考马斯亮蓝法测定可溶性蛋白
考马斯亮蓝法测定实验报告
考马斯亮蓝法测定苹果组织微量可溶性蛋白含量吴凡郭梦雨摘要:本实验以苹果果肉为研究对象，采取考马斯亮蓝比色法测定蛋白质的吸光度值，通过对果实可溶性蛋白提取缓冲液、缓冲液浓度、pH值、外源添加物对果肉可溶性蛋白提取效率的影响的研究，优化苹果果实可溶性蛋白含量测定方法，以期优化果实可溶性蛋白测定条件，为客观反映果实可溶性蛋白水平提供一种可行的方法。
结果说明：外源添加PVP和EDTA以是苹果可溶性蛋白提取率的主要影响因素。
实验最终确定的提取条件为0.1mol/L pH9.0 Tris-HCl提取缓冲液(含1mmol/L EDTA和1% PVP),此条件下苹果果实可溶性蛋白的有效测定含量为34.93%。
关键词：苹果、考马斯亮蓝法、Tris-HCl缓冲液、外援添加物1 实验局部1.1 实验原理果蔬可溶性蛋白质含量(soluble protein content)是一个重要的生理生化指标，也是果蔬品质和营养的重要评价指标之一。
许多可溶性蛋白是构成果蔬中酶的重要组成局部，参与果蔬多种生理生化代过程的调控，与果蔬的生长发育、成熟衰老，抗病性、抗逆性密切相关。
考马斯亮蓝G-250在酸性游离状态下呈棕红色，最大光吸收在465nm，当它与蛋白质结合后变为蓝色，最大光吸收在595nm。
在一定的蛋白质浓度围，蛋白质-染料复合物在波长为595nm处的光吸收与蛋白质含量成正比，通过测定595nm处光吸收的增加量可知与其结合蛋白质的量。
蛋白质与考马斯亮蓝G-250结合在2min左右的时间到达平衡，完成反响十分迅速；其结合物在室温下1h保持稳定。
该法是1976年Bradford建立，试剂配制简单，操作简便快捷，反响非常灵敏，灵敏度高，可测定微克级蛋白质含量，测定蛋白质浓度围为0～1 000μg/mL，最小可测2.5μg/mL蛋白质，是一种常用的微量蛋白质快速测定方法。
但该方法线性围窄，需要选择适宜的提取缓冲液及缓冲液浓度、pH值和外源添加物等，以使测定方法有较高的灵敏度，测定值与真值相近。
实验28 植物体内可溶性蛋白质含量的测定
实验28 植物体内可溶性蛋白质含量的测定植物体内的可溶性蛋白质大多数是参与各种代谢的酶类，测其含量是了解植物体总代谢的一个重要指标。
在研究每一种酶的作用时，常以比活（酶活力单位／mg蛋白）表示酶活力大小及酶制剂纯度。
因此，测定植物体内可溶性蛋白质是研究酶活的一个重要项目。
常用测定方法有Lowry法和考马斯亮蓝G-250染料结合法。
本实验将分别介绍这两种方法。
一、考马斯亮蓝法【原理】考马斯亮蓝G-250测定蛋白质含量属于染料结合法的一种。
考马斯亮蓝G-250在游离态下呈红色，当它与蛋白质的疏水区结合后变为青色，前者最大光吸收在465nm，后者在595nm。
在一定蛋白质浓度范围内（0～100μg/ml），蛋白质－色素结合物在595nm波长下的光吸收与蛋白质含量成正比。
故可用于蛋白质的定量测定。
蛋白质与考马斯亮蓝G-250结合在2min左右的时间内达到平衡，完成反应十分迅速，其结合物在室温下1h内保持稳定。
该反应非常灵敏，可测微克级蛋白质含量，所以是一种比较好的蛋白质定量法。
【仪器与用具】分光光度计，10ml量筒1支；研体；10ml容量瓶1支；1ml刻度吸管3支；10ml具塞刻度试管14支。
【试剂】（1）牛血清白蛋白配成1000μg/ml和100μg/ml；（2）考马斯亮蓝G-250：称取100mg考马斯亮蓝G-250溶于50ml 90%乙醇中，加入85%（W/V）磷酸100ml，最后用蒸馏水定容至1000ml。
此溶液在常温下可放置一个月；（3）90%乙醇；（4）磷酸（85%，W/V）。
【方法】1.标准曲线的绘制（1）0～100μg/ml标准曲线的制作取6支试管，按表28-1数据配制0～100μg/ml 血清白蛋白液各1ml。
准确吸取所配各管溶液0.1ml，分别放入10ml具塞试管中，加入5ml 考马斯亮蓝G-250试剂，盖塞，反转混合数次，放置2min后，在595nm下比色，绘制标准曲线。
表28-1 配制0～100μg/ml血清白蛋白液管号 1 2 3 4 5 6100μg/ml牛血清蛋白量(ml)蒸馏水量(ml)蛋白质含量(mg)1.00.20.80.020.40.60.040.60.40.060.80.20.081.00.10（2）0～1000μg/ml标准曲线的制作另取6支试管，按表28-2数据配制0～1000μg/ml牛血清白蛋白溶液各1ml。
考马斯亮蓝法测定(实验报告)
考马斯亮蓝法测定苹果组织微量可溶性蛋白含量吴凡郭梦雨摘要:本实验以苹果果肉为研究对象，采取考马斯亮蓝比色法测定蛋白质的吸光度值，通过对果实可溶性蛋白提取缓冲液、缓冲液浓度、pH值、外源添加物对果肉可溶性蛋白提取效率的影响的研究，优化苹果果实可溶性蛋白含量测定方法，以期优化果实可溶性蛋白测定条件，为客观反映果实可溶性蛋白水平提供一种可行的方法。
结果表明：外源添加PVP和EDTA以是苹果可溶性蛋白提取率的主要影响因素。
实验最终确定的提取条件为0.1mol/L pH9.0 Tris-HCl提取缓冲液(内含1mmol/L EDTA和1% PVP),此条件下苹果果实可溶性蛋白的有效测定含量为34.93%。
关键词：苹果、考马斯亮蓝法、Tris-HCl缓冲液、外援添加物1 实验部分1.1 实验原理果蔬可溶性蛋白质含量(soluble protein content)是一个重要的生理生化指标，也是果蔬品质和营养的重要评价指标之一。
许多可溶性蛋白是构成果蔬中酶的重要组成部分，参与果蔬多种生理生化代谢过程的调控，与果蔬的生长发育、成熟衰老，抗病性、抗逆性密切相关。
考马斯亮蓝G-250在酸性游离状态下呈棕红色，最大光吸收在465nm，当它与蛋白质结合后变为蓝色，最大光吸收在595nm。
在一定的蛋白质浓度范围内，蛋白质-染料复合物在波长为595nm处的光吸收与蛋白质含量成正比，通过测定595nm处光吸收的增加量可知与其结合蛋白质的量。
蛋白质与考马斯亮蓝G-250结合在2min左右的时间内达到平衡，完成反应十分迅速；其结合物在室温下1h 内保持稳定。
该法是1976年Bradford建立，试剂配制简单，操作简便快捷，反应非常灵敏，灵敏度高，可测定微克级蛋白质含量，测定蛋白质浓度范围为0～1 000μg/mL，最小可测2.5μg/mL蛋白质，是一种常用的微量蛋白质快速测定方法。
但该方法线性范围窄，需要选择适宜的提取缓冲液及缓冲液浓度、pH值和外源添加物等，以使测定方法有较高的灵敏度，测定值与真值相近。
(完整word版)可溶性蛋白质含量的测定
植物体内可溶性蛋白质含量的测定方法:考马斯亮蓝G－250染色法1.原理：考马斯亮蓝G－250测定蛋白质含量属于染料结合法的一种。
考马斯亮蓝G－250在游离状态下呈红色，在稀酸溶液中，当它与蛋白质的疏水区结合后变为青色，前者最大光吸收在465nm,后者在595nm。
在一定蛋白质浓度范围内（1～100μg)，蛋白质与色素结合物在595nM波长下的光吸收与蛋白质含量成正比，故可用于蛋白质的定量测定.蛋白质与考马斯亮蓝G－250结合在2min左右的时间内达到平衡，完成反应十分迅速，其结合物在室温下1h内保持稳定。
该反应快速灵敏、易于操作、干扰物质少（考马斯亮蓝G－250和蛋白质通过范德华力结合，受蛋白质的特异性影响较小,除组蛋白外，其他不同种类蛋白质染色强度差异不大)，可测定微克级蛋白质含量，是一种比较好的蛋白质定量法。
但此方法也存在其缺点，考马斯亮蓝在蛋白质含量很高时线性关系偏低，且不同来源蛋白质与色素结合状况有差异。
2.仪器：721分光光度计;10ml量筒1个；研钵；烧杯；量瓶;移液管；1ml3支;5ml3支；10ml 具塞刻度试管14支。
3.试剂:90乙醇％(无水乙醇20瓶以下8元1瓶,每瓶500ml)；85%磷酸（500ml磷酸标准溶液0。
1mol/ml，16元钱1瓶)；考马斯亮蓝G－250（80元钱1瓶，1瓶10g）；牛血清白蛋白。
考马斯亮蓝G－250溶液：称取100μg考马斯亮蓝G－250,溶50ml90％乙醇，85%的磷酸100ml，最后用蒸馏水定容到1000ml，贮放在棕色瓶中，此溶液在常温下可放置1个月。
4。
标准曲线的绘制4.1、0～100μg/ml标准曲线的制作:取6支试管，按表1数据配制0～100μg/ml血清白蛋白液各1ml.准确吸取所配各管溶液0。
1ml，分别放入10ml具塞试管中，加入5ml考马斯亮蓝G—250试剂，盖塞,反转混合数次，放置2min后,在595nm下比色，绘制标准曲线。
考马斯亮蓝法测定(实验报告)
考马斯亮蓝法测定苹果组织微量可溶性蛋白含量吴凡郭梦雨摘要:本实验以苹果果肉为研究对象，采取考马斯亮蓝比色法测定蛋白质的吸光度值，通过对果实可溶性蛋白提取缓冲液、缓冲液浓度、pH值、外源添加物对果肉可溶性蛋白提取效率的影响的研究，优化苹果果实可溶性蛋白含量测定方法，以期优化果实可溶性蛋白测定条件，为客观反映果实可溶性蛋白水平提供一种可行的方法。
结果表明：外源添加PVP和EDTA以是苹果可溶性蛋白提取率的主要影响因素。
实验最终确定的提取条件为0.1mol/L pH9.0 Tris-HCl提取缓冲液(内含1mmol/L EDTA和1% PVP),此条件下苹果果实可溶性蛋白的有效测定含量为34.93%。
关键词：苹果、考马斯亮蓝法、Tris-HCl缓冲液、外援添加物1 实验部分1.1 实验原理果蔬可溶性蛋白质含量(soluble protein content)是一个重要的生理生化指标，也是果蔬品质和营养的重要评价指标之一。
许多可溶性蛋白是构成果蔬中酶的重要组成部分，参与果蔬多种生理生化代谢过程的调控，与果蔬的生长发育、成熟衰老，抗病性、抗逆性密切相关。
考马斯亮蓝G-250在酸性游离状态下呈棕红色，最大光吸收在465nm，当它与蛋白质结合后变为蓝色，最大光吸收在595nm。
在一定的蛋白质浓度范围内，蛋白质-染料复合物在波长为595nm处的光吸收与蛋白质含量成正比，通过测定595nm处光吸收的增加量可知与其结合蛋白质的量。
蛋白质与考马斯亮蓝G-250结合在2min左右的时间内达到平衡，完成反应十分迅速；其结合物在室温下1h 内保持稳定。
该法是1976年Bradford建立，试剂配制简单，操作简便快捷，反应非常灵敏，灵敏度高，可测定微克级蛋白质含量，测定蛋白质浓度范围为0～1 000μg/mL，最小可测2.5μg/mL蛋白质，是一种常用的微量蛋白质快速测定方法。
但该方法线性范围窄，需要选择适宜的提取缓冲液及缓冲液浓度、pH值和外源添加物等，以使测定方法有较高的灵敏度，测定值与真值相近。
可溶性蛋白
可溶性蛋白含量的测定一：原理考马斯亮蓝G－250(GooMAssIe BrIllIAnT Blue G－250)测定蛋白质含量属于染料结合法的一种。
考马斯亮蓝G－250 在游离状态下呈红色，在稀酸溶液中，当它与蛋白质的疏水区结合后变为青色，前者最大光吸收在465nM，后者在595nM。
在一定蛋白质浓度范围内(1～100?g)，蛋白质与色素结合物在595nM 波长下的光吸收与蛋白质含量成正比，故可用于蛋白质的定量测定。
蛋白质与考马斯亮蓝G－250 结合在2Min 左右的时间内达到平衡，速完成反应十分迅，其结合物在室温下1H 内保持稳定。
该反应快速灵敏(灵敏度比ＦolIn－酚法还高4 倍)、易于操作、干扰物质少(考马斯亮蓝G－250 和蛋白质通过范德华力结合，受蛋白质的特异性影响较小，除组蛋白外，其他不同种类蛋白质染色强度差异不大)，可测定微克级蛋白质含量，是一种比较好的蛋白质定量法。
但此方法也存在其缺点，考马斯亮蓝在蛋白质含量很高时线性关系偏低，且不同来源蛋白质与色素结合状况有差异。
二：试剂1：标准蛋白质溶液：用牛血清白蛋白配成含蛋白质100?g／Ml 的标准蛋白溶液;（可不要）2：90％乙醇；:85％磷酸(W／V)；3：考马斯亮蓝G－250 溶液：称取100?g 考马斯亮蓝G－250，溶于50Ml 90 ％乙醇中，加入85％的磷酸100Ml，最后用蒸馏水定容到1000Ml，贮放在棕色瓶中，此溶液在常温下可放置1 个月。
三：方法1:称取鲜样0.5g，用5ml 蒸馏水或缓冲液研磨提取，再用5ml 蒸馏水洗涤，转入到10ml 的试管中。
4000rpm 离心20m. 2:吸取样品提取液 1.0ml，放入具塞试管中(每个样品设置两个重复)，加入5ml 考马斯亮蓝G－250 溶液，充分混合，放置2Min 后在595nM 下比色，记录吸光值，并通过标准曲线查得蛋白质含量(只需知道相对含量即可)。
**标准曲线：四：结果用光吸收值来表示相对含量。
考马斯亮蓝法测定可溶性蛋白
考马斯亮蓝法测定可溶性蛋白质含量原理：考马斯亮蓝G-250(Coomassie brilliant blue G-250)测定蛋白质含量属于染料结合法的一种。
该染料在游离状态下呈红色，在稀酸溶液中当它与蛋白质的疏水区结合后变为青色，前者最大光吸收在465nm，后者在595nm在一定蛋白质浓度范围内（1-1000µg），蛋白质与色素结合物在595nm波长下的吸光度与蛋白质含量成正比，故可用于蛋白质的定量测定。
考马斯亮蓝G-250于蛋白质结合反应十分迅速，2min左右即达到平衡。
其结合物在室温下1h内保持稳定。
此法灵敏度高，易于操作，干扰物质少，是一种比较好的定量法。
其缺点是在蛋白质含量很高时线性偏低，且不同来源蛋白质与色素结合状况有一定差异。
材料、仪器设备及试剂1、材料小麦叶片、马铃薯块茎、或其他植物材料2、仪器设备分光光度计、研钵、烧杯、移液管3、试剂（1）标准蛋白质溶液：100µg·Ml-1牛血清白蛋白：称取牛血清白蛋白25mg，加水溶解并定容至100ml,吸取上述溶液40ml，用蒸馏水稀释至100ml即可。
（2）考马斯亮蓝G-250溶液：称取100mg考马斯亮蓝G-250，溶于50ml90%乙醇中，加入100ml85%（W/V）的磷酸，再用蒸馏水定容到1L，贮于棕色瓶中，常温下可保存一个月。
方法：1、标准曲线的绘制取6支具塞试管，按表加入试剂。
混合均匀后，向各管中加入5ml考马斯亮蓝G-250溶液，摇匀，并放置5min左右，在595nm下比色测定吸光度。
以蛋白质浓度为横坐标，以吸光度为纵坐标绘制标准曲线。
管号 1 2 3 4 5 6 标准蛋白质（ml） 0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 蒸馏水量（ml）1.0 0.8 0.6 0.4 0.2 0 蛋白质含量（µg） 0 20 40 60 80 1002、样品测定（1）样品提取：取鲜样0.5g，加入2ml蒸馏水研磨，磨成匀浆后用6ml蒸馏水冲洗研钵，洗涤液收集在同一离心管中，在4000r/min下离心10min，弃去沉淀，上清液转入容量瓶，以蒸馏水定容至10ml，摇匀后待测。
可溶性蛋白含量测定法
可溶性蛋白含量测定（考马斯亮蓝染色法）1. 试剂配制（1）考马斯亮蓝溶液配制：称取100 mg考马斯亮蓝，溶于50ml 90%乙醇中，加入100ml 85%（W/V）磷酸，再用蒸馏水定容到1L。
在过夜后过滤并贮于棕色瓶中，常温下可保存一个月。
90% 乙醇配制：95%乙醇和75%乙醇按3:1体积比混合配制，即95%乙醇，75%乙醇或取45ml 无水乙醇直接定容至50ml。
（2） 100 g/ml 牛血清蛋白（BSA）标准溶液：称取10mg BSA定容至100 ml即为100 g/ml。
或称取25 mg BSA加蒸馏水水溶解后定容至100 ml，再从中吸取40 ml蒸馏水定容至100ml。
（3） mol/L，磷酸配制：A母液， mol/L磷酸氢二钠溶液：取Na2HPO412H2O (分子量 g，用蒸馏水定容至500 ml。
B母液， mol/L磷酸二氢钠溶液：取NaH2PO42H2O (分子量 g，用蒸馏水定容到50 ml。
磷酸：分别取A母液，B母液，用蒸馏水定容至1000ml。
2. 标准曲线绘制取6支具塞试管，按下表加入试剂，摇匀，向各管中加入5ml考马斯亮蓝试剂，5min 左右，以0号试管为空白对照，在595nm下比色测定吸光度，以蛋白质含量为横坐标，以吸光度为纵坐标绘制标准曲线。
试剂0号1号2号3号4号5号标准蛋白体积/ml蒸馏水体积/ml蛋白质含量/g020*********3. 样品测定（1）样品提取：取鲜样—，用蒸馏水或缓冲液研磨成匀浆后，3000r/min—4000r/min离心10min，上清液备用。
（2）吸取样品提取液（视蛋白质含量适当稀释），放入试管中（每个样品重复两次），加入5ml考马斯亮蓝试剂，摇匀，放置2min带反应完成，在595nm下比色，测定吸光度，并通过标准曲线查蛋白质含量。
4. 蛋白质含量计算可溶性蛋白含量（mg/g）=(C VT)/1000VS（mg/g）C—查标准曲线值，g；VT—提取液总体积，ml；WF—样品鲜重，g；VS—测定时加样量，ml。
考马斯亮蓝法测定(实验报告)
考马斯亮蓝法测定苹果组织微量可溶性蛋白含量吴凡郭梦雨摘要:本实验以苹果果肉为研究对象，采取考马斯亮蓝比色法测定蛋白质的吸光度值，通过对果实可溶性蛋白提取缓冲液、缓冲液浓度、pH值、外源添加物对果肉可溶性蛋白提取效率的影响的研究，优化苹果果实可溶性蛋白含量测定方法，以期优化果实可溶性蛋白测定条件，为客观反映果实可溶性蛋白水平提供一种可行的方法。
结果表明：外源添加PVP和EDTA以是苹果可溶性蛋白提取率的主要影响因素。
实验最终确定的提取条件为0.1mol/L pH9.0 Tris-HCl提取缓冲液(内含1mmol/L EDTA和1% PVP),此条件下苹果果实可溶性蛋白的有效测定含量为34.93%。
关键词：苹果、考马斯亮蓝法、Tris-HCl缓冲液、外援添加物1 实验部分1.1 实验原理果蔬可溶性蛋白质含量(soluble protein content)是一个重要的生理生化指标，也是果蔬品质和营养的重要评价指标之一。
许多可溶性蛋白是构成果蔬中酶的重要组成部分，参与果蔬多种生理生化代谢过程的调控，与果蔬的生长发育、成熟衰老，抗病性、抗逆性密切相关。
考马斯亮蓝G-250在酸性游离状态下呈棕红色，最大光吸收在465nm，当它与蛋白质结合后变为蓝色，最大光吸收在595nm。
在一定的蛋白质浓度范围内，蛋白质-染料复合物在波长为595nm处的光吸收与蛋白质含量成正比，通过测定595nm处光吸收的增加量可知与其结合蛋白质的量。
蛋白质与考马斯亮蓝G-250结合在2min左右的时间内达到平衡，完成反应十分迅速；其结合物在室温下1h 内保持稳定。
该法是1976年Bradford建立，试剂配制简单，操作简便快捷，反应非常灵敏，灵敏度高，可测定微克级蛋白质含量，测定蛋白质浓度范围为0～1 000μg/mL，最小可测2.5μg/mL蛋白质，是一种常用的微量蛋白质快速测定方法。
但该方法线性范围窄，需要选择适宜的提取缓冲液及缓冲液浓度、pH值和外源添加物等，以使测定方法有较高的灵敏度，测定值与真值相近。
考马斯亮蓝法测定(实验报告)
考马斯亮蓝法测定苹果组织微量可溶性蛋白含量吴凡郭梦雨摘要:本实验以苹果果肉为研究对象，采取考马斯亮蓝比色法测定蛋白质的吸光度值，通过对果实可溶性蛋白提取缓冲液、缓冲液浓度、pH值、外源添加物对果肉可溶性蛋白提取效率的影响的研究，优化苹果果实可溶性蛋白含量测定方法，以期优化果实可溶性蛋白测定条件，为客观反映果实可溶性蛋白水平提供一种可行的方法。
结果表明：外源添加PVP和EDTA以是苹果可溶性蛋白提取率的主要影响因素。
实验最终确定的提取条件为0.1mol/L pH9.0 Tris-HCl提取缓冲液(含1mmol/L EDTA和1% PVP),此条件下苹果果实可溶性蛋白的有效测定含量为34.93%。
关键词：苹果、考马斯亮蓝法、Tris-HCl缓冲液、外援添加物1 实验部分1.1 实验原理果蔬可溶性蛋白质含量(soluble protein content)是一个重要的生理生化指标，也是果蔬品质和营养的重要评价指标之一。
许多可溶性蛋白是构成果蔬中酶的重要组成部分，参与果蔬多种生理生化代过程的调控，与果蔬的生长发育、成熟衰老，抗病性、抗逆性密切相关。
考马斯亮蓝G-250在酸性游离状态下呈棕红色，最大光吸收在465nm，当它与蛋白质结合后变为蓝色，最大光吸收在595nm。
在一定的蛋白质浓度围，蛋白质-染料复合物在波长为595nm处的光吸收与蛋白质含量成正比，通过测定595nm处光吸收的增加量可知与其结合蛋白质的量。
蛋白质与考马斯亮蓝G-250结合在2min左右的时间达到平衡，完成反应十分迅速；其结合物在室温下1h保持稳定。
该法是1976年Bradford建立，试剂配制简单，操作简便快捷，反应非常灵敏，灵敏度高，可测定微克级蛋白质含量，测定蛋白质浓度围为0～1 000μg/mL，最小可测2.5μg/mL蛋白质，是一种常用的微量蛋白质快速测定方法。
但该方法线性围窄，需要选择适宜的提取缓冲液及缓冲液浓度、pH值和外源添加物等，以使测定方法有较高的灵敏度，测定值与真值相近。
实验6——可溶性蛋白质的测定
0.0100g牛血清蛋白（BSA），溶于100mL蒸 馏水中。
4
可编辑版
4. 实验步骤 （1）样品处理：
准确称取5g豆芽于研钵中，充分研磨 后转移至100mL容量瓶中，静置20min后过 滤，弃去初滤液后备用。
5
可编辑版
（2）标准曲线的绘制
1 2 3 4 56 BSA（mL） 0 0.2 0.4 0.6 0.8 1
7
可编辑版
（3）样品的测定 另取3支10mL具塞试管，分别吸取样
品溶液0.6mL，各加入5mL考马斯亮蓝G250溶液，稀释至刻线10mL，充分混合， 放置5min后于595nm波长下比色，测定吸 光度，并通过标准曲线查得蛋白质含量。
8
可编辑版
5. 结果计算
蛋白质含量（%）=
C×V2×V0 m×V1
× 100
式中： C——从标准曲线上查得的蛋白质浓度，g/mL
V0——样品溶液的总体积，mL V1——测定时加样量，mL V2——测定时定容体积，mL m ——样品的质量，g
9
可编辑版
6. 注意事项 （1）考马斯亮蓝和皮肤中蛋白质通过范德 华力结合，反应快速，并且稳定，无法用 普通试剂洗掉。待一两周左右，皮屑细胞 自然衰老脱落即可无碍。
10
可编辑版
（2）考马斯亮蓝有G-250和R-250两种。 蛋白质与考马斯亮蓝G-250结合在2min
左右的时间内达到平衡，完成反应十分迅速 ，其结合物在室温下1h内保持稳定。
考马斯亮蓝R-250与蛋白质反应虽然比 较缓慢，但可以被洗脱下去，所以可用来对 电泳条带染色。
11
可编辑版
（3）不可使用石英比色皿（因不易洗去染 色），可用玻璃比色皿，使用后立即用少 量95%的乙醇荡洗，以洗去染色。
考马斯亮蓝法测定组织微量可溶性蛋白含量的条件优化
考马斯亮蓝法测定组织微量可溶性蛋白含量的条件优化一、本文概述考马斯亮蓝法（Coomassie Bright Blue Method）是一种常用的生物化学方法，用于测定组织中微量可溶性蛋白的含量。
该方法基于考马斯亮蓝染料与蛋白质之间的特异性结合，通过比色法或比浊法来定量测定蛋白质含量。
由于其高灵敏度、操作简便和成本较低等优点，考马斯亮蓝法在生物化学、分子生物学、医学等领域得到了广泛应用。
然而，考马斯亮蓝法的应用过程中，受到多种因素的影响，如染料浓度、pH值、温度、时间等，这些因素可能导致测定结果的不稳定和误差。
因此，对考马斯亮蓝法测定组织微量可溶性蛋白含量的条件进行优化，是提高测定准确性和可靠性的关键。
本文旨在探讨考马斯亮蓝法测定组织微量可溶性蛋白含量的条件优化。
通过对染料浓度、pH值、温度、时间等关键因素进行系统的研究和比较，确定最佳的实验条件，以期提高测定的准确性和稳定性。
本文还将对优化后的方法进行验证，以评估其在实际应用中的可行性和有效性。
通过本文的研究，旨在为相关领域的研究人员提供更为准确、可靠的微量可溶性蛋白含量测定方法，推动相关领域的科研进展。
二、材料与方法1 组织样本：选取健康与病变组织样本，如肝脏、肌肉、脑等，确保样本新鲜，无污染。
2 试剂：考马斯亮蓝G-磷酸缓冲液（pH 0）、牛血清白蛋白（BSA）标准品、无水乙醇、丙酮等。
3 仪器：分光光度计、离心机、电子天平、恒温水浴锅、研钵、容量瓶、移液管等。
1 组织处理：将组织样本用生理盐水洗净，去除血液和其他杂质，然后用滤纸吸干水分，称重并记录。
将组织剪碎，加入适量的磷酸缓冲液（pH 0），用研钵研磨成匀浆。
2 蛋白提取：将研磨好的组织匀浆离心（4℃，10000rpm，10min），取上清液即为组织可溶性蛋白提取液。
3 蛋白定量：采用考马斯亮蓝法（Bradford法）进行蛋白定量。
取适量提取液，加入考马斯亮蓝G-250溶液，充分混合后静置10min，用分光光度计测定595nm波长处的吸光度值。
考马斯亮蓝法测定(实验报告)
考马斯亮蓝法测定苹果组织微量可溶性蛋白含量吴凡郭梦雨摘要:本实验以苹果果肉为研究对象，采取考马斯亮蓝比色法测定蛋白质的吸光度值，通过对果实可溶性蛋白提取缓冲液、缓冲液浓度、pH值、外源添加物对果肉可溶性蛋白提取效率的影响的研究，优化苹果果实可溶性蛋白含量测定方法，以期优化果实可溶性蛋白测定条件，为客观反映果实可溶性蛋白水平提供一种可行的方法。
结果表明：外源添加PVP和EDTA以是苹果可溶性蛋白提取率的主要影响因素。
实验最终确定的提取条件为0.1mol/L pH9.0 Tris-HCl提取缓冲液(内含1mmol/L EDTA和1% PVP),此条件下苹果果实可溶性蛋白的有效测定含量为34.93%。
关键词：苹果、考马斯亮蓝法、Tris-HCl缓冲液、外援添加物1 实验部分1.1 实验原理果蔬可溶性蛋白质含量(soluble protein content)是一个重要的生理生化指标，也是果蔬品质和营养的重要评价指标之一。
许多可溶性蛋白是构成果蔬中酶的重要组成部分，参与果蔬多种生理生化代谢过程的调控，与果蔬的生长发育、成熟衰老，抗病性、抗逆性密切相关。
考马斯亮蓝G-250在酸性游离状态下呈棕红色，最大光吸收在465nm，当它与蛋白质结合后变为蓝色，最大光吸收在595nm。
在一定的蛋白质浓度范围内，蛋白质-染料复合物在波长为595nm处的光吸收与蛋白质含量成正比，通过测定595nm处光吸收的增加量可知与其结合蛋白质的量。
蛋白质与考马斯亮蓝G-250结合在2min左右的时间内达到平衡，完成反应十分迅速；其结合物在室温下1h 内保持稳定。
该法是1976年Bradford建立，试剂配制简单，操作简便快捷，反应非常灵敏，灵敏度高，可测定微克级蛋白质含量，测定蛋白质浓度范围为0～1 000μg/mL，最小可测2.5μg/mL蛋白质，是一种常用的微量蛋白质快速测定方法。
但该方法线性范围窄，需要选择适宜的提取缓冲液及缓冲液浓度、pH值和外源添加物等，以使测定方法有较高的灵敏度，测定值与真值相近。
可溶性蛋白质含量测定讲解学习
可溶性蛋白质含量测定考马斯亮蓝法测定可溶性蛋白质含量一、原理考马斯亮蓝G-250（Coomassie brilliant blue G-250）测定蛋白质含量属于染料结合法的一种。
该染料在游离状态下呈红色，在稀酸溶液中当它与蛋白质的疏水区结合后变为青色，前者最大光吸收在465nm，后者在595nm在一定蛋白质浓度范围内（1-1000µg），蛋白质与色素结合物在595nm波长下的吸光度与蛋白质含量成正比，故可用于蛋白质的定量测定。
考马斯亮蓝G-250于蛋白质结合反应十分迅速，2min左右即达到平衡。
其结合物在室温下1h内保持稳定。
此法灵敏度高，易于操作，干扰物质少，是一种比较好的定量法。
其缺点是在蛋白质含量很高时线性偏低，且不同来源蛋白质与色素结合状况有一定差异。
二、材料、仪器设备及试剂1、材料：小麦叶片、马铃薯块茎、或其他植物材料2、仪器设备：分光光度计、研钵、烧杯、移液管3、试剂（1）标准蛋白质溶液：100µg·ml-1牛血清白蛋白：称取牛血清白蛋白25mg，加水溶解并定容至100ml,吸取上述溶液40ml，用蒸馏水稀释至100ml即可。
（2）考马斯亮蓝G-250溶液：称取100mg考马斯亮蓝G-250，溶于50ml90%乙醇中，加入100ml 85%（W/V）的磷酸，再用蒸馏水定容到1L，贮于棕色瓶中，常温下可保存一个月。
三、实验方法及步骤1、标准曲线的绘制取6支具塞试管，按表加入试剂。
混合均匀后，向各管中加入5ml考马斯亮蓝G-250溶液，摇匀，并放置5min左右，在595nm下比色测定吸光度。
以蛋白质浓度为横坐标，以吸光度为纵坐标绘制标准曲线。
管号 1 2 3 4 5 6标准蛋白质0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0（ml）蒸馏水量1.0 0.8 0.6 0.4 0.2 0（ml）蛋白质含量0 20 40 60 80 100（µg）图1 蛋白质质量数与吸光度值线性关系图（雷恩，2016）2、样品测定（1）样品提取：氨基酸含量测试结束后，剩余的样品提取液可以作为该实验的样品提取液，如果没有上述提取液，则按照下面的方法进行提取。
实验二可溶性蛋白质含量的测定考马斯亮蓝G250法.ppt
实验器材和试剂
实验仪器： 分光光度计 分析天平 样品 容量瓶 移液管 试管
实验材料：植物叶片
可溶性蛋白质含量的计算
可溶性蛋白含量 (μg/gFW)=标准曲线上查得 的蛋白质量（ μg ） × 10/（0.1或0.2）
示意如下：
0.35
Y=-0.00381+0.032029*X 0.30 r=0.9992
0.25
Absorbance
0.20
0.15
0.10
0.05
0.00 02 4 6 8 10实验二 植物组织中可溶性蛋白的测定
实验目的
植物体内的可溶性蛋白质大多数是参与各种代谢的酶类， 测其含量是了解植物体总代谢的一个重要指标。在研究每 一种酶的作用时，常以比活（酶活力单位／mg蛋白）表 示酶活力大小及酶制剂纯度。因此，测定植物体内可溶性 蛋白质是研究酶活的一个重要项目。
实验原理
考马斯亮蓝G-250测定蛋白质含量属于染料结合法的 一种。考马斯亮蓝G-250在游离态下呈红色，当它与 蛋白质的疏水区结合后变为青色，前者最大光吸收在 465nm，后者在595nm。在一定蛋白质浓度范围内 （0～100μg/ml），蛋白质与色素结合物在595nm波 长下的光吸收与蛋白质含量成正比，故可用于蛋白质 的定量测定。
实验步骤
1.标准曲线的绘制 （1）0～100μg/ml标准曲线的制作 取6支试管，按表-1数
据配制0～100μg/ml血清白蛋白液各1ml。准确吸取所配 各管溶液0.1ml，分别放入10ml试管中，加入3ml考马斯亮 蓝G-250试剂，盖塞，混合均匀，放置2min后，在595nm 下比色，绘制标准曲线。
考马斯亮蓝G250测定可溶性蛋白
考马斯亮蓝G-250法测定蛋白质含量一、原理考马斯亮蓝G-250（Coomassie brilliant blue G-250）测定蛋白质含量属于染料结合法的一种。
考马斯亮蓝G-250在游离状态下呈红色，最大光吸收在488 nm；当它与蛋白质结合后变为青色，蛋白质-色素结合物在595 nm波长下有最大光吸收。
其光吸收值与蛋白质含量成正比，因此可用于蛋白质的定量测定。
蛋白质与考马斯亮蓝G-250结合在2 min左右的时间内达到平衡，完成反应十分迅速；其结合物在室温下1h内保持稳定。
该法是1976年Bradford建立，试剂配制简单，操作简便快捷，反应非常灵敏，灵敏度比Lowry法还高4倍，可测定微克级蛋白质含量，测定蛋白质浓度范围为0～1 000μg/mL，是一种常用的微量蛋白质快速测定方法。
二、材料、主要仪器和试剂（1）牛血清白蛋白标准溶液的配制：准确称取100 mg牛血清白蛋白，溶于100 mL蒸馏水中，即为1 000μg／mL的原液。
（2）蛋白试剂考马斯亮蓝G-250的配制：称取100 mg考马斯亮蓝G-250，溶于50 mL 90％乙醇中，加入85％（W／V）的磷酸100 mL，最后用蒸馏水定容到1 000 mL。
此溶液在常温下可放置一个月。
三、操作步骤1．标准曲线制作（1）0-100μg／mL标准曲线的制作：取6支10mL干净的具塞试管，按表1取样。
涡流混合，放置10min后用1cm光经的比色杯在595nm波长下比色，记录，并做标准曲线。
各管测定的光密度OD595nm表1 低浓度标准曲线制作管号 1 2 3 4 5 61 000μg／mL标准蛋白液（mL）0 0.02 0.04 0.06 0.08 0.10蒸馏水（mL） 1.00 0.98 0.96 0.94 0.92 0.90考马斯亮蓝G-250试剂（mL） 5 5 5 5 5 5蛋白质含量（μg）0 20 40 60 80 100 OD595（2）0-1 000μg／mL标准曲线的制作：另取6支10mL具塞试管，按表2取样。
实验名称：可溶性蛋白质含量的测定（考马斯亮蓝G-250染色法）
实验名称：可溶性蛋白质含量的测定（考马斯亮蓝G-250染色法）一、实验目的：掌握考马斯亮蓝G-250测量Pr含量的测定二、实验原理：考马斯亮蓝G-250测量Pr含量属于染料结合法的一种，该染料在游离状态下呈红色，在稀酸溶液中当它与Pr的疏水区结合后变为青色。
前者最大光吸收在465nm，后者在595nm.在一定Pr浓度范围内（1-100ug），Pr与色素结合物在595nm波长下的吸光度与Pr含量成正比，故可用Pr的含量测定。
三、仪器、试剂与材料：1 .仪器：分光光度计、研钵、烧杯、移液管、刻度试管2.试剂：标准Pr溶液、考马斯亮蓝G-250溶液3.材料：细叶韭四、实验步骤：1.标准曲线的绘制：回归方程：C=(OD595-0.062)/0.0652.样品测定：（1）可溶性Pr的提取：称取鲜重0.25-0.5g,用5ml蒸馏水研磨成匀浆，3000r/min 离心10min，上清液备用。
（2）样品的显色与比色：吸取样品提取液1.0ml,放入具赛管中，加入5ml考马斯亮蓝G-250溶液，充分混合，放置2min后在595nm下比色，测定吸光度，并通过回归方程查得Pr含量。
（3）结果计算：样品Pr含量（mg/g）=CV T/(V s*W*103)式中：C为回归方程计算得出的Pr含量（ug）V T提取液总量（ml）W样品鲜重（g）V S显色时提取液加入量（ml）五、实验结果与分析：1595C5=(OD595-0.062)/0.065=17.415(ug)样品Pr含量（mg/g): 1号: C1V T/(V s W1*103)=17.738*5/(1*0.291*103)=0.3055号: C5V T/(V s W5*103)=17.415*5/(1*0.272*103)=0.320。
考马斯亮蓝法快速测定菜籽粕中可溶性蛋白质的含量
考马斯亮蓝法快速测定菜籽粕中可溶性蛋白质的含量
罗群
【期刊名称】《成都大学学报（自然科学版）》
【年(卷),期】2014(033)002
【摘要】采用考马斯亮蓝G-250染色法对菜籽粕中可溶性蛋白质含量进行测定,在波长595 nm处测定其吸光度.实验表明,可溶性蛋白质含量在10～100 μg/mL之间呈现良好的线性关系,通过此法测得菜籽粕中可溶性蛋白的平均含量为5.30％.方法简便快速、灵敏度高、重现性好,是测定菜籽粕中可溶性蛋白质的一种有效方法.【总页数】3页(P125-126,129)
【作者】罗群
【作者单位】成都师范学院教育科学学院,四川成都611130
【正文语种】中文
【中图分类】TQ936.2
【相关文献】
1.考马斯亮蓝法测定青霉素发酵液中可溶性蛋白质含量 [J], 安志强;孙新顺;乔文庆
2.考马斯亮蓝法测定苦荞麦中可溶性蛋白的含量 [J], 杨静华
3.考马斯亮蓝法快速测定乳品中蛋白质含量 [J], 孙士青;王少杰;李秋顺;李雪梅;史建国
4.考马斯亮蓝法测定蛋白质含量中的细节问题 [J], 蒋大程;高珊;高海伦;邱念伟
5.考马斯亮蓝法测定蛋白质含量中的细节问题 [J], 蒋大程;高珊;高海伦;邱念伟
因版权原因，仅展示原文概要，查看原文内容请购买。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
考马斯亮蓝法测定可溶性蛋白质含量
原理：
考马斯亮蓝G-250(Coomassie brilliant blue G-250)测定蛋白质含量属于染料结合法的一种。
该染料在游离状态下呈红色，在稀酸溶液中当它与蛋白质的疏水区结合后变为青色，前者最大光吸收在465nm，后者在595nm在一定蛋白质浓度范围内（1-1000µg），蛋白质与色素结合物在595nm波长下的吸光度与蛋白质含量成正比，故可用于蛋白质的定量测定。
考马斯亮蓝G-250于蛋白质结合反应十分迅速，2min左右即达到平衡。
其结合物在室温下1h内保持稳定。
此法灵敏度高，易于操作，干扰物质少，是一种比较好的定量法。
其缺点是在蛋白质含量很高时线性偏低，且不同来源蛋白质与色素结合状况有一定差异。
材料、仪器设备及试剂
1、材料
小麦叶片、马铃薯块茎、或其他植物材料
2、仪器设备
分光光度计、研钵、烧杯、移液管
3、试剂
（1）标准蛋白质溶液：100µg·Ml-1牛血清白蛋白：称取牛血清白蛋白25mg，加水溶解并定容至100ml,吸取上述溶液40ml，用蒸馏水稀释至100ml即可。
（2）考马斯亮蓝G-250溶液：称取100mg考马斯亮蓝G-250，溶于50ml90%乙醇中，加入100ml85%（W/V）的磷酸，再用蒸馏水定容到1L，贮于棕色瓶中，常温下可保存一个月。
方法：
1、标准曲线的绘制
取6支具塞试管，按表加入试剂。
混合均匀后，向各管中加入5ml考马斯亮蓝
G-250溶液，摇匀，并放置5min左右，在595nm下比色测定吸光度。
以蛋白质浓度为横坐标，以吸光度为纵坐标绘制标准曲线。
管号 1 2 3 4 5 6 标准蛋白质（ml） 0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 蒸馏水量（ml）
1.0 0.8 0.6 0.4 0.2 0 蛋白质含量（µg） 0 20 40 60 80 100
2、样品测定
（1）样品提取：取鲜样0.5g，加入2ml蒸馏水研磨，磨成匀浆后用6ml蒸馏水冲洗研钵，洗涤液收集在同一离心管中，在4000r/min下离心10min，弃去沉淀，上清液转入容量瓶，以蒸馏水定容至10ml，摇匀后待测。
（2）吸取样品提取液0.1ml，放入具塞试管中（每个样品重复2次），加入5ml 考马斯亮蓝G-250溶液，充分混合，放置2min后在595nm下比色，测定吸光度，并通过标准曲线查得蛋白质含量。
（3）结果计算（单位mg/g）样品中蛋白质含量=（C·VT）/(1000 VS·WF) 式中：C—查的标准曲线值（µg）
VT—提取液总体积（ml）
WF——样品鲜重（g）VS—测定时加样量（ml）。