实验动物的捉拿和给药方法
药理学实验指导
药理学实验指导(供自学助考班用)实验一药理学实验基础知识与常用动物捉拿、给药【目的】1、学习药理学实验基础知识;2、掌握药理学实验常用动物捉拿、给药方法。
【器材】1ml、5ml、20ml注射器,大、小鼠灌胃针头,4号、6号注射针头,250ml烧杯、鼠笼(或铁丝笼),天平秤、砝码。
【药品】0.9%生理盐水。
【动物】小白鼠、大鼠、家兔。
【内容】一、实验动物的捉拿方法1、蛙和蟾蜍左手握持蛙或蟾蜍,食指和中指夹住左前肢,拇指压住右前肢;右手将双下肢拉直,左手无名指及小指将其压住而固定。
此法用于淋巴囊注射。
毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部,拇指和无名指小指握持双下肢,右手持刺针进行操作。
2、小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。
双手法:右手提起鼠尾,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后方轻拉,小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤,并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部,固定于手中。
单手法:小白鼠置于笼盖上,先用左手食指与拇指抓住鼠尾,手掌尺侧及小指夹住尾根部,然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
3、大白鼠大白鼠容易激怒咬人,捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠,先用右手抓住鼠尾,再用左手拇指和食指握住头部,其余手指与手掌握住背部和腹部。
不要用力过大,切勿捏其颈部,以免窒息致死。
4、家兔用左手抓住颈背部皮肤(抓的面积越大,其吃重点越分散)。
将兔提起,以左手托住其臀部,使兔呈坐位。
二、实验动物的给药途径与方法1、小白鼠给药途径与方法灌胃(ig):左手固定小鼠,右手持灌胃器,灌胃针头自口角进入口腔,紧贴上腭插入食道。
如遇阻力,将灌胃针头抽回重插,以防损伤。
常用灌胃量为0.1~0.2ml/10g。
皮下注射(ih):可用腹部、背部、腹股沟的皮下,此处皮肤比较松弛,也可由助手协助。
注药量一般为0.1~0.2ml/10g。
肌肉注射(im):一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴,另一人持连4号针头的注射器,将针头刺入后腿外侧肌肉。
动物实验基本操作技术
(二) 局部麻醉法
1% 盐酸普鲁卡因
局部浸润麻醉
0.02~2%盐酸可卡因 表面麻醉
针对不同的动物,选择不同的麻醉药物、 实施不同的麻醉方法。
麻醉药物应用原则:
依据动物体重计算麻醉药物的剂量; 依据动物生命体征变化控制给药速度; 掌握宁少勿多、分阶段给药的方式。
家兔全身麻醉
麻醉剂:1.5%戊巴比妥钠,2ml/kg
一、常用手术器械 二、常用手术插管技术 气管插管术 颈动脉插管术 颈静脉插管术
动物实验常用手术器械
眼科剪
组织镊 眼科镊
止血钳
组织剪
粗剪刀
粗剪
用于蛙类实验中的剪骨、肌肉和皮 肤等粗硬组织以及家兔等实验动物的 剪毛。
剪毛时,剪毛剪自然落下逆毛方向 一次次将毛剪下即可,加力下压或一 手提起被毛,均易剪破皮肤。剪下的 毛应集中放入加有清水的污物盒内, 避免到处飞扬。
切割的作用;缝合针需配合持针器同时使用。
探针
包括金属探针和玻璃分针;用于对精细部位的分 离和游离等操作。有时,在实施血管插管技术时, 切开血管壁后往往借助于探针先将切口挑起,然 后插入导管。
支架
用于蛙类及哺乳类手术中换能 器及刺激电极等的固定与位置调 节。由底座及支架杆构成,支架 上附有万向节,可在各个方向上 调节。
哺乳动物手术器材清单
金属用品
手术剪1把 眼科剪1把 血管钳4把 手术镊1把 动脉夹1个 手术刀1把
玻璃用品
气管插管1个 动脉插管1根 尿道插管1根 玻璃分针1根 注射器1 支(1ml/5ml) 三通管一个
消耗品
纱布 棉签 丝线
动物实验常用插管技术
气管插管术 颈动脉插管术 颈静脉插管术 导尿管插管术
动物实验的基本操作
动物实验的基本操作(动物的捉拿与给药方法)小鼠捉拿法有二种:一种是用右手提起尾部,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后上方轻拉,此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面,迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中;另一种抓法是只用左手,先用拇指和食指抓住小鼠尾部,再用手掌尺侧及小指夹住尾根,然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。
大鼠捉拿时,右手抓住鼠尾基部,将大鼠放在粗糙面上,左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠,抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。
捉拿时勿用力过猛,勿捏其颈部,以免引起窒息。
家兔捉拿时一手抓住其颈背部皮肤。
轻轻将兔提起,另一手托住其臀部。
猫捉拿时先轻声呼唤,再慢慢将手伸入猫笼中,轻抚猫的头、颈及背部,抓住其颈背部皮肤并以另一手抓其背部。
如遇凶暴的猫,不让接触或捉拿时,可用套网捉拿,必要时可用固定袋将猫固定。
实验动物的给药方法1.灌胃法小鼠灌胃法将小鼠放在粗糙面上,左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤,无名指或小指将尾部紧压在手掌上,使小鼠腹部朝上,注意使口腔和食管成一直线。
右手持灌胃针管从小鼠口角插入口腔内,经舌面紧贴上腭进入食管,进针2~3cm 后,如此时动物安静并无呼吸异常,即可将药注入。
如遇阻力或动物憋气时则应抽出重插,不能强插以免刺破食管或误入气管使动物死亡。
兔灌胃法用兔固定箱,可一人操作。
右手将开口器固定于兔口中,舌压在开口器下面,左手将导管经开口器中央小孔插入。
如无兔固定箱,则需两人协作进行,一人就坐,腿上垫好围裙,将兔的躯体夹于两腿间,左手紧握双耳,固定其前身,右手抓住其两前肢。
另一人将开口器横放于兔上下颌之间,固定在舌面上,将导管自开口器中央的小孔插入,慢慢沿兔口腔上腭壁插入食道约15~18cm。
插管完毕将胃管的外口端放入水杯中,切忌伸入水过深。
如有气泡从胃管逸出,说明不在食道内而是在气管内,应拔出来重插。
如无气泡逸出,则可将药推入,并以少量清水冲洗导尿管保证管内药液全部进入胃内。
实验1实验动物的捉持法和给药法
实验1 实验动物的捉持法和给药法一、常用实验动物的捉持法1.蛙和蟾蜍通常以左手握持,用食指和中指夹住左前肢,拇指压住右前肢,右手将下肢拉直,左手用无名指及小指夹住(图1)。
图1 蟾蜍捉持法2.小鼠(1)双手法:右手提鼠尾,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后方轻拉鼠尾,使小鼠前肢固定在粗糙面上。
迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤,无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部,便可将小鼠牢固捉持(图2)。
图2 小鼠双手捉持法(2)单手法:小鼠置于笼盖上,先用左手食指和拇指抓住鼠尾,后手掌尺侧和小指夹住鼠尾,然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤(图3)。
图3 小鼠单手捉持法3. 大鼠大鼠容易激怒咬人,捉持时应戴防护手套。
先用右手抓住鼠尾,再用左手拇指和食指握住头部,其余手指与掌部握住背部和腹部。
注意不要捏其颈部,以防用力过大、过久,窒息死亡。
4.家兔一只手抓住兔颈背部皮肤,将兔轻轻提起,另一只手托住臀部,使兔呈蹲坐姿势(图4)。
切不可用手握持双耳提起兔子。
图4 家兔捉持法5.豚鼠豚鼠性情温和,不咬人,用手轻轻握住身体即可抓起。
6. 猫应戴好防护手套。
轻声呼唤,慢慢将手伸入猫笼,轻抚猫头、颈和背部,一只手抓住颈背部皮肤,另一只手抓住腰背部。
性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持,操作中应防其利爪和牙齿伤人。
7. 狗驯服的狗可戴上特制嘴套,用绳带固定于耳后颈部;凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部,然后套上嘴套。
狗嘴也可用绳带固定,操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结,再绕到颈后部打结,以防绳带滑落。
狗麻醉后四肢固定于手术台上,取下嘴套或绳带,将一金属棒经两侧嘴角,穿过口腔压于舌上,再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴,并固定于手术台上。
应将狗舌拉出口腔,以防窒息。
二、常用实验动物给药法1. 经口给药法此法有口服与灌胃两种方法。
适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。
口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。
若为保证剂量准确,可应用灌胃法。
家兔基础实验操作及注意事项总结
基本技能操作经验总结(一)家兔的给药、基本手术及相关仪器的初步使用1.家兔的捉拿【实验方法】先轻轻打开笼门,勿使其受惊,随后手伸入笼内,从头前阻拦其跑动,一只手迅速抓住兔的颈背部的皮毛,慢慢提起家兔,然后用另一只手轻轻托住臀部,尽量使兔处在舒适、放松的状态。
【注意事项】避免抓住耳朵提拿家兔,这样不但会损伤家兔的耳朵,而且易引起家兔的紧张并激起挣扎和反抗。
抓取动物时手法不当,动作过激导致家兔惊吓,产生强烈挣扎而长时间处于激动状态,大脑皮层细胞兴奋阈值增加,肾上腺素的释放,大脑中枢电位频率增高,大脑皮层运动区过度兴奋,导致麻醉效果不佳。
2.家兔的称重与放置【实验方法】兔笼放置在电子秤上,去皮。
将兔子脖子卡住兔笼头端的凹槽,盖上兔笼盖,使兔子呈趴伏状,记录数据。
压住兔笼盖和后座,将兔笼转移到操作台准备实验。
【注意事项】兔笼重量提前去皮;尽量避免头尾不对应;时刻注意压住兔笼盖,避免转移途中兔子挣脱。
3.耳缘静脉麻醉【实验方法】穿刺前准备工作:穿刺前应拔除待穿刺血管部位的兔毛,轻柔或以手指轻弹待穿刺的血管使其充血扩张,或用酒精棉球涂擦待穿刺的血管使血管扩张。
穿刺手法:左手食指和中指夹住静脉的近端,拇指绷紧静脉的远端,无名指及小指垫在下面,右手持头皮针尽量从静脉的远端刺入。
若回抽注射器有暗红色血液流出或注射时若无阻力、无隆起现象,说明针头在血管内。
移动拇指于针头上以固定针头,放开食指和中指,将药液缓慢注入,然后拔出针头,用手压迫针眼片刻。
注:本实验所用麻醉药——乌拉坦用药剂量为1000 mg/Kg。
【注意事项】1. 进针部位宜选择在耳缘静脉远心端的血管段,若穿刺失败,可向近心端前移一段再进行穿刺;2.可利用酒精棉球擦拭使耳缘静脉血管扩张,便于操作;3.静脉注射必须缓慢(大概每分钟推送5ml ),同时观察家兔肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应,当这些活动明显减弱或消失时,应立即停止注射。
在注射麻醉药物时,可先用麻醉药物总量的三分之二,密切观察动物生命体征的变化,若已达到预计麻醉效果剩余药液可暂不注射,以避免麻醉过深抑制呼吸中枢导致动物死亡;4.实验动物的固定【实验方法】将动物麻醉后,仰卧位固定于手术台上,颈部伸直,口腔与气管成一直线,保持气管畅通。
药理实验
实验一常用动物的捉拿与给药方法【实验目的】1、了解小鼠的饲养方法2、练习并掌握小鼠的捉拿与给药方法【实验材料】1、器材:鼠笼、饮水瓶、大烧杯、托盘天平、灌胃器、注射器、棉签2、药品:生理盐水、苦味酸溶液、75%酒精3、动物:小白鼠,20~30g【实验方法】1、捉拿与固定:用右手捉住鼠尾,将其提起置于鼠笼或者粗糙平面上,向后轻拉鼠尾,用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳及颈背部皮肤,将小鼠置于左手掌心,以小指夹住小鼠尾巴即可。
2、给药法⑴灌胃:将小鼠固定,口朝上,颈部拉直,右手持灌胃针,先从口角处插入口腔,再沿上颚轻轻插入食管。
一般给药剂量。
⑵腹腔注射:将小鼠固定,右手持注射器自下腹部一侧刺入皮下后,再刺入腹腔,缓慢注入药物。
一般给药剂量。
⑶皮下注射:两人合作,一人左手抓住小鼠头部,右手拉住小鼠尾巴固定小鼠,另外一人用左手提起皮肤,右手持注射器刺入皮下注入药物。
一般给药剂量为肌肉注射:最好两人合作,一人固定小鼠,另外一人将针头迅速垂直刺入后肢外侧肌肉,回抽无回血即可注入药物,一侧给药剂量为。
⑸静脉注射:一般采用尾静脉注射。
将小鼠固定,使尾巴露出来,在50℃热水中浸泡或者用75%酒精擦拭尾巴,使血管扩张,左手拉住鼠尾,右手持注射器,从鼠尾巴末梢开始进针,注入药液。
一般给药剂量为【心得体会】实验二不同给药途径对药物作用的影响【实验目的】观察不同给药途径对药物作用的影响【实验材料】4、器材:大烧杯、托盘天平、灌胃器、注射器、棉签少许5、药品:10%硫酸镁溶液、5%氯化钙溶液、苦味酸溶液6、动物:小鼠,18~22g【实验方法】1、取小鼠3只,称重编号,分别放入大烧杯中,观察小鼠的正常活动,记录半个小时内活动、呼吸、粪便情况。
2、给药:一号小鼠灌胃10%硫酸镁溶液10g二号小鼠肌肉注射10%硫酸镁溶液10g三号小鼠静脉注射10%硫酸镁溶液10g3、观察小鼠的反应及活动,记录半小时内小鼠活动、呼吸及粪便变化。
4、当第三只小鼠出现垂头,俯卧时,立即静脉缓慢注射5%氯化钙溶液,直至恢复站立。
药理学实验
针对药理学有关知识容与实验课的要求,拟开设以下几个方面的实验:实验一:药理学实验的基本知识及基本技能训练(4学时)实验目的与要求:通过实验使学生掌握药理实验有关的动物选择、应用、捉拿、给药、采血等基本知识及基本技能的训练。
要点:一、常用动物捉持方法⑴小鼠捉持⑵家兔捉持二、常用动物给药方法⑴小鼠灌胃——;皮下注射——;腹腔注射——;肌肉注射——;尾静脉注射——;⑵家兔灌胃——;耳缘静脉给药——;三、常用动物取血方法⑴小鼠后眼眶静脉丛取血——用拇指和食,中指捏住鼠颈部,利用捏紧的压力,使静脉丛淤血.将一特制硬玻璃吸管(约长15cm,前端拉成管壁略厚的毛细管),从眼角插入眼睑和眼球之间,轻轻香眼底方向移动,并略加捻转,血即自然顺便玻璃管流出。
⑵眼眶动脉、静脉取血——左手抓住小鼠,拇指和食指尽量将头部皮肤捏紧,使眼球突出,用无钩弯镊将眼球摘除,将鼠倒置,血即流出1. 小鼠捉持法以右手捉小鼠尾,将小鼠放于粗糙面上,向后轻拉小鼠尾部,使小鼠固定于粗糙面上。
用左手的拇指、食指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤,无名指、小指和掌心夹住背部皮肤和尾部,使头部朝上,颈部拉直但不宜过紧,以免窒息(见图1—1)。
另一种捉持方法是只用左手,先用食指和拇指抓住小鼠尾巴,后用手掌及小指和无名指夹住其尾部,再以拇指及食指抓住两耳和头部皮肤(见图1—2)。
前者易学,后者便与快速捉拿给药。
图1—1 小鼠的捉拿方法1 图1—2 小鼠的捉拿方法22. 小鼠灌胃以左手捉持小鼠,头部朝上,使其头颈充分拉直。
右手拿起装有灌胃针头的注射器,自口角插入口腔,再从舌面紧沿上腭进入食道(见图1—3)如插入正确,灌胃针头容易进入,如遇阻力,可能插入气管,应退出再插。
灌胃液最多不超过0.1ml。
图1—3小鼠的灌胃法图1—4小鼠的皮下注射法3. 小鼠皮下注射将小鼠至于铁丝网上,左手抓住小鼠,以拇指扣食指捏起背部皮肤,右手持注射器刺入背部皮下注射药液。
(见图1—4)。
实验动物的捉拿和给药方法
实验一实验动物的捉拿和给药方法【目的】结合实验内容逐步学会实验常用动物的捉拿和给药方法。
【内容】(一)小自鼠的捉拿和给药方法1.捉拿法用右手捉住小白鼠的尾巴将鼠提起.置于鼠笼上面或其他粗糙面上,向后拉轻鼠尾,迅速用左手拇指和示指挥住其两耳及头部皮肤,翻转鼠体,使腹部朝上,然后以无名指及小指压往鼠尾,使小鼠完全固定(实验图1).实验图1 小白鼠的捉拿法2.给药方法(1)灌胃将小白鼠固定后,使口部向上,将颈部拉直,右手持灌胃器自口角插入口腔,沿上颚轻轻进入食管,如动物安静,呼吸元异常、口唇无紫绀现象,即可注入药液(实验图2).灌胃器0.1一O.25ml/10g。
实验图2 小白鼠灌胃器(左)和灌胃法(布)(2)腹腔注射将小白鼠固定后,右手持注射器自下膜一侧向头部方向以30~45度刺入腹腔(角度太小易刺入皮下)。
针头刺入不宜太深或太近上腹部,以免刺伤内脏,注射量一般为0.1~O.2 ml/10g 。
(3)皮下注射捉鼠方法同前,右手持注射器,将计头刺人背部皮下注人药液。
注射量一般不超过0.25 ml/10g。
(4)肌内注射由两人合作,一人固定小白鼠后,另一入持注射器,将针头刺入后肢外侧肌肉内注入药液,注射量为每腿不超过0.lml。
(二)螗蜍或蛙的捉拿和给药方法1.捉拿法通常用左手握蛙,食指和中指夹住蛙的两上肢,无名指和小指夹住蛙的两下肢,将蛙固定于手中。
2.给药方法(淋巴囊注射) 蛙皮下淋巴囊分布见实验图3。
多采用腹囊给药。
由于蛙的皮肤弹性差,被针头刺破后,针眼不易闭合会便药波外溢,故注射针头必须通过一层隔膜,再进人皮下淋巴囊。
如腹囊绐药时,针头应自大腿上端刺人,经过大腿肌层入腹壁肌层.再浅出进人腹壁皮下入腹囊。
注射量每只可达0.25—1.Oml.(三)家免的捉拿和给药方法1.捉拿祛用左手抓住颈背部皮肤将兔提起,以右手托住其臀部,使兔呈坐位姿势。
2.给药方法(1)灌胃两人合作,由一人固定兔身,另一人用兔开口器(实验图4)将兔口张开,并将兔舌压在开曰器下边横放于兔口中。
药理实验——精选推荐
药理实验实验⼀常⽤动物的捉拿与给药⽅法【实验⽬的】1、了解⼩⿏的饲养⽅法2、练习并掌握⼩⿏的捉拿与给药⽅法【实验材料】1、器材:⿏笼、饮⽔瓶、⼤烧杯、托盘天平、灌胃器、注射器、棉签2、药品:⽣理盐⽔、苦味酸溶液、75%酒精3、动物:⼩⽩⿏,20~30g【实验⽅法】1、捉拿与固定:⽤右⼿捉住⿏尾,将其提起置于⿏笼或者粗糙平⾯上,向后轻拉⿏尾,⽤左⼿的拇指和⾷指抓住⼩⿏两⽿及颈背部⽪肤,将⼩⿏置于左⼿掌⼼,以⼩指夹住⼩⿏尾巴即可。
2、给药法⑴灌胃:将⼩⿏固定,⼝朝上,颈部拉直,右⼿持灌胃针,先从⼝⾓处插⼊⼝腔,再沿上颚轻轻插⼊⾷管。
⼀般给药剂量0.1-0.3ml/10g。
⑵腹腔注射:将⼩⿏固定,右⼿持注射器⾃下腹部⼀侧刺⼊⽪下后,再刺⼊腹腔,缓慢注⼊药物。
⼀般给药剂量0.1-0.3ml/10g。
⑶⽪下注射:两⼈合作,⼀⼈左⼿抓住⼩⿏头部,右⼿拉住⼩⿏尾巴固定⼩⿏,另外⼀⼈⽤左⼿提起⽪肤,右⼿持注射器刺⼊⽪下注⼊药物。
⼀般给药剂量为0.1-0.2ml/10g⑷肌⾁注射:最好两⼈合作,⼀⼈固定⼩⿏,另外⼀⼈将针头迅速垂直刺⼊后肢外侧肌⾁,回抽⽆回⾎即可注⼊药物,⼀侧给药剂量为0.02-0.05ml/10g。
⑸静脉注射:⼀般采⽤尾静脉注射。
将⼩⿏固定,使尾巴露出来,在50℃热⽔中浸泡或者⽤75%酒精擦拭尾巴,使⾎管扩张,左⼿拉住⿏尾,右⼿持注射器,从⿏尾巴末梢开始进针,注⼊药液。
⼀般给药剂量为0.1-0.2ml/10g【⼼得体会】实验⼆不同给药途径对药物作⽤的影响【实验⽬的】观察不同给药途径对药物作⽤的影响【实验材料】4、器材:⼤烧杯、托盘天平、灌胃器、注射器、棉签少许5、药品:10%硫酸镁溶液、5%氯化钙溶液、苦味酸溶液6、动物:⼩⿏,18~22g【实验⽅法】1、取⼩⿏3只,称重编号,分别放⼊⼤烧杯中,观察⼩⿏的正常活动,记录半个⼩时内活动、呼吸、粪便情况。
2、给药:⼀号⼩⿏灌胃10%硫酸镁溶液0.2ml/10g⼆号⼩⿏肌⾁注射10%硫酸镁溶液0.2ml/10g三号⼩⿏静脉注射10%硫酸镁溶液0.2ml/10g3、观察⼩⿏的反应及活动,记录半⼩时内⼩⿏活动、呼吸及粪便变化。
常见实验动物的捉持和给药方法
常见实验动物的捉持和给药方法一、小白鼠的捉持和给药方法1、捉持方法右手提起鼠尾,放在粗糙物(如鼠笼)上面,轻向后拉其尾;此时小鼠前肢抓住粗糙面不动;用左手拇指和食指捏住双耳及头部皮肤,无名指、小指和掌心夹其背部皮肤及尾部,便可将小鼠完全固定。
腾出右手,可以给药。
此外,也可单手捉持,难度较大,但速度快。
先用拇指和食指抓住小鼠尾巴,用小指、无名指和手掌压住尾根部,再用腾出的拇指、食指及中指抓住鼠双耳及头部皮肤而固定。
2、给药方法a.灌胃法小鼠固定后,使腹部朝上,颈部拉直,右手用带灌胃针头的注射器吸取药液(或事先将药液吸好),将针头从口交插入口腔,再从舌背进沿上腭进入食道。
若遇阻力,应退出后再插,切不可用力过猛,防止损伤或误入气管导致动物死亡。
灌胃量一般不超过0.25ml/10g。
b.腹腔注射法抓鼠方法同上,右手持注射器(5~6号针头),从耻骨联合上一侧向头端以30度角刺入腹腔(应避开膀胱)。
可先刺入皮下2~3mm,再刺入腹腔,以防药液外漏。
针头刺入部位不宜太高太深,以免刺破内脏。
注射量一般为0.1~0.25ml/10g。
c.皮下注射法一般两人合作。
一人左手抓住小鼠头部皮肤,右手拉住鼠尾;另一人左手提高背部皮肤,右手持住注射器(针头号同上),将针头刺入提起的皮下。
若一人操作,左手小指和手掌夹住鼠尾,拇指和食指提起背部皮肤,右手持注射器给药。
一般用量为0.05~0.25ml/10g。
d.肌肉注射法两人合作时,一人抓鼠方法同上,另一人左手拉直一侧后肢,右手持注射器,注射部位多选后腿上部外侧(针头号同上)。
如一人操作,抓鼠方法类似腹腔注射,只是药液注射在肌肉内。
每腿的注射量不宜超过0.1ml。
e.尾静脉注射法将小鼠置于待置的固定筒内,使鼠尾外露,并用酒精或二甲苯棉球涂擦,或插入40℃~50℃温水中浸泡片刻,使尾部血管扩张。
左手拉尾,选择扩张最明显的血管;右手持注射器(4~5号针头),将针头刺入血管,缓慢给药。
实验动物常用操作(抓取、麻醉、给药)
实验动物常用操作方法1.小鼠的抓取与固定抓取和固定是动物实验操作中一项最基本的技术,所有的动物实验都要涉及到。
由于动物害怕陌生人接触其身体,对于非条件性的各种剌激会进行防御性反抗。
因此,在抓取、固定前应对动物的生活习性有所了解,根据其生活习性采用相应的抓取固定方法。
一般在抓取固定动物过程中首先慢慢友好地接近动物,并注意观察其反应,让动物有一个适应过程。
抓取时的动作力求准确、迅速、熟练,争取在动物感到不安之前抓取到动物。
(1)抓取方法习惯用右手者,首先用右手从笼盒内将小鼠尾中部或基部抓住(不可抓尾尖),并提起或放在左手上或笼盖表面。
如下图。
也可用尖端带有橡皮的镊子夹住小鼠的尾巴。
抓取时需注意如果过分用力,会使动物窒息或颈椎脱臼,力过小,动物头部能反转来咬伤实验者的手。
因此实验者必须反复练习,熟练掌握。
(2)固定方法①徒手固定:右手抓取小鼠尾,将小鼠放在笼盖(或表面粗糙的物体)上,轻轻向后拉鼠尾。
然后在小鼠向前挣脱时,用左手(熟练者也可用同一只手)拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤,无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部,并调整好动物在手中的姿势。
习惯用左手者,操作时可调整左右手。
这类抓取方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等实验。
②固定板固定:小鼠麻醉后置小鼠固定板上,取仰卧位,用胶布缠粘四肢,再用针透过胶布扎在板上,从而将小鼠固定在小鼠固定板上。
此方法常用作心脏采血、解剖、外科手术等实验。
③固定架固定:让小鼠直接钻入固定架里,封好固定架的封口,露出尾巴。
此装置特别适用于小鼠尾静脉注射等。
④简易固定:进行尾静脉注射或抽血时,如果没有这些固定装置,也可采用一种简易的办法。
即倒放一个烧杯或其他容器,把小鼠扣在里面,只露出尾巴。
然后酒精擦拭,暴露血管,注射或采样。
这种烧杯或容器的大小和重量要适当,既能够压住尾部不让其活动,同时起到压迫血管的作用。
2.小鼠的麻醉方法实验动物的麻醉就是用物理的或化学的方法,使动物全身或局部暂时痛觉消失或痛觉迟饨,以利于进行实验。
试验动物保定方法
一、实验动物的捉拿、固定及给药方法1.小白鼠:右手抓住鼠尾,放在台上或鼠笼盖铁丝网下,然后用左手拇指沿其背部向前抓住其颈部皮肤,并以左手的小指和掌部夹住其尾固定在手上。
另一抓法是只用左手,先用食指和拇指抓住小鼠尾尖,后用手掌及小指夹住其尾巴,再以拇指及食指捉住其颈部皮肤。
前一方法易学,另一方法稍难,但便于快速捉拿给药。
小鼠灌胃(PO)法:将小鼠固定后,右手持装有灌胃器的注射器,自口角外插入口腔,沿上颚插入食道。
如遇阻力,可将注射器拔出再插,以免穿破食道或误入气管,造成动物死亡。
灌胃容量一般为0.1~0.2ml/10g,不超过0.5ml/只。
小鼠皮下注射法:两人合作,一人一手抓住小白鼠头部皮肤,另一手抓住鼠尾。
另一人注射药物。
注射部位在背部皮下组织。
如一人操作时,左手抓鼠尾,让鼠爬在铁丝笼上,右手将抽好药液的注射器针头插入背部皮下组织。
如一人操作时,左手抓鼠尾,让鼠爬在铁丝笼上,右手将抽好的药液的注射器针头插入背部皮下将药注入。
注射量不超过0.5ml/只。
小鼠腹腔注射法:左手持鼠,右手持注射器从下腹左或右侧(避开膀胱)朝头部方向刺入,宜先刺入皮下,经2~3mm再刺入腹腔,此时针头与腹壁的角度约45度。
针尖插入不宜太深或太近上腹部,避免刺破内脏,注射量一般为0.1~0.25ml/只。
小鼠尾静脉注射法:将小鼠置于固定器内,使其尾巴露出,用70%酒精擦尾部,或将鼠尾浸入50℃热水中。
待尾部静脉扩张后,左手拉尾,右手进针。
注射容量不超过0.5ml/只。
2.兔:用手抓起它脊背近后颈处皮肤,抓的面积越大其持重点越分散。
如家兔肥大,应再以另一手托住它的臀部,将持重点承托于手上。
将兔作仰卧位,一手仍抓住颈部皮肤,另一手顺其腹部抚摸至膝关节,压住关节。
另一人用绳带捆绑四肢,使兔腹部向上,固定在兔手术台上。
头部则用兔头固定夹固定。
兔灌胃法:二人合作,一人固定家兔于两膝之间,一手固定兔头,使头部后仰,另一手将开口器插入兔口,并向后翻转数次,使兔舌伸直并压在开口器下面。
《小白鼠的捉拿法与给药途径》
2.分组及腹腔给药: 甲组-A药 0.1ml/10g 乙组-B药 0.1ml/10g
3.观察:30min后用相同的电流、电压再刺
激,观察有何变化
4.结果处理:用直接概率法
No
惊厥数
未惊厥数
合计
A药
a=0
b=10
(a+b)10
B药 合计
c=10 (a+c)10
d=0 (b+d)10
(c+d)10
n=(a+b+c+d) 20
1、药物半数致死量(LD50)测定及安全性评价 2、抗癫痫药的辨别与药效测定 3、氯丙嗪对小白鼠激怒反应的影响
【小白鼠捉拿法】
双手捉拿法 单手捉拿法
小白鼠的捉拿法与给药途径
【小白鼠的处死】
颈椎脱臼法: 左手三个指头按住头部(其中食指按 住颈部脊椎),右手拉尾巴
普鲁卡因半数致死量(LD50)的测定
【目的】 理解LD50的概念,掌握LD50的测定方法及计算
【LD50的意义】 LD50反映药物的毒性大小
安全性:治疗指数=LD50/ED50 比值大安全 性大
安全范围:当药物的治疗效应与致死效应曲 线不平行时,要看ED95和LD5的距 离,距离越大越安全
测定LD50的方法很多
本实验用的是简化机率单位法
频率(HZ):1 波宽(ms):0.6×500 反面:插上交流输出插头(另一端夹住激怒箱)
电压开关、电压表、电压旋钮置于
90V 左右
【方法】
▸筛选:挑选一对在一定的时间内(10s-3min) 能产生咬斗的小鼠
▸用药:甲乙两鼠分别腹腔注入1%氯丙嗪 0.1ml/10g
▸观察:30min后用同样的电压再刺激,观察 两鼠产生咬斗的时间是否延长 (观察240秒)
药理学实验
实验一实验动物的捉拿和给药方法【目的】逐步学会常用实验动物的捉拿和给药方法【内容】(一)小白鼠的捉拿和给药方法1.捉拿法以右手捉住小白鼠的尾巴将鼠提起,放置于鼠笼边缘或其他易攀抓处,轻轻向后拉鼠尾,用左手拇指和食指捏住其两耳及头部皮肤,使其腹部朝上,屈曲左手中指使鼠背靠在上面,然后以无名指及小指压住鼠尾,使小鼠完全固定(见实验图-1)。
2.给药方法⑴灌胃:小白鼠固定后,使其口部朝上,将颈部拉直,右手持灌胃器自口角插入口腔,沿上颚轻轻地进入食管,如动物安静、呼吸无异常、口唇无紫绀现象,即可注入药液(见实验图-2)。
灌胃量为0.1~0.25ml∕10g。
⑵腹腔注射:小白鼠固定后,右手持注射器自下腹一侧向头部方向以45°刺入腹腔(角度太小易刺入皮下)。
针头刺入不宜太深或太近上腹部,以免刺伤内脏。
注射量一般为0.1~0.2ml∕10g。
⑶皮下注射:固定小鼠后,右手持注射器,将针头刺入其背部皮下注入药液。
注射量一般不超过0.25ml。
⑷肌内注射:由两人合作,一人固定小白鼠后,另一人持注射器,将针头刺入后肢外侧肌肉内注入药液。
注射量一般每腿不超过0.1ml。
(二)蟾蜍或蛙的捉拿和给药方法1.捉拿法一般由左手握蛙,用食指和中指夹住蛙的两上肢,无名指和小指夹住蛙的两下肢,将蛙固定于手中。
2.给药方法多采用淋巴囊注射。
蛙的皮下有许多淋巴囊(见实验图-3),注入药液易吸收。
一般采用腹囊给药。
注射量每只可达0.25~1.0ml。
(三)家兔的捉拿和给药方法⒈捉拿法用左手抓住兔的颈背部皮肤将其提起,以右手托住其臀部,使兔呈坐位姿势。
⒉给药方法⑴灌胃:由两人合作,一人固定兔身(或用固定器将兔固定),另一人用开口器(见实验图-4)将兔口撑开,并将兔舌压在开口器下面横放于兔口中。
取适当的橡胶管涂以液体石蜡,从开口器的中央孔插入,沿上颚实验图-3 蟾蜍的给药部位实验图-4 家兔的灌胃法实验图-5 家兔的耳缘静脉注射后壁缓缓送入食管约15cm左右,即可进入胃内。
实验一实验动物的捉拿和给药方法
陈品 10 11
药物作用与溶解度的关系;给药途径对药物作用影响 解热镇痛药对发热家兔体温的影响
谢书宇 12
利尿药对家兔的利尿作用观察
13
盐类泻药的泻下机理分析
编辑ppt
3
兽医药理学实验规则
实验前:温故知新 实验准备:提前去兽医院领取实验动物。 实验时:科学、严谨、认真。 避免无端浪费。 注意安全操作:防火、电、中毒、感染及咬伤事故。 污物放入污物桶内集中处理;
兔子的给药方法
耳缘静脉注射 iv 腹腔注射 ip 皮下注射 ih 肌内注射 im
编辑ppt
18
➢ 兔静脉注射
部位:耳缘静脉。 方法:酒精棉球涂擦耳缘静脉部皮肤,
左手食指放在耳下将兔耳垫起, 并以拇指压耳缘部分, 右手持带有针头的注射器, 尽量从血管远端刺入血管, 注射时针头先刺入皮下, 沿皮下向前推进少许,然后刺入血管。 针头刺入血管后再少向前推进, 轻轻推动针栓,若无阻力即可注药。 注射完毕后,用棉球压住针眼,拔去针头。
编辑ppt
4
• 实验设计基本原则(3R)
• 随机原则(Random)
• 每一实验对象都有同等的机会抽到实验组或对照组中。
• 对照原则(Reference)
• 组间对照:阴性对照,阳性对照,同因素不同水平对照; • 自身前后对照
• 重复原则(Repeat)
编辑ppt
5
• 实验动物的选择
• 小白鼠、大白鼠:大量动物的实验,药理毒理学常用动物。 • 豚鼠: 对组胺敏感---抗过敏药、平喘药和抗组胺药的实验; 离体心脏、心房、肠管实验;对结核敏感---抗结核病药实验。 • 家兔: 家兔体温变化敏感---体温实验、热原检查; 脑电生理作用;药物对小肠的作用。 • 狗: 狗是记录血压、呼吸最常用的大动物;胃瘘、肠瘘;慢性毒 性实验
实验一 小白鼠和家兔的捉持与给药方法(doc)
实验一小白鼠和家兔的捉持与给药方法(doc)实验动物的捕持和给药是实验操作中非常关键的步骤。
本文主要介绍小白鼠和家兔的捉持和给药方法。
1. 捕持方法小白鼠较为敏感,需要小心捉持。
可以采用直接手抓或使用器械相结合的方法。
① 直接手抓:用左手握住小白鼠的尾巴,将其抬离地面,右手用力抓住身体。
捉持的位置应该落在肩胛骨的后面。
捉持后,将小白鼠稳定住,不要摇晃。
② 使用器械:可以使用长柄刷子、网兜、特殊夹具等工具将小白鼠从底部壁上向上推,然后在手掌捉持。
2. 给药方法对于小鼠的给药方法,有多种选择。
下面分别介绍常见的口服给药和腹腔注射。
① 口服给药:使用灌胃针或切口方法。
前者通常用于液体或悬浮物,后者通常用于固体或片剂。
灌胃针方法:将灌胃针插入小鼠口中,直到其到达胃部。
然后缓慢注入待给药物。
给药完毕后,针头要缓慢拔出。
切口方法:用手或器械拓宽小鼠口腔,将给药物放在其舌根处。
然后轻轻地按住小鼠的颈部,使其吞咽。
② 腹腔注射:使用注射器在小鼠腹部注射待给药物。
首先选择注射部位,一般建议在小鼠的下腹部。
然后用适量的酒精消毒注射部位。
将注射器插入腹部,确保局麻针穿过腹膜。
缓慢注射待给药物后,注射针要慢慢拔出。
二、家兔的捕持和给药方法① 直接手抓:用两只手同时抓住家兔颈部和臀部。
抓住后,将家兔稳定住,不要晃动。
② 使用器械:可以使用外科手套或草绳将家兔绑定在固定位置上。
需要特别注意的是,草绳不要绑定得太紧,以免影响家兔的呼吸。
总的来说,实验动物的捉持和给药方法需要谨慎操作,以保证实验的成功和动物的健康。
在进行操作前,需要进行必要的训练,熟悉其生理特征,了解其习性,确保操作更加顺利。
同时,在实验过程中,也要注意动物的福利和健康,确保其得到最好的关怀和保障。
实验动物的捉拿和给药方法结果分析
实验动物的捉拿和给药方法结果分析
在进行实验动物的捉拿和给药时,需要遵循科学道德和动物福利的原则。
具体的方法和结果分析将根据具体实验的目的和设计而有所不同。
以下是一般性的回答:
实验动物的捉拿可以采用种种不同的方法,比如使用适当大小的笼子进行引导捕捉,或者使用特定的设备和工具进行捉拿。
在进行捉拿过程中,需要注意动物的安全和福利,避免对动物造成不必要的伤害或痛苦。
给药方法可以根据实验的需要和动物的特点进行选择,常见的包括口服给药、注射给药、皮下给药、静脉给药等。
给药剂量和频次应根据实验的目的、动物的体重、种类以及对实验结果的影响因素进行合理的设定。
结果分析需要根据实验的具体设计和目的进行,可以使用统计学方法对数据进行处理和分析。
常见的分析方法包括描述统计,如平均值和标准差的计算,以及实验组间的比较,如t检验、方差分析等。
分析结果应结合相关背景知识和先前研究成果进行解释和讨论,以得出科学可靠的结论。
需要注意的是,实验动物的使用需遵守相关法律法规和伦理规范,确保动物的福利和利益。
同时,实验过程中应注意实验手段的科学性、合理性和准确性,以及数据的真实性和可靠性。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性,平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益,请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间:9:00-18:30)。
实验一实验动物的捉拿和给药方法【目的】结合实验内容逐步学会实验常用动物的捉拿和给药方法。
【内容】(一)小自鼠的捉拿和给药方法1.捉拿法用右手捉住小白鼠的尾巴将鼠提起.置于鼠笼上面或其他粗糙面上,向后拉轻鼠尾,迅速用左手拇指和示指挥住其两耳及头部皮肤,翻转鼠体,使腹部朝上,然后以无名指及小指压往鼠尾,使小鼠完全固定(实验图1).实验图1 小白鼠的捉拿法2.给药方法(1)灌胃将小白鼠固定后,使口部向上,将颈部拉直,右手持灌胃器自口角插入口腔,沿上颚轻轻进入食管,如动物安静,呼吸元异常、口唇无紫绀现象,即可注入药液(实验图2).灌胃器0.1一O.25ml/10g。
实验图2 小白鼠灌胃器(左)和灌胃法(布)(2)腹腔注射将小白鼠固定后,右手持注射器自下膜一侧向头部方向以30~45度刺入腹腔(角度太小易刺入皮下)。
针头刺入不宜太深或太近上腹部,以免刺伤内脏,注射量一般为0.1~O.2 ml/10g 。
(3)皮下注射捉鼠方法同前,右手持注射器,将计头刺人背部皮下注人药液。
注射量一般不超过0.25 ml/10g。
(4)肌内注射由两人合作,一人固定小白鼠后,另一入持注射器,将针头刺入后肢外侧肌肉内注入药液,注射量为每腿不超过0.lml。
(二)螗蜍或蛙的捉拿和给药方法1.捉拿法通常用左手握蛙,食指和中指夹住蛙的两上肢,无名指和小指夹住蛙的两下肢,将蛙固定于手中。
2.给药方法(淋巴囊注射) 蛙皮下淋巴囊分布见实验图3。
多采用腹囊给药。
由于蛙的皮肤弹性差,被针头刺破后,针眼不易闭合会便药波外溢,故注射针头必须通过一层隔膜,再进人皮下淋巴囊。
如腹囊绐药时,针头应自大腿上端刺人,经过大腿肌层入腹壁肌层.再浅出进人腹壁皮下入腹囊。
注射量每只可达0.25—1.Oml.(三)家免的捉拿和给药方法1.捉拿祛用左手抓住颈背部皮肤将兔提起,以右手托住其臀部,使兔呈坐位姿势。
2.给药方法(1)灌胃两人合作,由一人固定兔身,另一人用兔开口器(实验图4)将兔口张开,并将兔舌压在开曰器下边横放于兔口中。
取涂以液状石蜡的导尿管,从开口器中央孔插入,沿上颚后璧缓缓送人食管,约15cm左右即可进人胃内,注意勿插入气管,可将导尿管的外端放人水中,如未见气泡,兔未挣扎,无呼吸圆难,证明导尿管在胃中。
连接已吸好药液的注射器,将药液缓缓推入,再推人少景空气,使管内药液全部进人胃中,然后将导尿管轻轻抽出,灌胃量一般不超过20ml/kg。
实验图3 蛙的皮下淋巴囊1.颌下囊 2.胸囊 3.腹囊 4.股囊 5.胫囊 6.侧囊 7.头背囊 8.囊间隔实验图4 兔开口器及灌胃法.(2)耳静脉注射将兔置于固定器内或由一人将兔固定于胸臂之间,拔去兔耳外缘的毛,并用75%酒精棉球涂擦该部位皮肤,使血管扩张(兔耳外缘血管为静脉),再以手指征住耳根部的静脉,阻止血液回流并使其充血。
注射者以左手拇指和中指制定兔耳,示指放在耳缘下作垫,右手持注射器从静脉末端刺人血管,当针头进人血管约0.5cm,即以拇指和中指将针头与兔耳固定住,同时解除耳根部的压力。
开始注药,如无阻力感,并见血管立即变白,表明针头在血管内;如有阻力感或见局部发白、隆起,表示针头未刺人血管内,应将针头退回重刺(实验图5)。
注射完毕.压住针眼拔出针头,继续压迫片刻以免出血.注射量一般为0.2—2ml/kg。
实验图5 家兔耳静脉注射法(3)皮下注射、肌内注射、腹腔注射其部位同小白鼠。
注射量分别为:o.5ml/kg、1ml/kg、5ml/kg。
实验二药物剂量对药物作用的影响【目的】1.观察不同剂最量对药物作用的影响。
2.练习小白鼠的捉拿和腹腔注射法。
【材料】0.2%苯甲酸钠咖啡因(简称安钠咖)溶液、2%苯甲酸钠咖啡因济液、大烧杯、托盘天平、lml注射器、小白鼠。
【操作】取小白鼠2只,称重编号后分别放人大烧杯中,观察两鼠的正常活动,甲鼠腹腔注射0.2%安钠咖溶液0.2ml/10g;乙鼠腹腔注射2%安钠咖溶液0.2mL/10g,观察有无兴奋、紧尾、惊厥、甚至死亡等现象,记录发生的时问,并比较两鼠有何不同。
【结果】鼠号体重药物和剂量用药后反应及发生时间甲 0.2%安钠咖溶液乙 2%安钠咖溶液实验三不同给药途径对药物作用的影响(一)家兔静脉注射法和肌内注射法【目的】1.观察给药途径不同对药物作用的影响.2.练习家兔的捉拿法及耳静脉注射法、肌内注射法。
【材料】5%异戊巴比妥钠溶液、磅秤、5ml注射器、兔固定器、酒精棉球、家兔。
【操作】取家兔2只,称重编号,观察两兔正常活动、翻正反射及呼吸情况。
以5%异戊巴比妥钠溶液1ml/kg分别给甲兔耳静脉注射;乙兔肌内注射。
记录给药时问,观察两兔翻正反射消失的时间和对呼吸抑制程度有何不同。
【结果】兔号体重给药前情况药物和剂量给药途径用药后反应甲乙(二)白鼠灌胃法和肌内注射法【目的】1.观察给药途径不同对药物作用的影响。
2,练习小白鼠的捉拿法和灌胃法、肌注法。
【材料】 10%硫酸镁溶液、大烧杯、托盘天乎、lml注射器、小白鼠灌胃器、小自鼠。
【操作】取小白鼠2只,称重编号,分别置于大烧杯内,观察正常活动后,用10%硫酸镁溶波0.2ml/10g给甲鼠灌胃;乙鼠肌注。
观察两鼠的反应有何不同。
【结果】鼠号体重给药前情况药物和剂量给药途径用药后反应甲乙实验四普鲁卡因与丁卡因表面麻醉作用比较【目的】比较普备卡因与丁卡因表面麻醉作用的差异,分析原因并联系临床应用。
【材料】 l%盐酸普鲁卡因溶液、l%盐酸丁卡因溶液、兔同定器、剪刀、家兔.【操作】取家兔1只,置于兔固定器内或由一人固定,在每侧角膜的上、中、下、左、右各5点用兔须触及其角膜,测试其正常的眨眼反射,然后用手指将下眼睑拉成杯状并压住鼻泪管,向左右两眼分别滴入1%盐酸普鲁卡因溶液与l%盐酸丁卡因溶液各3滴,约1min.(轻轻揉动下眼睑,使药液与角膜充分接触)后将手放开,任药液自溢。
滴药后每隔5min分别测试两眼角膜5点有无眨眼反射,共侧6次,记录结果。
如果5点眨服反射均存在,则记5/5;5点反射均消失,则记0/5; 5点中有2点反射存在,则记2/5,依次类推,比较两眼有何差别。
注意:刺激角膜用的兔须,前后及左右两眼应用同一根的同一端,刺激强度力求一致,且兔须不可触及双睑,以免影响实验结果。
【结果】用药后眨眼反射眼用药前眨眼反射药物5 10 15 20 25 30左 l%盐酸普鲁卡因右 l%盐酸丁卡因实验五普鲁卡因与丁卡因毒性比较【目的】1.比较普曾卡因与丁卡因的毒性大小,并联系临床应用。
2.练习小白鼠的捉拿及腹腔注射方法。
,【材料】 l%盐酸普鲁卡因溶液、l%盐酸丁卡因溶液、托盘天平、lml注射器、大烧杯或鼠笼、小白鼠。
【操作】取大小接近的小白鼠2只,称重编号,观察正常活动后,甲鼠腹腔注射1%盐酸普鲁卡因溶液0.1ml/20g,乙鼠腹腔注射1%盐酸丁卡因溶液0.1ml/20g。
观察两鼠用药后反应有何差异,记录结果并分析原因。
【结果】鼠号体重药物和剂量用药后反应出现反应时间甲 l%盐酸普鲁卡因乙 l%盐酸丁卡因实验六硫喷妥钠的静脉麻醉作用【目的】1.观察硫喷妥钠的静脉麻醉作用,并联系其临床应用。
2.练习家兔的捉拿及静脉注射方法。
【材料】 l.5%硫喷妥钠溶液、磅秤、5ml注射器、酒精棉球、家兔。
【操作】取家兔1只,称重,观察正常状态(呼吸、翻正反射、眼睑反射、痛觉反射、四肢肌肉紧张度等)并记录,用酒精棉球涂擦耳外缘使其静脉血管充盈,从耳静脉缓慢注射1.5%硫喷妥钠溶液约lml/kg(用药量可因动物个体差异而增减),当翻正反射及眼睑反射消失即为麻醉,记录麻醉开始时间及麻醉维持时问(从翻正反射消失至恢复的时间)。
观察并记录用药后的表现,与用药前比较,联系临床用途。
【结果】兔体重 KG ,l.5%硫喷妥钠溶液 ml,麻醉开始时间麻醉维持时间呼吸频率翻正反射眼睑反射痛觉反射四肢肌肉紧张度用药前用药后实验七苯巴比妥钠的抗惊厥作用【目的】观察惊厥的表现和苯巴比妥钠抗惊厥作用。
(一)药物致惊厥法【材料】0.5%苯巴比妥钠溶液、2.5%尼可刹米溶彼、生理盐水、托盘天平、1ml注射器小向鼠。
【操作】取小白鼠2只,称重编号,甲鼠腹腔注射0.5%苯巴比妥钠溶液0.1ml/10g.乙鼠腹腔注射等容量生理盐水作对照。
30min后,两鼠均于背部皮下注射2.5%尼可刹米溶液0.2~0.3ml/10g,观察两鼠有无惊厥发作,惊厥出现的时间、程度和结果有何不同(后肢强直为惊厥指标)。
【结果】鼠号体重药物和剂量 2.5%尼可刹米溶液惊厥出现时间程度结果甲 0.5%苯巴比妥钠乙生理盐水(二)电刺激致惊厥浩【材料】0.5%苯巴比妥钠溶液、生理盐水、荮理生理实验多用仪、lml注射器、托盘天平、小白鼠。
【操作】取小白鼠2只,称重编号。
将多用仪刺激方式置于“单次”位置.频率置于4HZ,“时间”选择0.25s,后面板开关拔向“电惊厥”一边,电压调节钮置于适当位置(一般刻度拨至7~9,输出电压为l00V左右;将输出线上的两个鳄鱼夹用生理盐水浸湿,一个夹在小白鼠的两耳上(或两耳间的皮肤上),另一个夹在小自鼠的下唇,接通多用仪电源导线,打开电源开关,按下“启动”钮,即可使小白鼠产生惊厥(小白鼠惊厥分为5个时期:潜伏期—僵直屈曲期—后肢伸直期一阵挛期一恢复朔;以后肢强直作为惊厥的指标)。
如未出现惊厥,可将电压再凋高,如仍不惊厥,可将频率调至2HZ,仍不惊厥时,将该鼠弃之另换。
按此法选出的2只小白鼠.记录下各鼠惊厥所需的刺激参数(电压强度和频率)。
然后,甲鼠腹腔注射0.5%苯巴比妥钠溶液0.1ml/10g,乙鼠注射等容量生理盐水作对照。
30min后,再用原来的刺激参数给予刺激.比较两鼠给药前后反应有何不同,记录结果。
【结果】鼠号体重药物和剂量刺激参数用药前反应用药后反应甲 0.5%苯巴比妥钠乙生理盐水实验八地西泮的抗惊厥作用【目的】观察地出泮的抗惊厥作用。
【材料】25%尼可刹米溶液、0.5%地西泮溶液、磅秤、5ml注射器、家兔。
【操作】取健康家兔2只,称重编号!然后两兔均由耳静脉注射25%尼可刹米溶液0.5ml /kg,待家兔出玢惊厥(躁动、角弓反张等)后,甲兔立即由耳静脉注射0.5%地西泮溶液5mg/kg,乙兔耳静脉注射等容量生理盐水,观察两兔惊厥有何不同。
【结果】兔号体重药物和剂量结果甲 25%尼可刹米溶液+0.5%地西泮乙 25%尼可刹米溶液+生理盐水实验九 氯丙嗪的镇静和降温作用【目的】观察氯丙嗪的镇静、降温作用,掌握其降温作州特点。
(一)小白鼠实验法【材料】0.08%盐酸氯丙嗪溶液、生理盐水、液状石蜡、托盘天平、肛表、大烧杯,1ml 注射器、冰箱、小白鼠。
【操作】取小白鼠4只,称重编号,观察正常活动及精神状态。
左手固定小白鼠,右手将涂有液状石蜡的肛表插入小白鼠肛门内约l.5~2cm ,3min 后取出读数,每隔2mim 测1次,连测3次,其3次的平均数为正常体温。