动培养瓶，把细胞摇均匀，将培养瓶放入37℃，5％CO2 的培养箱中培养。
24-48 小时后换液或传代继续培养，换液传代的时间由细胞情况而定。
四、注意事项1、解冻速度要快在常温下，冻存液中的DMSO 对细胞的毒副作较大，因此，必须在一到两分钟内使冻存液完全融化。
细胞实验的基本操作
细胞实验的基本操作【细胞培养】一、细胞的复苏：非原代培养的细胞一般冻存于液氮之中，需要培养时要先从液氮中取出使之复苏。
细胞复苏的原则——快速融化：必须将冻存在－196℃液氮中的细胞快速融化至37℃，使细胞外冻存时的冰晶迅速融化，避免冰晶缓慢融化时进入细胞形成再结晶，对细胞造成损害。
具体操作如下：1、实验前准备：1.1、将水浴锅预热至37℃，并将含10%FBS的培养液置于其中预热；。
1.2、用75％酒精擦拭紫外线照射30min的超净工作台台面。
1.3、在超净工作台中按次序摆放好消过毒的离心管、吸管、培养瓶等等。
2、取出冻存管及迅速解冻：2.1、根据细胞冻存记录按标签找到所需细胞的编号。
2.2、从液氮罐中取出细胞盒，取出所需的细胞，同时核对管外的编号。
2.3、迅速将冻存管投入到已经预热的水浴锅中迅速解冻，并要不断的摇动，使管中的液体迅速融化，约1-2min后冻存管内液体完全溶解，取出用酒精棉球擦拭冻存管的外壁，再拿入超净台内。
3、平衡离心将细胞悬液吸到离心管中，1000～1500rpm离心3分钟；4、制备细胞悬液吸去上清液，加入10 ml培养液，用吸管轻轻吹打均匀，使细胞悬浮；5、细胞计数细胞浓度以5×105/ml为宜。
6、培养细胞将复合细胞计数要求的细胞悬液吸到培养瓶中，将培养瓶放入37℃和5％CO2的培养箱内培养（略微拧松培养瓶盖），换液的时间由细胞情况而定。
通常，除少数特别注明对DMSO 敏感的细胞外，绝大部分细胞株（包括悬浮性细胞），在解冻之后，可直接放入含有10-15ml（5－10倍）新鲜培养基的培养角瓶中，待隔天再置换新鲜培养基以去除DMSO 即可，如此可避免大部分解冻后细胞无法生长或贴附的问题。
二、细胞的传代：培养的细胞生长至一定密度之后，由于培养液中营养逐渐消耗、代谢物逐步积累（可见到培养液变黄），而且细胞的生长空间也受到限制，就会影响到细胞的继续生存。
这时就需要分离出一部分细胞和更新培养液，这一过程就叫做传代。
细胞培养和实验操作技巧
细胞培养和实验操作技巧一、细胞培养基本操作：1、基本试剂：培养基、血清、双抗、L-Glutamine、PBS（或D-Hanks）、胰酶。
有些培养基中含有L-Glumamine，因此可不必加，不然需加入2mM L-Glutamine。
血清对于维持培养细胞的生存和促进细胞增殖起着关键性作用。
常见的血清有胎牛血清和小牛血清，胎牛血清是品质最高的，因为胎牛还未接触外界，血清中所含的抗体、补体等对细胞有害的成分最少。
一般选用血清种类可以根据ATCC及实验需要来选择。
胎牛和小牛血清可选择多种不同批号的小牛血清进行小样分析。
一旦确定某一厂家的某一批号小牛血清后，就保持应用至实验完成。
可保证细胞状态和实验条件的稳定性。
2、培养耗材：包括培养瓶、培养皿等，选择TC-treated 培养耗材，保证细胞贴壁良好，一些特殊细胞需要培养耗材经特殊处理，如明胶、胶原包被。
成像耗材包括6、12、24、48、96、384、1536孔板，也需要相应处理。
普通多孔板厚度约为1um，适合于20倍及以下镜头。
为达到更好的成像效果，当需要使用40倍、63倍镜时推荐用薄底板，PerkinElmer的CellCarrier 板，板底厚度只有0.19um，可满足所有物镜的需要。
3、设备：培养箱、超净台等4、细胞均匀铺板的“秘密”：细胞加入微孔板后应立即振匀，振匀方法推荐“前后-左右”法。
即把培养板方在桌面上，两手扶住板，先快速前后振动8-10次，振幅在15cm-20cm。
然后将板水平转动90度，重复刚才的动作。
振动完后平拿板，轻轻放入培养箱内。
2小时内不要碰触。
二、常用染料选择：1、细胞核染料：DAPI（Ex/Em：358nm/461nm）、hoechst33342（Ex/Em：350nm/461nm）、DRAQ5 （Ex/Em：647nm/681nm）。
2、细胞骨架：Actin一般选用 phalloidin 标记FITC、或AlexaFluo系列荧光基团，tubulin 用抗体标记。
1.细胞基本操作
一、细胞冻存（慢冻）1.细胞在培养基中，培养至对数生长期2.预先配置好冻存液：含20%血清培养基+10%DMSO+70%培养基（避免临时配置产热伤害细胞）3.取对数生长期细胞，吸弃培养液4.PBS润洗1-2次（放置培养基降低胰酶的消化能力）5.消化1-2min，至细胞不再贴壁，轻轻敲击培养皿，震落细胞6.加入适量冻存液，终止消化7.枪头吹打细胞悬液（106-5×106）至均匀8.加入1ml细胞于冻存管中，标记：细胞名称/冷冻时间/操作者等信息9.程序性降温：4℃10min，-20℃30min；-80℃16-18h, 液氮槽中长期存储二、细胞复苏（快融）1．提前准备好水浴锅，水浴加热2．液氮中取出冷冻管，迅速投入至37-38℃水浴锅，使其在1min快速融化3．温育PBS/血清/抗生素等，37℃10-20min4．配制10%胎牛血清(1ml)+90%DMEM培养基（9ml）于培养皿中进行5．打开冻存管，小心倾倒至培养皿内，呈倒8字摇晃至均匀6．倒置显微镜观察细胞生长状况，细胞未贴壁。
7．6-8h后，细胞贴壁，更换细胞培养基（去除冻存时DMSO）另一种方法：复融后，加入10倍体积的培养液，1200r/min，4min离心去除DMSO，再加入培养基，培养细胞三、细胞传代1.37℃温育DMEM/血清/PBS等，10-20min2.倒置显微镜观察细胞状态（是否长满？）3.真空泵吸弃培养基，加入1mlPBS润洗细胞（清除DMEM，否则浪费胰酶）4.加入1ml胰酶消化2-3min,CO2培养箱37℃5.加入培养基终止消化，移液枪吹打至均匀（轻柔，否则细胞容易损伤）6.按照需要传代（2-4皿），控制细胞密度不要太大，否则很容易又长满了。
多余的可以真空泵吸弃7.培养箱培养。
一般2天换液四、细胞换液1、观察细胞状态，培养基颜色。
吸弃原有培养基2. 加入9mlDMEM+1ml胎牛血清（后加血清，转圈圈式轻柔加入，均匀不伤害细胞）3.呈倒8字，混匀培养基即可五、细胞铺板（简易版）1.吸弃培养基2.PBS清洗2-3次，胰酶消化2-3min，DMEM，终止消化3.收集消化后的细胞，加入1ml胰酶和4mlDMEM至离心管内。
细胞增殖实验操作步骤 (Transwell)
细胞增殖实验操作步骤 (Transwell)
本文档旨在提供细胞增殖实验（Transwell）的操作步骤。
以下
是该实验的基本步骤：
材料准备
1. 细胞培养基
2. 受试细胞
3. Transwell装置
4. 离心管和显微镜片
5. 细胞培养皿和培养室
实验步骤
1. 将细胞培养基加热至37摄氏度。
2. 将受试细胞离心收集，用培养基洗涤并重新悬浮。
3. 在Transwell装置的上室中加入细胞悬浮液，注意不要过载。
4. 在下室中加入细胞培养基，确保充分覆盖Transwell装置底部。
5. 将装置放置在培养皿中，并放入培养室内，保持37摄氏度
的温度和5%二氧化碳浓度。
6. 对实验进行不同的时间点观察，例如24小时、48小时、72小时等。
7. 可根据需要在特定时间点采集细胞样本进行进一步的分析。
数据分析
1. 使用显微镜观察Transwell装置中细胞的形态和数量。
2. 可进行荧光染色等方法来评估细胞增殖情况。
3. 对不同时间点的数据进行统计分析，例如计算平均细胞数、生长速率等。
请注意，本文档仅提供了细胞增殖实验（Transwell）的基本操作步骤，具体实验条件和细节需根据实际研究要求进行调整。
参考文献：
[1] Example Reference 1
[2] Example Reference 2。
细胞实验基本操作与实验室要求
次氯酸钙
9~10
次氯酸钠
2
漂白粉 饱和溶液1~2
溴水
10~12
过氧化氢 0.1~1
升汞
70~75
酒精 4~5(mg/L)
抗生素
1
硝酸银
去除难易
易 易 易 易 最易 较难 易 中 较难
消毒时间(min)
5~30 5~30 5~30 2~10 5~15 2~10 0.2~2 30~60 5~30
效果
很好 很好 很好 很好
3．药品存贮和配制仪器设备
4．观察分析仪器设备
显微镜（高倍、倒置、实体解剖和荧光显微镜等） 及配套照相系统、解剖镜、离心机、液氮容器、 恒温箱、精密天平等。
5．其它仪器设备，如流式细胞仪，酶标仪等。
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精选ppt
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精选ppt
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二氧化碳细胞培养箱
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精选ppt
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补充因子浓度补充因子浓度激素和生长因子胰岛素胰高血糖素促卵泡激素生长激素生长调节素c表皮生长因子神经生长因子甲状旁腺激素孕酮睾酮促甲状腺激素释放激素促黄体生长激素释放激素前列腺素f12前列腺素e氢化可的松成纤维生长因子雌二醇510gml0055gml0055gml00505gml1100ngml1100ngml110ngml110ngml1100nmoll110nmoll110ngml110ngml1100ngml1100ngml1100pmoll10100nmoll110ngml110nmoll微量元素和低分子量营养成分na抗坏血酸生育酚维生素a亚麻油酸结合蛋白无脂肪酸牛血清白蛋白转铁蛋白贴壁和铺展因子纤粘蛋白层粘连蛋白冷析球蛋白血清扩散因子胎球蛋白胶原和聚赖氨酸10100nmoll05moll100moll10gl10gl50gl052mgml05100gml01mgml01mgml055mgml055mgml015mgml包盖基质无血清培养基的补充成分4平衡盐溶液两种常用的平衡盐缓冲液
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细胞实验的基本操作方法
细胞实验的基本操作方法可以包括以下步骤：
1. 细胞培养：将待实验的细胞株从冷冻保存中取出，放入无菌培养皿内，并加入适宜的培养基。
设置适当的培养条件，如温度、湿度和二氧化碳浓度等。
定期观察细胞生长情况并进行细胞的传代。
2. 细胞传代：当细胞培养达到一定密度时，将细胞通过酶消化方法从培养皿中取出，然后转移到新的培养皿中重新培养。
该方法可以获得更多的细胞数量，以维持细胞培养的供应。
3. 细胞分离：对于某些实验需要用到单独的细胞的情况，可以采用细胞分离的方法，如通过胰蛋白酶消化细胞外基质、抑制细胞黏附等，使细胞单个分散。
4. 细胞检测：使用显微镜观察细胞的形态变化，细胞生长情况和细胞颜色等。
也可以利用荧光显微镜观察细胞内的特定荧光标记物，如细胞核染色剂、蛋白质荧光探针等。
5. 细胞培养基交换：定期更换细胞培养基，以保持细胞的生长状态和代谢活性。
6. 细胞处理：根据实验需要，在培养皿中添加不同浓度或种类的化合物，如药物、抗生素等，对细胞进行处理。
7. 细胞采集：根据实验需求，利用细胞刮刀、吸球等方法将细胞从培养皿中收集起来。
8. 细胞冻存：将细胞保存在液氮中，以便长时间保存和后续使用。
9. 细胞裂解：对于某些实验需要提取细胞内的特定分子或蛋白质，可以使用细胞裂解液将细胞内组分释放出来。
10. 细胞计数：通过显微镜或细胞计数仪等方法，对细胞数量进行计数和测定。
请注意，具体细胞实验的操作方法可能因不同的实验目的和细胞类型而有所差异，上述仅为一般的基本操作方法。
在进行细胞实验时，应严格遵守相关实验室规范和安全操作指南。