动物实验的基本技术和方法 完

吸入麻醉 Inhalant Anesthetics
（2）注射麻醉法 注射麻醉法是使用非挥发性麻醉药进行全
麻的方法。在动物实验中比较常用。 常用麻醉药： 戊巴比妥钠 硫喷妥钠 氯氨酮 水合氯醛 乌拉坦 大动物：静脉注射或腹腔注射 啮齿类动物：腹腔注射
* 巴比妥类：种类很多，有巴比妥钠，戊巴比妥钠，硫喷妥 钠，苯巴比妥钠等。适用于各种动物。 特点；安全范围广，毒性小，麻醉潜伏期短，麻醉维持时 间长。可腹腔或静脉给药。机理：阻断神经冲动传递到大脑。 副作用：过量使用可导致呼吸肌麻痹而死亡，同时抑制末 梢循环，导致血压降低，并影响基础代谢，导致体温降低。
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• 固定方法（2）
当保定侧卧位置的狗时，跨越动物的身体,用一只手抓 住前腿, 前臂靠在狗的脖子上。另一只手把握后肢, 前 臂靠住动物其余部位。
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v 适用需要个体识别的实验
1. 短期标记——染色法：适合白色被毛的动 物，如小鼠、大鼠、豚鼠、兔等。
• 要爱护动物和对由于实验死亡的动物 应持有怜悯和感谢之情
动物的抓取注意点
v 动物的抓取是顺利进行各项动物实验操作最 基本的一个环节。
v 应熟练掌握各种实验动物的抓取方法，用轻 柔的手法把对动物施加的恐惧和痛苦降到最 低。
——一般来说动物是不会主动攻击人的
1.小鼠的抓取和保定
v 小鼠的抓取部位一般在尾中部，不要抓取尾尖部 v 也可采用带有头部带有橡胶护套的镊子从颈部抓取
状况等因素进行综合考虑，决定选用的麻醉剂 和麻醉方法。 v 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验 动物的麻醉中绝大多数采用全身麻醉。
v 全身麻醉简称全麻，全麻是指麻醉药通过呼吸道吸入、 静脉、肌肉、腹腔注射等途径，进入实验动物体内， 使其产生短时间意识丧失、痛觉消失、肌肉松弛和反 射抑制等中枢神经系统抑制现象。当麻醉药从体内排 出或在体内代谢破坏后，实验动物逐渐清醒，不留后 遗症。
第九章 动物实验的基本
技术和方法
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1.动物福利和动物实验伦理问题
——将“3R”原则体现到设计、实施及完成整个过程。
2. 动物实验技术和方法是实践性非常强的，不 能仅靠书本理论知识，需要通过反复实践加 以掌握。
——保证实验的顺利进行。 ——减少动物所承受的痛苦。
• 实验结束和动物不可能恢复时，
v 全麻有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途径，吸入麻醉 法用挥发性麻醉药，注射麻醉法用非挥发性麻醉药。
SC
IP
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IV
（1）吸入麻醉法 v 常用药物为乙醚、异氟烷等。吸入麻醉法有开放吸
入和气管内插管吸入两种方法。动物实验大都采用 开放吸入法 1. 开放吸入：适用于啮齿类小动物，可用乙醚、氯仿、 异氟烷等。小动物吸入麻醉机已研制成功。 2. 气管内插管：适用于犬、猴、羊等大动物，异氟烷 是最常用的麻醉药。 v 吸入麻醉的优点： 麻醉平稳、安全可靠、 停止吸入后很快苏醒 v 缺点： 需要一定的仪器设备。
20 由内侧到外侧
100
40
7
左耳（十位数）
90
3
右耳（个位数）
圆 孔 为 1、2、3
单缺口为 4、5、6 双缺口为 7、8、9
（背侧）
剪耳打孔法举例
24号
93号 多10少6号号?
小鼠耳标
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别对动物动粗！
v 常用脱毛剂配方 配方1：硫化钠8g溶于100ml水中。 配方2：硫化钠:肥皂粉:淀粉的比例为 3:1:7，再加水调成糊状。 配方3：硫化钠10g和生石灰15g溶于 100ml水中。
200-249
4-5
>3.5kg
200
250-300 >300
6.0
8.0
猫
2.5kg3.0kg
50-80
>3.0kg
100-050
犬 10kg-15kg 200-500
v 注射法 注射法有皮下注射(s.c)、腹腔注射(i.p)、
静脉注射(i.v)、肌肉注射(i.m)以及皮内注射 (i.d)、脑内注射等。
：常用3-5%
溶液
红色：常用0.5%中性红溶液
咖啡色: 2%硝酸银溶液 黑色：煤焦油酒精溶液
优点：简单、易识别
缺点：长期易褪色；不能编大号码和重号。
左小右大 头小尾大 浅色个位数 深色十位数
染色法规则
2.长期标记：
（1） 剪耳（打孔）法或耳标法：啮齿类小动物 （2） 剪趾法：小型动物。通常应用于新生仔鼠(小于7天）
小鼠 v 小鼠固定器 v 在需要移动出生小于10天的仔鼠时，应采用捞取的
方式，并混合部分垫料，减少抓取对仔鼠的影响
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2.大鼠的抓取和保定
v 尾部抓取：尾中段近尾根，短时间（短距 离）抓取
v 手握式抓取：从胸部及前肢后侧钳住，
避免头部运动，不要施加过度压力避免
v 实验动物麻醉阶段应注意的事项
1. 禁食：麻醉之前应禁食。 2. 准确称体重：作为计算麻醉剂用量的依据。 3. 正确选择麻醉剂：不同麻醉药对动物的作用
是不同的。戊巴比妥钠、硫贲妥钠等能抑制 心肌收缩力，使肌肉松弛，氯胺酮则相反。
4. 大动物犬、猴、羊等麻醉前半小时应注射麻 醉前给药如阿托品和苯巴比妥钠。
2. 灌胃给药
在给犬灌胃时，将犬固定于特制的固定 架上，实验时将木制开口器从一侧口角放入 犬的口腔，用左手或绳子固定，右手持12号 胃管由开口器的小圆孔向咽后壁方向不断插 入，导管另一端置于一杯清水中，若连续出 现气泡，说明插入呼吸道，应立即拔出胃管， 重新操作。如无气泡，说明没有插入气管， 插至约20cm，即可到达胃内。犬的灌药量为 每只每次200-500mL。
v 经口给药 1. 拌入饲料或饮水中自由摄取
优点：省人力 缺点：因个体差异，摄入量不等 2. 灌胃 优点：能准确定量 缺点：可能给动物造成一定的不适 难度：需熟练掌握技术
大小鼠灌胃注意点
1. 用灌胃针。
2. 从嘴角处插入，到达咽部后改变灌胃针 的方向，使其与食管的走向一致，然后 顺利插入。
3. 成年大鼠由于体型较大，不易保定。办 法：
1. 口服给药
用右手将口服药片夹在拇指和食指之间， 把左手放在犬的圈套上，用拇指和食指压着 犬的上唇，用力使犬的头向后仰，继而把右 手中指放在犬的下颌向下压。当犬的嘴张大 时，快速把药片放在舌根隆起的部位，合上 犬的嘴，维持头后仰姿势，右手在咽喉部轻 轻按摩。借助犬本能的吞咽动作服下药片。
犬的经口给药法
§ 美解眠：对抗巴比妥类和水合氯醛中毒， 每次50mg，静脉缓慢注射
§ 碳酸氢钠：纠正急性酸中毒。可注射肾 上腺素后立即静脉注射5%碳酸氢钠 1~2ml/kg
一、经口给药法 二、注射法 三、其它途径给药方法 1. 呼吸道给药 2. 皮肤给药 3. 脊髓腔内给药 4. 脑内给药 5. 直肠内给药 6.ห้องสมุดไป่ตู้关节腔内给药
*局麻药物
§ 普鲁卡因：是无刺激性的局麻药物。
特点：麻醉速度快，注射后1~3分钟就可产生麻 醉。可以维持30~45分钟。对皮肤和黏膜穿透力 很弱，需要注射给药才能产生局麻效果。它可以 使血管舒张，易被吸收入血液而失去效果。在其 溶液中加入肾上腺素（每100ml加入0.1%肾上腺 素0.2~0.5ml）可以使麻醉时间延长1~2小时。 § 利多卡因：效力和穿透力比普鲁卡因强的卡因： 化学结构和普鲁卡因类似，效力和穿透力比普鲁 卡因强。
5. 静脉注射麻醉药时必须缓慢，边注射边观察 动物的意识、眼睑反射、肌肉紧张性和对疼 痛的反应，达到麻醉要求时应停止注射。
Pre-anesthetic Assessment PERSURGICAL FASTING
l Big animal （carnivores, omnivores, and ruminants）
1.立即停止供给麻醉剂 2.人工呼吸，吸氧 3.苏醒剂(解药) 4.呼吸中枢兴奋剂如可拉明等和心脏和呼吸兴奋剂， 如0.1%肾上腺素适量作心内或静脉注射，静脉滴注 50%葡萄糖溶液等。
§ 尼可刹米：适用于各种原因的中枢性呼 吸衰竭，每次0.25g~0.5g，静脉注射。
§ 戊四氮：对抗巴比妥类和氯丙嗪过量导 致的呼吸衰竭，每次0.1g，静脉注射或 心内注射
1）一人保定、灌胃
2）两人协作灌胃：一人抓取大鼠 后，将大鼠尾部按在自己的胸部，达到 固定尾部的目的，另一人灌胃。
v 视频四：
小鼠灌胃给药方法
v 视频五：
大鼠灌胃给药方法
兔灌胃法
采用两人操作法。
操作者用左手拇指和中指挤压家 兔两颊，将下颌挤开使兔被动张口， 右手将开口器从一侧口角插入口腔 并固定，用泡在水中的14号细导尿 管，经开口器的孔插入，向前推进 约15cm，可达胃内，确认泡在水中 的导管另一端没有冒气泡，说明没 有误入气管，即可注入药液。灌胃 量为每只每次80-150mL。
的鉴别中，不用于成年小鼠的个体识别。
（3）耳牌法：适用于犬羊牛等大家畜，不适用于猴等有爪动物； 项圈法：适用于猴等有爪动物。
（4）黔刺法：适用于白化或白毛动物、灵长类、大鼠尾 根标记。
（5）电子芯片植入法：适用于所有动物，可重复使用。 （6）笼盒卡片：最常用、无损伤、完全可接受的方法。
动物编号永久性标记——剪耳（打孔）法示意图
7. 注意手术室的室温：动物在麻醉期间、 手术后至苏醒期体温会下降，应注意手术 室的温度。
8. 注意术后护理（清创、补充NS、蛋白质） 9. 准备好补充麻醉剂和解药。
v 麻醉意外的抢救 原因： 麻醉药速度过快、剂量过大、麻醉过深 后果： 中枢神经系统抑制导致呼吸系统、循环系统功能
障碍，引起呼吸、心跳停止。 抢救方法： 要针对具体情况，采取对症治疗的措施。
* 氯胺酮：常用其盐酸盐。 特点：麻醉潜伏期短，麻醉维持期仅10-20min，麻醉浅， 安全性高，可重复给药。 机制：阻断大脑联络途径。 副作用：兴奋心血管系统，使血压升高，心率加快，偶尔 引起呕吐。
* 水合氯醛：作用特点和巴比妥类相似。但安全范围小，麻 醉剂量和中毒剂量接近，对皮肤和黏膜有较强刺激。
Dogs，Cats，Pigs（12h） Ruminants （12h-24h）
l Rodents and Rabbits
If need （3-4h），Coprophagia
l Guinea Gigs
6.大动物手术时应配备麻醉师，在麻醉过程 中密切观察动物的反应，如血压、脉搏、 呼吸和体温，及时调节麻醉药剂量，保证 手术顺利进行。
，钳伤造成的伤害会使 它对你更加恐惧，影响以后实验的进行。
v 抓取后用绳子将嘴绑住。
犬的抓取保定
v 抓取比格犬时应避免抓取颈背部，一只 手托住胸前，一只手放在臀部。
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• 固定方法（1）
温顺的狗：把一只胳膊在动物的脖子上,把它的头靠到 你的肩膀。一只手紧紧捏住头部和颈部另一只手臂搂着 它的胸部并固定前腿。
各种动物一次灌胃能耐受的最大容积
动物 种类 小鼠
体重 （g） 20-24 25-30
最大容积 （ml） 0.5 0.8
动物 种类 豚鼠
体重 （g） 250-300 >300
最大容积 （ml） 4-5 6.0
>30 大鼠 100-199
1.0
3.0
兔 2kg-2.4kg
100
2.5kg-
150
3.5kg
v 配方1和2适用于家兔和啮齿类动物的脱 毛，配方3适合给犬脱毛。
v 脱毛后用清水将脱毛区清洗干净。
v 对实验动物进行麻醉的目的是： 1）消除实验过程中对动物引起的痛苦和不适。 2）确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行。 3）是动物实验伦理的一个重要方面。 v 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康
窒息。
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v 视频一：
小鼠的灌胃及腹腔 给药的徒手固定方法
v 视频二：
大鼠的灌胃及腹腔 给药的徒手固定方法
2019中英第 六届实验动
物福利伦理
国际论坛
v 一只手在它的前腿和胸部,用拇指和食指沿着齿 龈直接在前腿后面。把另外一只手掌放在其臀部 来支持体重。
4. 兔子的抓取和固定
v 最好戴人造革围裙和袖套，以免爪子抓 伤。
v 采用正确的抓取方法。 v 可采用兔固定器固定进行实验操作，或
一人抓取固定，一人实验操作。
××
×
√ √
固定台
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v 视频三：
实验兔抓取和固定方法
5. 犬抓取和固定
v 实验用犬有专用的比格犬和农村收购来的随意 来源犬。
v 犬是通人性的，随意来源犬购入后，饲养人员 和实验人员要经常亲近它们，使它放松对你的 警惕，容易直接抓取它们。