慢病毒转染步骤
慢病毒转染
慢病毒转染
1、实验前一天，以每毫升3-5×10 4个目的细胞接种96孔培养板中的12孔，体积为90ul。
（不使用边上的孔，保持细胞状态良好）
2、感染预实验共分为四组，每组三个不同的MOI：1×108TU/ml、1×107TU/ml、1×106TU/ml
3、实验开始，配备1×108TU/ml、1×107TU/ml、1×106TU/ml，如病毒滴度为1×108TU/ml，取5ul病毒液稀释到45ul的ENi.S.中，在进行一次10被稀释即可。
4、取2ul10mg/mlpolybrene稀释到400ul，备用。
5、将10ul三个不同梯度的病毒加到各组的相应孔中。
6、再设定需要添加polybrene的孔中加入10ulpolybrene稀释液。
7、混匀后继续培养，8-12小时候观察细胞生长状态，并更换为新鲜培养基。
8、感染3-4天后，观察荧光表达情况。
9、通过细胞感染效果，确认目的细胞的感染条件和感染参数。
选取效果最优的一组实验条件按相同的实验方法进行正式转染实验。
慢病毒(过表达)包装步骤
慢病毒（过表达）包装步骤秦超1.转染复苏293T细胞,传2-3代进行转染，转染推荐使用合元公司的慢病毒转染试剂。
转染步骤：（以10cm培养皿为例）⑴最好在铺细胞后20h左右进行转染，控制转染前细胞密度70%—90%，保证细胞处于良好的状态,转染前一小时把一半培养基（约5ml）换成新的（含血清，因为此转染试剂不需换液）。
⑵加psin 10ug，pspax2 10ug，pmd2.g 5ug于800ul opti—mem，混匀⑶加40ul慢病毒转染试剂于800ul opti—mem，混匀，室温静置5min⑷将⑶所得的转染试剂稀释液滴加到⑵所得到的质粒稀释液中，边加边轻轻混匀，室温放置20min⑸取出细胞培养皿，将⑷得到的质粒转染试剂复合体加入到细胞培养基中，前后轻轻推摇使混合均匀，放回培养箱。
2.收毒(36—48h)收毒前如果质粒带有荧光标签可先看一下转染效率，一般达到60%即可.⑴将培养皿中的病毒上清液吸出到15cm离心管中，然后2000rpm离心10min,以沉淀细胞碎片。
⑵取上清用0.22um滤清过滤到浓缩管(用蛋白质浓缩管即可）中。
4000rpm离心至所需体积。
⑶浓缩完毕后，吸出浓缩后的病毒液,按每次的接毒量分装，-80℃冻存。
由于反复冻融会降低慢病毒滴度，因此避免反复冻融。
3.接毒接毒前12-20h铺细胞，使接毒时细胞密度约为40％—50%，务必使用生长状态良好的细胞。
将分装好的慢病毒滴加到细胞中，加polybrene使其终浓度为8ug/ml细胞密度60%—70%时可以再接毒一次。
4.检测及培养细胞系（48h)如果带有荧光标签可直接显微镜看一下感染效率，如需用药杀用puromycin杀三天（对照组完全杀死），剩下的即为基因整合进去的细胞。
如需培养成细胞系,可继续培养。
如果剩下的细胞较少可用高浓度血清，待细胞聚团时用胰酶消化一下，使细胞铺匀。
慢病毒转染实验流程
慢病毒转染实验流程下载温馨提示:该文档是我店铺精心编制而成，希望大家下载以后，能够帮助大家解决实际的问题。
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1. 病毒液与靶细胞准备。
将慢病毒液从-80℃冰箱中取出，置于冰上融化。
贴壁细胞慢病毒转染步骤及方法
贴壁细胞慢病毒转染步骤及方法
一、细胞培养Panc-1 细胞，常规培养使用含10% FBS (GIBCO) 的DMEM 培养基（含1.5 mg/L-Glutamine，100 U/mL penicillin，100 μg/mL Streptomycin) 中，37ºC 5% CO2饱和湿度培养箱中培养。
二、病毒侵染实验材料及试剂DMEM培养基+ 10% FBSPBS（Life Science Products&Services）Trypsin-EDTA Solution (Gibco)24孔板（Corning）Lentivirus-NC 病毒液（GenePharma，1×109 TU/mL）
三、步骤
1. 将状态良好的Panc-1 消化后重悬，取适量细胞接种至24 孔板中，37°C培养箱中过夜；
2. 取阴性对照病毒，按1:10、1:100、1:1000 与DMEM培养基混合稀释，总体积约500 μL，并加入终浓度5 μg/mL Polybrene；
3. 吸去24 孔板中原培养基，换入阴性对照病毒梯度稀释液，37°C培养箱中培养；
4. 24h 后吸去阴性对照病毒稀释液，换入500 μL新鲜培养基，37°C培养箱中培养；
5. 48-96h 于荧光倒置显微镜下观察并记录结果。
悬浮细胞慢病毒转染步骤及方法
悬浮细胞慢病毒转染步骤及方法
实验材料与方法
一、细胞培养人红白血病细胞Kasumi-1，常规培养使用含10% FBS(GIBCO)的RPMI 1640 培养基（Hyclone）（含1.5 mg/L-Glutamine，100 U/mL Penicillin，100 μg/mL Streptomycin) 中，37ºC 5% CO2饱和湿度培养箱中培养。
二、病毒侵染实验材料及试剂
DMEM培养基+ 10% FBSRPMI 1640培养基+10% FBSD-Hank’s Solution96孔板（Corning）24孔板（Corning）Lentivirus-病毒液（GenePharma，1×108 TU/mL）步骤1. 稀释病毒：稀释液（靶细胞维持液培养基）400 μL + 终浓度5 μg/mL Polybrene，将慢病毒原液按1:20、1:10、1:5 加入到稀释液中；
2. 24-well，按4×105 cells/well（根据细胞种类调整），1000 RPM 3min，取细胞沉淀。
将Step 1 中各份病毒稀释液分别与每份细胞沉淀重悬，同时建立对照（blank、negative），37°C 5% CO2中培养；
3. 12~24h 后离心移去细胞侵染后的病毒液，加入0.5 mL 完全培液，37°C 5% CO2过夜
4. 根据细胞状态和类型，如果必要分出1/3~1/5，加入0.5 mL完全培养，继续培养24~48h；荧光倒置显微镜下观察结果。
慢病毒转染原理
慢病毒转染原理慢病毒转染是一种常用的基因转染方法，适用于长期表达外源基因的研究。
慢病毒转染原理主要是利用慢病毒载体将外源基因导入宿主细胞，并将其整合入宿主细胞基因组中，从而实现外源基因的稳定表达。
本文将从慢病毒转染的原理、步骤和应用等方面进行介绍。
慢病毒转染原理。
慢病毒转染的原理主要包括以下几个步骤，首先，将外源基因插入慢病毒载体中，构建成慢病毒表达载体；然后，将慢病毒表达载体转染至包装细胞中，利用包装细胞的辅助病毒蛋白包装慢病毒颗粒；最后，将包装好的慢病毒颗粒用于感染目标细胞，外源基因被整合入宿主细胞基因组中，实现稳定表达。
慢病毒转染步骤。
慢病毒转染的步骤包括慢病毒载体构建、包装细胞培养、病毒颗粒包装和目标细胞感染等。
首先，构建慢病毒表达载体时，需要选择合适的慢病毒载体和适当的启动子，将外源基因插入载体中，并经过序列分析和酶切验证。
其次，包装细胞的培养和病毒颗粒包装是慢病毒转染的关键步骤，需要选择合适的包装细胞系，转染慢病毒表达载体并培养包装细胞，最终收集包装好的慢病毒颗粒。
最后，利用包装好的慢病毒颗粒感染目标细胞，实现外源基因的稳定表达。
慢病毒转染应用。
慢病毒转染在基因功能研究、基因治疗和细胞工程等领域具有广泛的应用。
在基因功能研究中，可以利用慢病毒转染实现基因敲除、过表达和靶向修饰等，进而研究基因在生理和病理过程中的功能。
在基因治疗中，慢病毒转染可以用于治疗遗传性疾病、肿瘤和传染病等，为基因治疗提供了重要的技术支持。
在细胞工程中，慢病毒转染可以用于改良细胞系，提高细胞的表达稳定性和产量，满足生物制药和工业生产的需要。
总结。
慢病毒转染是一种重要的基因转染方法，具有稳定、高效、广泛应用等特点。
通过慢病毒转染，可以实现外源基因在宿主细胞中的稳定表达，为基因功能研究、基因治疗和细胞工程等领域提供了重要的技术支持。
因此，深入理解慢病毒转染的原理和步骤，对于开展相关研究具有重要的意义。
慢病毒转染操作
一、慢病毒转染贴壁细胞实验方法
1、慢病毒转染前18-24小时，将贴壁细胞以1×10^5/孔铺到24孔板中。
使细胞在慢病毒转染时的数量为2×10^5/孔左右。
2、第二天，用含有6 μg/ml polybrene的2ml新鲜培养基替换原培养基，加入适量病毒悬液。
37℃孵育。
3、(对polybrene毒性敏感的细胞选作此步骤)4小时后加入2ml新鲜培养基以稀释polybrene。
4、继续培养24小时，用新鲜培养基替换含有病毒的培养基。
5、继续培养。
如果慢病毒含有荧光蛋白，一般转染48小时后可见明显荧光表达，72小时后更加明显。
如需FACS检测转染效率，可在转染后72-96小时进行。
如果慢病毒含有抗性基因并且需要加药筛选，可以在转染3-4天后开始加药。
二、慢病毒转染悬浮细胞实验方法
1、在2×10^5/ml悬浮细胞中加入polybrene至6 μg/ml和适量病毒，充分混匀。
37℃孵育。
或者150g室温离心4小时(选作，部分难转染的细胞系采用此步骤可以提高转染效率)。
2、(对polybrene毒性敏感的细胞选作此步骤)4小时后(或离心结束后)加入等体积新鲜培养基以稀释polybrene。
3、继续培养3-4天。
中间视细胞生长情况可传代或换液。
慢病毒包装及质粒转染手册
使用Fugene进行慢病毒包埋步骤
注意：所有操作必须在BSL-2实验室环境进行
第一节：制作慢病毒存储液
293FT细胞的培养：细胞每周按照1:4 - 1:6的比例传代3次，保持其融合度在50%以下
第1天293FT铺板
以30%融合度左右进行10cm皿铺板，37°C, 5% CO 2条件下培养24小时
第2天转染
本实验中pcmv△R8.91:PLP-VSVG :DNA=2:2:2, Total DNA:PEI=1:3
2. 试管2：对每管的转染试剂，加入570ul Opti-MEM,将30ul Fugene加入试管正中
心，避免接触任何管壁，轻轻振荡（不能使用移液器），室温下孵育5min.
3. 将加入Opti-MEM- Fugene混合液加入试管1(DNA)，轻轻震荡混匀。
4．短暂离心使管壁液体流下。
5.室温下孵育15分钟
6. 15分钟后，将Optimem/DNA/Fugene加入细胞，摇动培养皿混匀。
7. 37°C, 5% CO 2培养过夜（12-16小时）
第3天换液
第4天。
慢病毒感染细胞具体方法及详细步骤
慢病毒感染细胞具体方法及详细步骤
材料和试剂
1. 6 cm细胞培养皿(Fiosher).
2. 人类或小鼠细胞系，细胞试验所需要的生长培养基。
3. 凝聚胺(海美溴铵; Sigma H 9268)
4. 合适的选择性抗生素。
仪器
1. 细胞培养箱
步骤
慢病毒感染方法应该根据不同的细胞系和以细胞为基础的试验来进行优化。
例如，下列的参数应该在大规模的感染之前进行优化，以确定一个实验的最适条件：
1) 细胞种植密度
2) 慢病毒的数量
3) 嘌呤霉素的浓度
4) 感染时间
2. 在6cm培养皿中种植适当密度的细胞，每孔体积6ml。
1) 贴壁细胞：转染前1天种植细胞
2) 悬浮细胞：转染当天种植细胞，培养基中需要含有凝聚胺。
3. 细胞中加入病毒:
1) (贴壁细胞):弃掉培养基，加入新鲜的含有凝聚胺的培养基。
或者，弃掉部分培养基并且补充含有凝聚胺的培养基。
调整体积和凝聚胺的浓度，使得凝聚胺的终浓度为8ug/ml。
4. 病毒感染:
1) 孵育细胞过夜。
2) 感染后24h更换培养基。
弃掉培养基，换入6ml新鲜的培养基。
如果需要抗生素选择，则使用含有抗生素的新鲜培养基。
注意：嘌呤霉素的浓度应该根据每种细胞系来进行优化；常用的浓度范围为：2-5 μg/mL.
5. 孵育细胞，根据需要每隔几天更换培养基(如果需要，则要含有抗生素) 。
孵育时间的长短主要依赖于感染后的试验。
慢病毒转染PROTOCOL
慢病毒转染PROTOCOL第一天病毒感染前24 小时将细胞置于12 孔板。
加入 1 ml 适当的完全培养基（含有血清和抗生素）孵育过夜。
在传染当天细胞应该达到约50％平铺（Day 2）。
注意：也可用其它型号培养板转导。
这样需要根据孔径或培养板调节细胞量。
第二天准备完全培养基和Polybrene? (sc-134220) 混合物，Polybrene 终浓度为：5 μg/ml。
移去培养基并添加1 ml Polybrene/培养基混合物于每孔中（适用于12 孔板）。
注意：Polybrene 是一种聚阳离子，可以中和电荷以促进假病毒外壳与细胞膜的作用。
Polybrene 最佳浓度因不同细胞株而异并应根据经验而定（通常范围为2-10 μg/ml）。
过长时间暴露于Polybrene （> 12 小时）可对某些细胞产生毒性作用。
在室温下溶化慢病毒颗粒，使用前轻轻混匀。
培养液中加入shRNA 慢病毒颗粒以感染细胞。
轻轻振动培养板使其混匀并孵育过夜。
病毒颗粒使用量因细胞株的特点而有较大不同。
注意：溶化的shRNA 慢病毒颗粒置于冰上。
反复冻溶或长时间将病毒颗粒暴露于常温可使病毒效价降低。
注意：当你是第一次转导shRNA 慢病毒结构进入细胞，我们建议你用几个不同剂量的shRNA 慢病毒颗粒。
此外，我们建议你用一孔shRNA 慢病毒颗粒转导的细胞作对照（sc-108080）。
注意：用copGFP 对照慢病毒颗粒：sc-108084 观察转导效率。
第三天移去培养液并添加1 ml 完全培养基（不含Polybrene）。
孵育细胞过夜。
第四天欲选择稳定表达shRNA 的克隆，根据细胞类型不同将其分成1:3 到1:5 并继续在完全培养基中孵育24-48 小时。
第五－六天及以后用Puromycin dihydrochloriede (sc-108071) 筛选稳定表达shRNA 的克隆。
Puromycin 筛选法：用足够剂量的Puromycin 杀死非转导的细胞。
慢病毒转染原理
慢病毒转染原理慢病毒转染是一种使用病毒来传播特定基因的技术，是生物工程应用与研究的重要技术之一，具有广泛的应用领域。
慢病毒转染指的是将外源基因特异性地转染到宿主细胞中，通过利用慢病毒扩散的能力，从而促进基因的表达。
慢病毒转染通常包括：（1）获取载体和转染感兴趣的目标基因；（2）预先在质粒中构建特异性包合体；（3）将此质粒与病毒膜融合，从而制备慢病毒载体；（4）移植所获慢病毒载体到宿主细胞，由此开启转染过程，最后完成基因的表达。
慢病毒转染的具体步骤有：（1）质粒构建：首先，在可编辑的微型重组质粒中准备质粒DNA。
质粒DNA的构建一般由多个子部分组成，包括目标基因和启动子-表达尾序列等。
启动子-表达尾序列是控制基因表达水平的重要位点，启动子负责基因转录的起始，表达尾序列则参与基因识别及基因表达的正常运转。
（2）质粒载体融合：将构建好的质粒转染到慢病毒膜中，使其分离出慢病毒载体。
慢病毒载体是一类利用慢病毒传播外源基因的重要工具，由慢病毒膜表示的特异性配体在外源基因介导下特异性的融合，形成慢病毒载体，此慢病毒载体则有助于外源基因的把握及转染。
将挑选好的慢病毒载体转染到宿主细胞中，注入体内，在此过程中，外源基因和慢病毒膜进入宿主细胞，开始与宿主细胞相互作用。
当宿主细胞受到诱导时，慢病毒膜即发生膜融合并释放外源基因，基因转染开始，外源基因进入宿主细胞，并以慢病毒形式扩散，使病毒的表达物最终表达出来，形成所需的目的基因产物。
慢病毒转染是一类利用病毒传播外源基因的重要技术，已经在基因工程、实验室表达、转基因生物技术、基因治疗等研究方面发挥了重要作用，为基因工程技术提供了重要理论依据和技术支持。
慢病毒转染技术已被广泛地应用于各个领域，在医疗和药物研发方面取得了重要的成果，在包括基因治疗在内的生物技术的发展中起着重要的作用。
慢病毒包装实验流程介绍
慢病毒包装实验流程介绍
慢病毒包装流程：
1、载体质粒与系统质粒共转染293T细胞。
2、收集48~72h的细胞上清液。
3、超速离心纯化浓缩。
4、纯化分装。
5、滴度检测。
慢病毒包装具体实验步骤如下：
一、质粒转染
1、转染前，依次准备好转染试剂、Opti-MEM培养基、目的质粒、骨架质粒、EP管。
2、然后，配置质粒和OMEM的混合液。
3、配置转染试剂和OMEM的混合液。
4、轻轻混匀，静置5min。
5、将配好的质粒与转染试剂混合后形成转染体系。
6、轻轻混匀，静置20min。
7、从培养箱中取出10cm培养皿，弃去培养液，更换为OMEM 培养液。
8、转染，轻轻混匀。
9、在培养皿盖上做好标记，放回培养箱继续培养。
10、转染后6-8h，更换为新鲜的DMEM培养基。
11、转染后次日，显微镜下观察转染效率。
12、转染后48h，收集上清液于干净的50ml离心管中。
13、加入新鲜的DMEM培养基，继续培养。
14、转染后72h，再次收集上清液。
二、浓缩纯化
1、将收集好的上清液离心，弃去细胞碎片。
2、用0.22μm滤膜过滤，分装到超速离心管中。
3、超速离心。
4、离心结束后，将所收获的病毒颗粒重新悬浮，于4℃冰箱中溶解，过夜。
5、次日，再次将溶解后的病毒过滤、分装、入库。
慢病毒感染敲低细胞-傅锦林
慢病毒感染敲低细胞-傅锦林
慢病毒感染敲低流程
一、慢病毒包装
1．复苏293T细胞于10cm皿中，传至第3-4代。
2．转染病毒包装质粒（PEI转染）：
（1）转染前2小时换无血清培养基。
（2）质粒DNA稀释至1mlDMEM中，枪头吹匀（8μg shRNA 和各4μg pMDLg/pRRE, RSV-Rev, CMV-VSVG）。
（3）20μL PEI稀释至1mlDMEM中，用枪头缓慢吹匀，室温放置5min。
（4）DNA稀释液加到PEI稀释液中，缓慢吹匀,室温放置5min。
（5）DNA和PEI混合液加入到10cm皿293T细胞中，摇匀后于培养箱培养。
（6）4h后换有血清培养基。
3. 48h 和72h收集病毒液，保存于4度冰箱。
合并病毒液，3000rpm 离心10min取上清，0.45μm滤膜过滤，收集滤液。
二、病毒感染筛选
1．复苏HELA细胞于10cm皿中，传至2-3代。
2．细胞大约70%汇合度时，换8μg/ml polybrene的新鲜培养基，加2ml病毒液。
3．培养12h后继续感染（同2）。
4．感染后48h加puromycin至终浓度为3μg/ml。
5．感染后72h传代，继续使用puromycin筛选一代。
6．进行Western检验及其他试验。
傅锦林11.4。
慢病毒使用操作手册
慢病毒使用操作手册简介：慢病毒（Lentivirus）是一种常用于生命科学研究中的病毒载体，其具有较强的基因转染能力和稳定的基因表达特性。
本操作手册旨在向研究者提供一个详细的慢病毒使用指南，帮助他们顺利进行慢病毒基因转染实验并获得准确可靠的研究结果。
一、慢病毒基本原理慢病毒属于反转录病毒，其基因组为单链RNA。
慢病毒在寄主细胞内通过逆转录过程将RNA转录为DNA，随后将DNA插入宿主基因组中。
这使得慢病毒成为将外源基因稳定集成到宿主基因组中的理想工具。
二、慢病毒使用前准备1. 实验室条件准备：确保工作台面干净整洁，并准备好所需的培养物、培养器具和试剂。
2. 慢病毒载体制备：根据实验需要，选择合适的慢病毒载体，并通过慢病毒包装系统将目标基因插入载体中。
三、慢病毒转染实验步骤1. 细胞培养：将目标细胞接种在培养皿中，并选择合适的培养基进行细胞培养。
2. 慢病毒感染：将预制的慢病毒悬液加入培养皿中，控制感染浓度和时间，以实现最佳的感染效果。
3. 筛选标记：根据实验需要，在感染后适当的时间点添加筛选标记物，如抗生素或荧光标记剂。
4. 选择和扩增：将受筛选标记影响的细胞单克隆分离，扩增和保存。
5. 验证表达：使用合适的实验方法，如western blot或PCR等，来确认目标基因的表达情况。
6. 结果分析：对实验结果进行统计学分析，并绘制适当的图表。
四、注意事项和常见问题解决方案1. 实验前应认真阅读文献，了解慢病毒的基本原理和实验操作流程。
2. 制备慢病毒载体时，应仔细验证目标基因的序列和正确插入。
3. 慢病毒感染时应注意控制感染浓度和时间，避免细胞毒性和非特异性感染。
4. 筛选标记物的选择应根据实验需要和细胞类型进行合理选择。
5. 实验过程中，注意严格遵守实验室安全和生物安全操作规范。
6. 常见问题解决方案：如遇到感染效率低或细胞毒性问题，可以尝试优化感染条件或调整细胞培养条件。
如果基因表达不稳定，可以尝试选择合适的筛选标记物或优化基因载体。
慢病毒转染原理
慢病毒转染原理
慢病毒转染是一种常用的基因传递技术，它利用慢病毒病毒粒子作为载体将目标基因导入靶细胞。
慢病毒是一类特殊的病毒，具有较高的感染效率和稳定的基因表达能力，因此被广泛应用于基因转染领域。
慢病毒转染的基本原理可以分为以下几个步骤：
1. 构建慢病毒载体：首先，将目标基因插入到慢病毒载体的适当位点上。
慢病毒载体通常包括了病毒的基因组结构，例如表达型蛋白、包装型蛋白等。
2. 包装慢病毒：将构建好的慢病毒载体导入特定细胞系，并通过培养和传代扩增病毒。
这些细胞会产生足够多的慢病毒病毒颗粒。
3. 收集病毒颗粒：从培养基中收集慢病毒病毒颗粒。
通常，病毒颗粒可以通过浓缩和超速离心等方法获得。
4. 转染靶细胞：将收集到的病毒颗粒加入待转染的靶细胞培养基中。
病毒颗粒会与细胞表面的受体结合，进入细胞。
5. 病毒基因组整合到靶细胞基因组：一旦进入细胞内，慢病毒会释放出自己的遗传物质，包括病毒基因组RNA和逆转录酶。
逆转录酶能够将病毒基因组的RNA逆转录成DNA，并将其整合到宿主细胞的染色体上。
从而实现病毒基因的稳定表达。
综上所述，慢病毒转染是一种利用慢病毒病毒粒子作为载体将基因导入到靶细胞的技术。
通过包装慢病毒病毒颗粒，并与靶细胞进行转染，实现了基因的稳定表达。
这种技术在基因治疗、基因功能研究等领域具有重要的应用价值。
慢病毒转染实验流程
慢病毒转染实验流程英文回答：Lentiviral Transduction Protocol.Materials:Lentiviral vector.Target cells.Transfection reagent (e.g., Polybrene)。
Culture medium.Selection reagent (optional)。
Procedure:1. Prepare virus and target cells:Thaw the lentiviral vector and aliquot it into appropriate volumes for your experiment.Count and prepare the target cells at a suitable density for transduction.2. Add the transfection reagent:Add the transfection reagent (e.g., Polybrene) to the virus-containing solution according to the manufacturer's instructions. Incubate for the recommended time.3. Incubate virus with cells:Add the virus solution to the target cells and incubate for 24-72 hours. The optimal incubation time may vary depending on the target cell type and lentiviral vector used.4. Remove virus and select for transduced cells:Remove the virus-containing medium and wash the cells with fresh culture medium.If desired, select for transduced cells using an appropriate selection reagent (e.g., antibiotic resistance marker or fluorescent protein).5. Culture and analyze transduced cells:Culture the transduced cells in the appropriate medium and conditions.Analyze the cells for transduction efficiency and transgene expression using methods such as flow cytometry, microscopy, or Western blotting.Additional Notes:Optimization of the transduction protocol may be necessary for different target cell types and lentiviral vectors.Safety precautions should be taken when handling lentiviral vectors, as they contain potentially infectious material.The use of a spin infection protocol can enhance transduction efficiency.Transduction can be scaled up or down as needed by adjusting the volumes used.中文回答：慢病毒转染实验流程。
聚凝胺(Polybrene)慢病毒转染的步骤及方法
聚凝胺（Polybrene）慢病毒转染的步骤及方法Polybrene（聚凝胺）是一种多聚阳离子聚合物，常用于哺乳动物细胞的DNA 转染实验以增强脂质体的转染效率。
Polybrene 目前广泛用于逆转录病毒及慢病毒介导的基因转染，作用机理可能是通过中和细胞表面唾液酸与病毒颗粒之间的静电排斥从而促进吸附作用。
Polybrene 也是一种有名的抗肝素剂（肝素拮抗剂），常用来生产非特异性凝集的红细胞。
另外Polybrene 也多用于蛋白测序，因为小剂量的Polybrene 在自动测序分析中可明显改善多肽的降解现象。
使用方法（仅供参考））：：实验1：逆转录病毒感染（Retroviral Infection）（1）重组逆转录病毒原液的制备：取5ml 生长培养基加入约含单层转染逆转录包装细胞的100mm培养盘内。
孵育24h 后，吸去培养液并用0.45μm 滤器过滤。
（2）待感染细胞的培养：100mm 培养盘内加入10ml 完全培养基，细胞密度约为5×10 5 /盘。
（3）病毒感染：细胞培养24h 后，吸去完全培养液。
用含polybrene 的2ml 病毒上清（或将病毒原液稀释到2ml）感染细胞，polybrene 的终浓度为5μg-10μg/ml。
37°C 孵育3-6h。
（4）收集病毒颗粒：加入8ml 完全培养基。
感染3 天后，按照1:5 的比例用选择培养基裂解细胞。
实验2：转染（1）完全生长培养基培养细胞,培养细胞密度约50%；（2）孵育细胞18-24h 后准备DNA-培养基-Polybrene 混合液，按如下操作制备混合液：①添加完全培养基（60mm 培养皿2ml，100mm 培养皿3ml）37°C 预热；②添加10ng~10µg 质粒轻轻混匀；③加入Polybrene至终浓度为5μg-10μg/ml。
轻轻混匀。
以上每个成分需要按顺序加入。
（3）去除培养基，在细胞中加入DNA-培养基-Polybrene 溶液，在37°C 孵育细胞6-20h。
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转染法步骤：
1分至适宜浓度的细胞到六孔板中，次日细胞应30%~50%融合
2.第二天，吸掉板中的生长培养基并加入新的含聚凝胺的培养基，加入适当数量的病毒于细胞中（见“决定慢病毒效价”部分），每孔溶液终体积为3ml
注意：考虑到细胞在自旋过程中不一定能完全被培养基覆盖，不推崇减少六孔板中的溶液终体积。
调整孔中聚凝胺的终浓度为8mg/ml.通过涡旋六孔板轻轻地混合培养基，病毒以及聚凝胺。
3.为减少自旋-转染过程中悬浮物质的形成以及孔与孔之间液体接触的情况发生，用无菌微孔密封膜封闭六孔板（直接盖在板上），封闭好后，再在密封膜上加上一层未经灭菌的密封箔，最后盖上六孔板盖。
4.在标准的组织培养离心机中，37°C，2250rpm（1200g）条件下自旋-转染细胞60min.
5.一自旋-转染后就移走密封膜和密封箔，将孔中原有的培养基换为新鲜的生长培养基（每孔2ml就足够）
6.转染24h后，吸掉孔中的培养基并每孔加入新鲜的含有嘌呤霉素的2ml生长培养基。
注意：嘌呤霉素的浓度应被每个细胞株充分利用，一般规定在1-5μg/mL
7.进一步的培养时间主要取决于细胞株的类型以及转染后的实验分析。
通常，嘌呤霉素筛选细胞需要大约48h。
下面推荐的是结合给定的细胞株和分析实验来得到的嘌呤霉素筛选
时间
>转染后实验分析嘌呤霉素筛选细胞时间> mRNA knockdown (qPCR) 2+ days
> Protein knockdown (Western) 3+ days
> Phenotypic assay 表型分析3+ days
8.检测目的感染细胞的表面分子。