植物愈伤组织诱导培养基的配制
培养基配制
（2）无机微量(100倍液，配制500ml） 无机微量(100倍液，配制500ml） 倍液 500ml 药品名称 MnSO4 ·4H2O 4H ZnSO4 ·7H2O 7H CuSO4 ·5H2O 5H H3BO3 Na2MoO4 ·2H2O 2 KI CoCl2· 6H2O 配方用量mg/L 扩大50倍称量mg 50倍称量 配方用量mg/L 扩大50倍称量mg 1150 22.3 8.6 0.025 6.2 0.25 0.83 0.025 430 1.25 310 12. 12.5 41. 41.5 1.25 定容于500ml 定容于500ml 蒸馏水中。 蒸馏水中。每 升培养基吸此 液10ml
四、实验步骤
1、接种前的准备：如实验一准备的培养基等； 接种室的准备（超净台的准备） 2 2、培养材料表面灭菌：洗涤、清理；（此处 开始在超净台上操作）75%酒精浸泡30秒， 倒出酒精；0.1%升汞5-8 min，倒出升汞； 无菌水洗涤3-5次，无菌水浸泡备用。
四、实验步骤
3、接种：取出叶片置于培养皿中的滤纸上， 吸取水分，剪去被升汞杀死的叶片边缘，将 叶片剪成适当大小（3-5mm见方），接种到 适当培养基中。重新包扎好瓶口，写好标签 （时间、材料等） 4、培养观察：置于培养室或培养箱中培养， 温度25度左右，光照16小时，照度20003000lux。第一周注意观察污染情况，随时 清理污染的培养瓶，记录污染率及生长情况。
实验三 月季的快繁
一、实验目的：对月季茎段进行快繁 ，掌握 利用茎段作为外植体进行无性繁殖的方法 二、实验用品： 1、仪器用具：超净工作台、接种器具（实验 一已灭菌）酒精灯、酒精棉球 2、试剂：实验一准备的培养基、0.1%升汞、 75%酒精、吐温、无菌水 三、实验材料：植物茎段（月季）
愈伤组织的诱导和培养
班级：植物092 姓名：徐炜佳学号：0901080223愈伤组织的诱导和培养一、实验目的及意义植物愈伤组织的诱导和培养在植物科学的基础研究和应用研究中都有重要的意义。
通过本次实验，可以初步掌握植物外植体材料消毒、接种的无菌操作技术，愈伤组织的诱导方法和愈伤组织继代培养的方法。
二、实验原理植物组织与细胞培养是应用无菌操作的方法培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择适当的消毒剂对植物外植体进行表面消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得植物组织培养，成功的基本前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织（callus）。
植物生长调节剂如2,4-二氯苯氧乙酸（2,4-D）等是诱导外植体形成遇上组织的重要因素。
三、实验仪器与药品超净工作台，酒精灯，镊子，剪刀，解剖刀，75%乙醇，酒精消毒棉材料：烟草无菌苗，甘薯无菌苗四、实验步骤1.按下表分别配制培养基将配置的四种培养基分别分装入20个培养瓶，高温灭菌后水平放置凝固2.接种前，将实验所需器具放入超净工作台，打开紫外灯灭菌20~30min，关闭紫外灯，开启通风开关。
洗手后用酒精喷洒消毒手、手臂、实验材料及培养基外部等进入超净工作台的部分。
进入超净工作台，用酒精棉擦拭台面（手勿伸出工作台），台面完全风干后点燃酒精灯。
3.接种开始时，将镊子及手术刀在酒精中浸泡，并在酒精灯外焰上烧炽片刻，充分冷却。
取幼嫩的烟草（甘薯）叶片，用手术刀切割成小片，再用镊子将其接种至相应的培养基上，每瓶接种3~5片，封口后取出超净工作台，标注姓名、日期、培养基和接种材料。
4.将上述培养材料常温暗培养，每隔7天观察一次，并记录培养情况五、实验结果组织长芽，而当生长素含量大于细胞分裂素含量时，二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定根，也可形成愈伤组织，细胞色素沉淀情况严重；NAA为植物生长素，6-BA为细胞分裂素，促进扦插生根，而当细胞分裂素含量大于生长素含量时，二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定芽，此次实验由于温度非形成愈伤组织的最适温度，所以未形成完整的愈伤组织细胞团。
实验一 培养基的配制与灭菌
铁盐
有机物质 2,4-D
200倍液
100倍液 1.0 mg/ml
5 ml
10ml 1ml
——
5 ml
10ml ——
5 ml
10ml 1ml
NAA
KT 蔗糖
1.0 mg/ml
1.0 mg/ml 30 g
0.2ml
1.0ml 30 g
——
—— 30 g
0.1ml 30 g
琼脂
pH值
8g
5.8
8g
5.8
8g
五、作业要求：完成实验报告，回答下面的思考题 1、根据以下所给母液浓度、蔗糖和琼脂量，配制烟草愈伤组织诱 导和培养的培养基（MS1），按MS配方（Murashige and Skoog, 1962）计算各种母液吸取量或药品的直接称量量。 2、简述高压蒸气灭菌的步骤；培养基采用高压蒸气灭菌应注意哪 些事项？
药品名称
母液倍或母 液浓度 （mg/ml）
配制1 L培养基 配制0.25 L培养基所需母液量(ml) 所需母液量(ml) 或质量（g） 或直接称量量（g） MS 1 MS 2 MS 3
大量元素 微量元素 铁盐 有机物质 2,4-D NAA KT 蔗糖 琼脂 pH值
10倍液 100倍液 200倍液 100倍液 1.0 mg/ml 1.0 mg/ml 1.0 mg/ml 30 g 8g 5.8
5.8
——
5.8
1）在烧杯内放入一定量的蒸馏水，用量筒或移液枪按上述表 格内配方加入各种母液及激素。 2）加入蔗糖30g，待蔗糖溶解后（可搅拌）加水定容至1L。 3）调节PH值，用酸度计测量PH值至5.8，常用1mol/l的HCl或 NaOH调整。 4）在MS1和MS2中加入琼脂8g，加热溶解，溶解过程中不断 搅拌，加热时烧杯口上盖上锡箔纸，防止水分过度蒸发。 5）分装：将配好的培养基及时分装到小三角瓶中，防止凝固 ，每瓶约30ml-40ml（约覆盖瓶底），分装时不要沾壁口。 6）封口：用封口膜将将三角瓶封口。
实验2-3 胡萝卜愈伤组织继代培养基的配制
（2）植物材料的表面灭菌和接种
①操作人员洗手消毒
②装材料的容器及玻璃棒用酒精表面消毒
③将待消毒的材料浸入75％的酒精中10秒， 取出用无菌水冲洗干净。 ④倒入消毒剂（ 0.1%HgCl2 ）并计时
⑤到预定时间（20分钟）后倒出消毒液并 用无菌水清洗干净。
⑥将材料切块后接种到诱导培养基上。
6 实验流程
（1）准备工作
① 外植体表面灭菌前的准备工作 a 接种室的清洁和消毒； b 超净工作台的开机和消毒；
c 消毒溶液、无菌水、装等的准备。
② 实验材料的准备
a 准备新鲜健康的胡萝卜肉质直根作实验 材料；
b 实验材料的修整、刷洗、冲洗； c 用洗衣粉水或肥皂水浸洗后再用自来水 冲净。
（2）胡萝卜愈伤组织增殖培养基的配制
配方：MS基本培养基＋ 2mg/L NAA＋ 0.1mg/L 6-BA＋200mg/L水解酪蛋白＋ 0.7 ％琼脂＋3％蔗糖 配制流程：同胡萝卜愈伤组织诱导培养基 的配制
作业
详细写出胡萝卜愈伤组织诱导培养的操作 步骤。
实验2-2 胡萝卜愈伤组织的诱导
1 实验目的
通过本次实验，使同学能够熟练掌握外植 体的表面消毒技术和无菌操作技术。 2 实验原理 将胡萝卜的贮藏根（根的变态）表面消毒 后切割成小块接种于愈伤组织诱导培养基 上，诱导外植体脱分化产生愈伤组织。
3 主要实验用具和仪器
用具：酒精棉球、小块纱布、已灭菌滤纸、 枪状镊子、手术剪、解剖刀、已灭菌培养 皿、酒精灯等。 仪器：超净工作台、恒温培养箱 4 药品和试剂 胡萝卜愈伤组织诱导培养基、无菌水、75 ％酒精、0.1%HgCl2。 5 实验材料：胡萝卜肉质直根
水稻愈伤组织的诱导实验报告
水稻愈伤组织的诱导实验报告实验目的：本实验旨在探究水稻愈伤组织的诱导方法，为将来的水稻遗传改造研究提供参考。
实验材料和仪器：1. 材料：水稻种子、MS培养基、植物生长调节剂2,4-D、生长调节剂TDZ、无菌器具、琼脂、无菌操作室。
2. 仪器：无菌操作台、显微镜、实验室平衡器等。
实验步骤：1. 生物材料准备：选取幼苗期生长良好、品种鲜明的水稻种子作为材料。
将水稻种子进行表面消毒，处理方法为分别用70%的酒精和5%的次氯酸钠(1:1)混合消毒3-5分钟，然后充分清洗。
2. 建立组织培养体系：将消毒后的水稻种子在无菌操作台上进行分离培养。
将种子取出后，从胚乳中取出胚轴，用剪刀消毒后放入含有MS培养基的无菌培养瓶中，置于无菌操作室中进行培养。
在35-37°C下连续培养3-5天。
3. 筛选愈伤组织：将培养2-3天的胚轴等植物试管苗等组织放置在含有不同浓度的2,4-D和TDZ的培养基中，培养10-15天。
筛选出生长具有愈伤能力的组织，采用显微镜等方法进行观察，并进行相应的分离和培养。
4. 愈伤组织的维持和复壮：将筛选出的愈伤组织维持在含有2,4-D和TDZ的培养基中，定期进行转移或分离。
当愈伤组织增生至一定程度后，将其转移到不含激素的培养基中，进行复壮。
实验结果：在实验过程中，我们选择了4个不同浓度的2,4-D和TDZ进行培养，筛选出了愈伤组织，并进行了维持、修复工作。
经过5次转移和增殖培养，我们成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
结论：本实验采用的方法可行，成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
本研究为今后的水稻遗传改造和抗性育种提供了良好的基础。
植物愈伤组织诱导培养基的配制
植物愈伤组织诱导培养基的配制植物愈伤组织诱导培养基（简称愈伤培养基）是一种含有特定激素和营养物质的培养基，其主要作用是诱导植物体组织形成愈伤组织，从而实现植物组织培养、育种等研究。
本文将介绍植物愈伤组织诱导培养基的配制。
一、基础盐溶液的配制基础盐溶液是愈伤培养基的基础成分，其配方基本固定，主要成分包括无机盐和蔗糖等。
基础盐溶液的配入量不同，会影响培养基的pH等指标。
基本的基础盐溶液配方：碳酸钾（K2CO3）2.5g、硝酸铵(NH4NO3)1.0g、硫酸镁（MgSO4·7H2O）1.0g、氯化钙（CaCl2·2H2O）0.15g、磷酸二氢钾（KH2PO4）0.25g、蔗糖20g、亚硫酸氢钠（NaHSO3）0.25g、维生素B5（nicotinic acid amide）0.1mg、维生素B1（thiamine·HCl）0.1mg，配入1L蒸馏水中。
注意：不同植物种类的愈伤培养基种类略有不同，需要根据实验需求和特性进行差异化调整。
二、植物生长素的添加植物生长素是愈伤组织诱导的必要因素之一，常用的生长素有IAA、IBA、NAA、2,4-D 等，其中2,4-D是最常用的生长素。
植物生长素的添加量需要视植物种类、处理目的和生长素种类而定。
一般情况下，2,4-D的添加量为1-2mg/L，但不同品种之间的生长素敏感性可能不一致，因此需要优化试验条件。
如果使用IBA或NAA等生长素，其配入量一般为0.1-0.5mg/L。
三、其他添加物除了基础盐溶液和植物生长素外，愈伤培养基还需要添加其他营养物质、激素等。
下面列举了一些常用的添加物及其配入量：1、硫酸甘露醇（mannitol）：2-3%。
用于储存或早期培养。
2、水杨酸（Salicylic acid）：10-500mg/L。
用于抑制愈伤组织的黑化和坏死。
3、多种维生素：如维生素B1、B5、C，一般用于添加到培养基中的含量为5-10mg/L。
植物组培培养基及其配制
植物组培培养基及其配制培养基好比土壤，是组织培养中离体材料赖以生存和发展的基地。
因此，在组织培养基的各个环节中，应着重掌握培养基，了解它的组成和配制方法。
一、组成培养基的五类成分目前，大多数培养基的成分是由无机营养物、碳源、维生素、生长调节物质和有机附加物等五类物质组成的。
1.无机营养物无机营养物主要由大量元素和微量元素两部分组成，大量元素中，氮源通常有硝态氮或铵态氮，但在培养基中用硝态氮的较多，也有将硝态氮和铵态氮混合使用的。
磷和硫则常用磷酸盐和硫酸盐来提供。
钾是培养基中主要的阳离子，在近代的培养基中，其数量有逐渐提高的趋势。
而钙、钠、镁的需要则较少。
培养基所需的钠和氯化物，由钙盐、磷酸盐或微量营养物提供。
微量元素包括碘、锰、锌、钼、铜、钴和铁。
培养基中的铁离子，大多以螯合铁的形式存在，即FeSO4与Na2—EDTA(螯合剂)的混合。
2.碳源培养的植物组织或细胞，它们的光合作用较弱。
因此，需要在培养基中附加一些碳水化合物以供需要。
培养基中的碳水化合物通常是蔗糖。
蔗糖除作为培养基内的碳源和能源外，对维持培养基的渗透压也起重要作用。
3.维生素在培养基中加入维生素，常有利于外植体的发育。
培养基中的维生素属于B 族维生素，其中效果最佳的有维生素B1、维生素B6、生物素、泛酸钙和肌醇等。
4.有机附加物包括人工合成或天然的有机附加物。
最常用的有酪朊水解物、酵母提取物、椰子汁及各种氨基酸等。
另外，琼脂也是最常用的有机附加物，它主要是作为培养基的支持物，使培养基呈固体状态，以利于各种外植体的培养。
5.生长调节物质常用的生长调节物质大致包括以下三类：(1)植物生长素类。
如吲哚乙酸(IAA)、萘乙酸(NAA)、2，4-二氯苯氧乙酸(2，4-D)。
(2)细胞分裂素。
如玉米素(Zt)、6-苄基嘌呤(6-BA或BAP)和激动素(Kt)。
(3)赤霉素。
组织培养中使用的赤霉素只有一种，即赤霉酸(GA3)。
二、常用培养基配方及其特点1.常用培养基配方组织培养是否成功，在很大程度上取决于对培养基的选择。
实验1 愈伤组织的诱导
实验1 愈伤组织的诱导1、实验目的（1）学习植物材料表面灭菌的常规方法；（2）了解接种的无菌操作技术；（3）学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法。
2、实验原理植物组织培养是应用无菌操作的方法，培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择合适的消毒剂对植物外植体进行消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得组织培养成功的前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上，可以通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织。
3、实验仪器和试剂仪器：超净工作台、光照培养箱、酒精灯、打火机、记号笔、脱脂棉、75%酒精及棉球。
无菌器材：无菌吸水纸（定性滤纸）、灭菌培养皿、无菌水、镊子、解剖刀。
植物材料：直根胡萝卜、烟草叶片。
试剂：95%乙醇、0.1%氯化汞。
培养基：MS+1mg/L 2,4-D+30g/L蔗糖+10g/L琼脂,pH5.84、实验步骤（1）接种前，用75%酒精棉球擦拭超净工作台台面，将培养基及接种用具放入超净工作台台面，打开超净工作台紫外灯及接种间紫外灯，照射约30 min，然后关闭紫外灯，通风20 min后，打开日光灯即可进行无菌操作。
（2）外植体预处理：将胡萝卜根用流动的自来水冲洗干净，用小刀削去其表皮1-2mm，切成大约15-20mm厚的块段。
（3）以75%乙醇棉将手擦试一遍。
以下操作全部在无菌条件下进行。
（4）外植体消毒：用0.1%的升汞消毒1min-3min（烟草叶片消毒10秒钟左右）,然后用无菌水中漂洗3次，每次2分钟。
（5）将胡萝卜片放入垫有无菌滤纸的培养皿中，一手用消毒好的镊子固定胡萝卜，一手用灭菌后的解剖刀切除胡萝卜块段截面的表面部分，余下部分切成包含形成层的长、宽约5mm，厚约5mm的小块。
在完成切割后，将解剖刀和镊子放入95%乙醇中浸蘸一下，在酒精灯焰上灼烧灭菌之后，放回原处，待冷却后即可使用。
植物常用培养基附加配制说明
备注：培养基和激素母液配制方法（1）母液配制时，先向容量瓶中注入1/3定容体积的蒸馏水，再一一称取各种盐放入烧杯中溶解，装入容量瓶，不得一次称取所有盐，混合溶解！在配制大量母液时，氯化钙最后加入。
（2）200×Fe盐溶液称取1.39g FeSO4•7H2O溶于水（A液）；称取1.865 g Na2•EDTA溶于热水（B液）；将A液缓慢倒入正在加热的B液中，加水接近250ml，煮沸，混合液颜色变深，冷却到室温，定容到250ml后,置于棕色试剂瓶内4℃保存。
（3）0.5mg/ml 2,4-D母液的配法称取50mg 2,4-D，置于小烧杯内；加少量无水乙醇或95%乙醇使之完全溶解；加水定容至100ml，4℃保存。
如果出现沉淀，需要重新配置。
（4）0.5mg/ml α-NAA母液的配法称取100mgNAA置于小烧杯内；用1N的KOH溶液溶解NAA；用水定容至200m l，4℃保存。
（5）0.5mg/ml 6-BA母液的配法称取100mg 6-BA置于小烧杯中；加少量的浓盐酸，用玻棒研磨成糊状，再加入少量浓盐酸，使之完全溶解；用水稀释并定容至200ml，4℃保存。
（6）100mM乙酰丁香酮（As）的配制称取196.2mg As，用5ml DMSO直接溶解，再加水定容至10ml，过滤灭菌后，分装入无菌小管，-20℃冰冻保存。
使用前加入灭菌培养基。
（7） 0.5mg/ml KT和ABT的配法称取50mg kenetin或ABT生根粉，先用少量1N KOH溶解，再用水稀释定容至100ml，4℃保存。
（8）其他附加物的溶解及配制A、称取吗啉乙磺酸（MES）5g溶于水中，定容至10mL。
4℃保存。
B、称取1g L-半胱氨酸(Cys) 溶于2mL 0.2mol/L或10%的NaOH溶液, 用蒸馏水稀释定容至10mL，现用配制。
4℃保存。
C、称取850mg硝酸银，用蒸馏水溶解后定容至100mL。
4℃保存。
D、头孢霉素（cefotaxime）2500mg，用蒸馏水溶解后定容至10mL。
水稻愈伤组织的诱导实验报告
水稻愈伤组织的诱导实验报告
实验目的：
通过诱导方法获取水稻愈伤组织，为后续的基因转化等实验打下基础。
实验材料和设备：
水稻种子、MS培养基、2,4-D溶液、NaClO溶液、无菌操作
器材、显微镜等。
实验步骤：
1.种子消毒：将水稻种子放入1% NaClO溶液中浸泡10分钟，再用去离子水洗净后，放进无菌操作室中。
2.种子发芽：将消毒后的种子放进含有营养的MS培养基中，
在25℃下进行光照培育。
3.愈伤组织诱导：将发芽后的幼苗从培养基中取出，用无菌水
清洗。
将茎部和叶片等不同部位的组织嫁接在含有2,4-D溶液
的MS培养基上，培养在25℃下、光照下，观察诱导组织的
生长情况。
4.分离愈伤组织：当组织生长到一定大小后，用无菌操作器材
将组织用无菌剪刀分离下来。
5.愈伤组织培养：将分离出的愈伤组织放入含有NAA、BA、MS培养基中进行培养。
结果分析：
在诱导的茎部和叶片等不同部位，均出现了白色愈伤组织的诱导生长。
经过分离和培养，得到了纯化的愈伤组织。
通过显微镜观察发现，愈伤组织的细胞间隙变窄，胞间质增多，中心细胞数量增多，细胞核增大，一些细胞内的小器官也出现转化现象。
结论：
通过2,4-D溶液的诱导方法，可以在水稻幼苗的不同部位诱导出白色愈伤组织，愈伤组织的分离和培养也取得了成功。
实验结果为后续的基因转化、基因工程等实验提供了基础。
细胞工程实验-植物愈伤组织诱导培养基的配制
实验一植物愈伤组织诱导培养基的配制一、实验目的掌握培养基的配制，灭菌等基本实验操作技术。
二、实验原理培养基是离体培养组织或细胞赖以生存的营养基质，是为离体培养材料提供的近似生物体内生存的营养环境。
完善的植物培养基配方为水、无机营养成分、有机营养成分、生长调节物质还有琼脂。
MS培养基是目前使用最普遍的培养基。
其具有较高的无机盐浓度，能够保证组织生长所需的矿质营养还能加速愈伤组织的生长。
MS固体培养基可用于诱导愈伤组织，也可用于胚、茎段、茎尖及花药的培养，其液体培养基用于细胞悬浮培养时能获得明显的成功。
MS培养基的无机养分的数量和比例比较合适，足以满足植物细胞在营养上和生理上的需要。
和其它培养基的基本成分相比，MS培养基中的硝酸盐、钾和铵的含量高，这是它的显著特点。
三、主要仪器与试剂1.实验仪器：搪瓷杯、玻璃棒、量筒、移液管、加样器、移液枪、电子天平、药匙、称量纸、电热炉、pH试纸、三角培养瓶、试剂瓶、培养皿、高压蒸汽灭菌锅、镊子、解剖刀2.实验试剂：琼脂、蔗糖、各类MS母液、2,4-D、HCl、NaOH、三蒸水四、实验步骤1.按照配方配制培养基时,先将储存母液按顺序摆放好，根据欲配制的总体积，量取各种不同体积的母液，加入搪瓷杯中，并加入1mL2，4-D后，加入三蒸水至大约400ml。
2. 称取15g蔗糖加入搪瓷杯中，调节pH至5.7-5.8。
3.加入琼脂4.5g，加热搅拌溶解，沸腾后立即端离火源，分装在100ml的三角培养瓶中拧紧瓶盖。
4.取一个试剂瓶，加入适量去离子水。
5.将配置好的培养基、装有去离子水的试剂瓶以及一个空试剂瓶、培养皿、镊子、解剖刀放入高压蒸汽灭菌锅中灭菌，备用。
五、实验结果MS培养基配制完成。
植物组织培养前期准备完成。
六、思考题1.培养基配制应注意哪些问题？①注意琼脂和蔗糖的称量②一定要添加2,4-D③配制MS培养基时应该注意调节pH至5.7~5.8，因为过酸培养基不易凝固，过碱培养基会变硬，同时过酸或过碱还会影响到培养材料的生长。
植物愈伤组织诱导培养基的配制
实验一植物愈伤组织诱导培养基的配制一、实验目的1、掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理。
2、培养基的配制，灭菌等基本实验操作技术。
二、实验原理植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞，应用无菌操作方法，使其在人工条件下，能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在人工培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，可以重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这一过程称为“脱分化作用”。
而已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称为“再分化作用”。
植物激素在“再分化”过程中起着重要作用，生长素和细胞分裂素的比例，决定了根和芽的分化。
三、仪器试剂培养皿及培养架、光照培养箱、超净工作台、高压灭菌锅、解剖刀、弯头镊子、剪子、100ml烧杯、培养皿（或不锈钢浅盘）、封口膜、棉线、橡皮筋、次氯酸钠（或HgCb）、MS 培养基全部试剂、植物激素及生长调节物质、无水乙醇、工业酒精、胡萝卜四、实验步骤1、培养基的制备①用于配制培养基的水最好是三蒸水。
②所用的各种化学药品：分析纯级别的试剂，避免药品的交叉污染和混杂。
③配制培养基最方便的方法是预先配制好不同组分的培养基母液，存放在2〜4C冰箱内，使用时按比例稀释配用即可。
①按照配方配制培养基时，先将储存母液按顺序摆放好，根据欲配制的总体积，量取各种不同体积的母液，加入2，4-D（2mg/L），先加三蒸水至大约400ml。
②称取加入蔗糖（浓度3%）,调节pH至。
③加入琼脂（8-9g/L ）加热搅拌溶解，沸腾后立即端离火源（第一个大气泡从缸底上升顶破泡沫层），分装在100ml的三角培养瓶中（一般以容器的1/3〜1/4体积为宜），拧紧瓶盖。
（培养基的pH值直接影响培养物对离子的吸收，过酸或过碱不仅影响到培养材料的生长，而且还影响到琼脂的凝固。
经高压高温灭菌后，由于某些成分的降解或氧化，酸度会增加（pH值一般可降低），因此调整pH值时应加以考虑。
实验2-1胡萝卜愈伤组织诱导培养基的配制
6 胡萝卜愈伤组织诱导 培养基的配制步骤
06
无菌蒸馏水和接种工具 准备
05
培养基的灭菌
04
培养基的分装
03
调节培养基的酸碱性至 pH5.8
02
培养基配制
01
药品及用具的准备
一．实验原理 将事先配制好的培养基母液按一定比例稀释至浓度为培养基中规
定的使用浓度，再加入琼脂、蔗糖、生长调节物质等，制备成符 合要求的培养基。
3 主要实验用具和仪器
冰箱、普通天平、三角瓶、果酱瓶、移液管、 量筒、烧杯、容量瓶、玻璃棒、医用口杯、 精密pH试纸（pH5.4~7.0）、药勺、称量纸、 标签纸、封口膜、橡皮筋、棉线、电炉、高 压蒸汽灭菌锅、电磁炉等。
实验2 胡萝卜愈伤组织的诱导培养
壹 实验内容：
贰
胡萝卜愈伤组织诱导 培养基的配制
叁 胡萝卜愈伤组织的诱 导
肆 胡萝卜愈伤组织继代 培养基的配制
伍 胡萝卜愈伤组织的继 代培养
实验2-1 胡萝卜愈伤组织诱导 培养基的配制
一．实验目的 通过本次实验，使学生进一步熟悉配制培养基的流程及操作中应
注意的事项，学会设计和筛选胡萝卜愈伤组织诱导培养基配方。
4 药品和试剂
MSห้องสมุดไป่ตู้养基母液、琼脂、蔗糖、生长调节物质、 蒸馏水、1mol·L-1HCl、1mol·L-1NaOH
5 胡萝卜愈伤组织诱导培养基 的配方及配制体积
培养基配方设计：（1）根据培养的目的选择一种培养基为基 本培养基。（2）确定培养基中各种激素的浓度及相对比例
配方： MS基本培养基＋ 1mg/L 2,4-D＋0.5mg/L 6-BA＋ 0.7％琼脂＋3％蔗糖
植物组培培养基及其配制
植物组培培养基及其配制培养基好比土壤，是组织培养中离体材料赖以生存和发展的基地。
因此，在组织培养基的各个环节中，应着重掌握培养基，了解它的组成和配制方法。
一、组成培养基的五类成分目前，大多数培养基的成分是由无机营养物、碳源、维生素、生长调节物质和有机附加物等五类物质组成的。
1.无机营养物无机营养物主要由大量元素和微量元素两部分组成，大量元素中，氮源通常有硝态氮或铵态氮，但在培养基中用硝态氮的较多，也有将硝态氮和铵态氮混合使用的。
磷和硫则常用磷酸盐和硫酸盐来提供。
钾是培养基中主要的阳离子，在近代的培养基中，其数量有逐渐提高的趋势。
而钙、钠、镁的需要则较少。
培养基所需的钠和氯化物，由钙盐、磷酸盐或微量营养物提供。
微量元素包括碘、锰、锌、钼、铜、钴和铁。
培养基中的铁离子，大多以螯合铁的形式存在，即FeSO4与Na2—EDTA(螯合剂)的混合。
2.碳源培养的植物组织或细胞，它们的光合作用较弱。
因此，需要在培养基中附加一些碳水化合物以供需要。
培养基中的碳水化合物通常是蔗糖。
蔗糖除作为培养基内的碳源和能源外，对维持培养基的渗透压也起重要作用。
3.维生素在培养基中加入维生素，常有利于外植体的发育。
培养基中的维生素属于B 族维生素，其中效果最佳的有维生素B1、维生素B6、生物素、泛酸钙和肌醇等。
4.有机附加物包括人工合成或天然的有机附加物。
最常用的有酪朊水解物、酵母提取物、椰子汁及各种氨基酸等。
另外，琼脂也是最常用的有机附加物，它主要是作为培养基的支持物，使培养基呈固体状态，以利于各种外植体的培养。
5.生长调节物质常用的生长调节物质大致包括以下三类：(1)植物生长素类。
如吲哚乙酸(IAA)、萘乙酸(NAA)、2，4-二氯苯氧乙酸(2，4-D)。
(2)细胞分裂素。
如玉米素(Zt)、6-苄基嘌呤(6-BA或BAP)和激动素(Kt)。
(3)赤霉素。
组织培养中使用的赤霉素只有一种，即赤霉酸(GA3)。
二、常用培养基配方及其特点1.常用培养基配方组织培养是否成功，在很大程度上取决于对培养基的选择。
愈伤组织培养-3
• 理论上愈伤组织是可以无限制继代，但 愈伤组织继代次数增加，形态发生能力 逐渐丧失。 • 原因：遗传因素即继代培养中通常出现 染色体紊乱。
REASONS
遗传上表现不稳定：染色体出现多倍 体和非整倍体
• 四、培养条件
• 1、光照：愈伤组织的诱导需弱光或不需 光，分化需光。继代培养一般需光。此 时光对器官的作用是一种诱导反应。 • 2、温度：一般采用24～28℃的恒温条件 进行。 • 3、湿度：较大，以免引起培养基干缩。
并杀死微生物。
3.外植体的大小和形态
消毒后的植物材料，即可进行培养。
从外表均一的外植体长出的愈伤组织，在开始阶 段是相当一致的，而从茎、根等器官切段上长出 的则是一个混杂的愈伤组织。
有些外植体外表上看来是由同一类细胞组成，例 如烟草的髓、胡萝卜的次生韧皮部、菊芋的块茎 等，这些细胞中DNA的含量有很大差别。这种差 别可能是由于细胞核中染色体数目的差别，即倍 性不同所造成的。
1.一般植物组织都能诱发愈伤组织。 : 诱导愈伤组织的成败关键主要不是实验材料，而
是培养条件，其中激素的成分和浓度是最重要的
因素。
双子叶植物为最多，单子叶植物(1990’s)，此外，
裸子植物、蕨类和藓类植物也有诱发成功的例子。
2.材料必须完全无菌
微生物一旦与培养长。
玻璃化现象的预防措施
• • • • • • • 适当控制培养基中无机盐浓度 适当控制培养基中蔗糖和琼脂浓度 适当降低细胞分裂素和赤霉素浓度 增加自然光照，控制光照时间 控制好温度 改善培养皿的气体交换状况 在培养基中添加其他物质
培养阶段易出现的其他问题
白花苗
愈伤组织的 培养
一、培养基 培养基一般包括大量元素、微量元素和一种碳 水化合物，最常用的碳水化合物是蔗糖。 这样简单的培养基(基本培养基)只有很少几种植 物组织能够培养和维持下去，大多数组织需要 添加各种各样的附加物（完全培养基），如维 生素、氨基酸、糖醇，生长素、细胞分裂素、 赤霉素、螯合剂如EDTA、各种营养性的提取物 如椰子汁等。
S4实验四 植物叶片愈伤组织的诱导培养(理论)
实验四植物叶片愈伤组织的诱导培养（理论）一、概念愈伤组织（callus）◆自然状况下指植物在受伤后于伤口表面形成的一团薄壁细胞。
◆植物组织培养中，指在人工培养基上由外植体组织增生细胞产生的一团不定形的疏松排列的薄壁细胞。
二、植物愈伤组织及形成过程外植体形成愈伤组织，标志着植物组织培养的开始。
1、形态结构◆形状不规则，结构疏松◆有大量的分生中心◆细胞排列毫无次序◆内有大量的细胞间隙◆颜色不一致优良的愈伤组织所具备的特性：A、高度的胚性或再分化能力，以便从愈伤组织得到再生植株B、易散碎，可建立优良的悬浮体系，并可分离出全能性的原生质体C、旺盛的自我增殖能力，可建立大规模的愈伤组织无性系D、经过长期继代保存而不丧失胚性，可进行各种遗传操作2、愈伤组织形成过程A、诱导期◆细胞准备分裂◆合成代谢活动加强◆细胞大小基本不变诱导期时间长短因植物种类、外植体生理状况及外部因素而异B、分裂期◆一分为二，不断增殖◆形态结构与生理生化发生变化主要表现：◆数目迅速增加◆细胞平均鲜重下降◆细胞体积小◆核与核仁增至最大◆ RNA减少，DNA保持不变◆组织总干重、蛋白质与核酸含量增加◆新细胞壁合成极快C、形成期细胞经诱导、分裂形成无序结构愈伤组织的时期。
细胞特点：◆大而不规则、高度液泡化◆无次生细胞壁与胞间连丝◆整个组织松散◆表面以下约5~10个细胞生长中心本时期的愈伤组织是最适合获得单细胞或原生质体的，是建立悬浮体系的最好时期。
D、分化期停止分裂的细胞发生生理代谢变化，导致形成由不同形态和功能的细胞组成的愈伤组织。
本期愈伤组织特点：◆细胞分裂部位由表层转变到深层◆分裂方向由单周分裂变为深层局部分化◆分化组织瘤状结构形成◆维管组织形成瘤状结构的出现使愈伤组织逐渐形成具有维管组织，呈分散的节状结构形成，出现各类组织细胞。
细胞分裂素对促进维管化组织有重要作用3、愈伤组织的继代培养◆长期保存愈伤组织的一种方法◆直径到2~3cm时与外植体分离，单独培养◆选取其生长迅速的部位作继代培养◆分化与再生植株时，应选生长较慢的愈伤组织◆每一继代培养时间取决于其生长速度◆一般可在3~6周继代一次三、植物愈伤组织的遗传变异1、引起异质性的原因A、外植体染色体倍数性与遗传组成不同的细胞经诱导后的分裂B、培养条件引起的不规则性它们常同时发挥作用2、初生愈伤组织接种到培养基上后，细胞核内的变化：A、正常有丝分裂B、先核内复制，后有丝分裂C、先核碎裂，后有丝分裂◆初生愈伤组织的异质细胞群体性反映了外植体中的染色体状况反映了愈伤组织诱导期间核变异的结果◆在诱导中，会出现二倍体、多倍体、单倍体、非整倍体与染色体结构变异体等3、建成愈伤组织◆选择作用的结果◆只有一种主要核型占优势◆培养基成分和培养类型的影响◆异质群体中细胞间的竞争与互作的影响四、影响因子及培养条件1、培养基2、组织原有的倍数性3、培养环境的条件五、愈伤组织的发生方式发生方式：1、器官发生指细胞或愈伤组织通过形成不定芽再生成植株的过程。
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中 国 海 洋 大 学 实 验 报 告
姓名： 马宁 专业年级： 生命基地班2009级 学号： 040212009020 课程： 植物生理学实验 题目： 植物愈伤组织诱导培养基的配制
一 .实验目的
1、掌握植物组织培养基母液配制的原则。
2、掌握植物MS 培养基的配制方法。
3、学会使用高压灭菌锅。
学会植物组织含水量、自由水和束缚水含量的测定
二 .实验原理
概念：
1.植物组织培养：
将植物的器官组织以至单个细胞，应用无菌操作方法，使其在人工条件下，能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。
2.愈伤组织及脱分化、再分化：
植物的组织在人工培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，可以重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这一过程称为“脱分化作用”。
而已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称为“再分化作用”。
植物激素在“再分化”过程中起着重要作用，生长素和细胞分裂素的比例，决定了根和芽的分化。
培养基配置见下表
化合物
含量
mg/L
母 液
吸取母
液量 ml/L 编号
浓度
mg/ml
称量
mg 配制量
ml
NH 4NO 3 1650 1
33 16500 500 25 KNO 3 1900 38 19000 KH 2PO 4 170 3.4 1700 MgSO 4.7H 2O 370 7.4 3700 CaCl 2.2H 2O
440
2 8.8
4400
500
25
三 .主要仪器试剂
三蒸水、蔗糖、琼脂、用分析纯试剂：NH4NO3、KNO3、KH2PO4、MgSO4•7H2O 、CaCl2•2H2O 、 ZnSO4•7H2O 、MnSO4•4H2O 、H3BO3预先配制好的不同组分的培养基母液、2-4D 溶液、烧杯、移液管、铁缸子、玻璃棒、手套、加热器等。
四.实验操作步骤
1、母液的配制（教师配好） 1）配制母液的好处和原则 （1）好处
a.可减少每次配制称量药品的麻烦.
b.减少极微量药品在每次称量时造成的误差。
母液配成10~100倍，2－4℃冰箱中保存，用时按比例稀释。
（2）原则：按照药品的种类和性质（相似）分别配制，避免形成沉淀。
2）实验中用到的各母液
ZnSO 4.7H 2O 8.6 3
0.86 430 500
5
MnSO 4.4H 2O 22.3 2.23 1115 H 3BO 3 6.2 0.62
310 NaMoO 4.2H 2O 0.25 4
0.25 125 500
0.5
CuSO 4.5H 2O 0.025 0.025 12.5 CoCl 2.6H 2O 0.025 0.025
12.5 KI 0.83 5 0.083 41.5 500 5 Na-EDTA 37.3 6 7.46 3730 500 2.5 FeSO 4.7H 2O 27.8 5.56 2780 盐酸硫胺素 0.1 7 1 25 25 0.05 盐酸吡多醇 0.5 8 1 25 25 0.25 肌醇 100 9 20 1000 50 2.5 甘氨酸 2 10 1 50 50 1 烟酸
0.5
11
1
25
25
0.25
（1）大量元素混合母液：指浓度大于0.5 mmol／L的元素，即含N、P、K、Ca、Mg、S 等六种盐类的混合溶液，可配成10倍母液。
【注意事项】
a.各化合物必须充分溶解后才能混合。
b.混合时注意先后顺序，特别要将钙离子与硫酸根离子，磷酸根离子错开，以免产生硫酸钙、磷酸钙等不溶性化合物沉淀。
c .混合时要慢，边搅拌边混合。
（2）微量元素混合母液：指浓度小于0.5 mmol／L的元素，即含除Fe以外的B、Mn、Cu、Zn、Mo、Cl等盐类的混合溶液。
一般配成100倍甚至1000倍。
（3）铁盐母液
（4）钙盐母液：必须单独配制，若同其他无机元素混合配成母液，易造成沉淀。
（5）有机营养母液：主要是维生素和氨基酸类物质。
必须分别配成单独的母液。
0.1、1.0、10 mg/ml。
（6）植物激素：单独配制成母液。
0.1、0.5、1.0mg /ml。
a. IAA、IBA、GA3先溶于少量95%酒精，再加水定容。
b. NAA可溶于热水或少量95％的酒精中，再加水定容。
c. 2,4－D不溶于水，可用1mol NaOH溶解后，再加水定容。
d. KT和6-BA先溶于少量1mol的HCl中，再加水定容。
e. 玉米素先溶于少量95％酒精中或NaOH，再加水定容。
2、MS培养基的配置
（1）向洗净的大搪瓷缸加三蒸水至大约400ml；
（2）将储存母液按顺序摆放好；
（3）按照配方并根据欲配制的总体积，量取各种不同体积的母液；
（4）加入2，4-D(2mg/L)；
（5）称取加入蔗糖(浓度3%)，调节pH至5.7-5.8【此时可以偏酸抵消加热后的酸度偏差】；（6）加入琼脂（8-9g/L）加热搅拌溶解，沸腾后立即端离火源（第一个大气泡从缸底上升顶破泡沫层），趁热分装在100ml的三角培养瓶中（一般以容器的1/3～1/4体积为宜），拧紧瓶盖。
（7）放入高压蒸汽灭菌锅灭菌，1.1kg·cm-2，121℃保持15～20分钟即可。
3、培养基的存放
经高压灭菌的培养基凝固后，宜放在培养室中预培养3～5天，若没有污染才可使用。
暂时不用的培养基应放置在10℃以下保存，而含有生长调节物质的培养基则在4～5℃低温下保存更好。
五.思考题解答与讨论
1.培养基配制应注意哪些问题？
答：
①用于配制培养基的水最好是三蒸水。
②所用的各种化学药品：分析纯级别的试剂，避免药品的交叉污染和混杂。
③配制培养基最方便的方法是预先配制好不同组分的培养基母液，存放在2～4℃冰箱内，使用时按比例稀释配用即可。
④对于吲哚乙酸、玉米素及某些维生素等遇热不稳定的生物活性物质，不能进行高压蒸气灭菌，因此在配制含有此类物质的培养基时，要分步进行：
⑤事先准备好已灭菌的滤器（加滤膜）及装无菌溶液的瓶子，将配制好的吲哚乙酸等溶液在无菌条件下进行抽滤；
2.培养基灭菌冷却后不凝固，请分析原因并提出解决办法。
答：不凝固原因可能是培养基在配制时调节pH偏酸，或者是在加热时使pH下降，造成过酸，使培养基不能凝固。
另外，也有可能是加热时不到火候，琼脂还没彻底化开，这样也是不会凝固的。