愈伤组织诱导及观察
中国水仙花器官愈伤组织诱导、分化及组织学观察
的花 梗 和花 药 培 养 基 中 添 加 不 同 浓 度 ６ ． 苄 基腺 嘌 呤 （ ６ － Ｂ Ａ） 、 硫酸腺瞟呤 （ Ａ ｄ ） 、 萘 乙酸 （ Ｎ Ａ Ａ） 和 ２， ４ － 二 氯 苯 氧 乙 酸
（ ２ ， ４ 一 Ｄ） ， 筛选 出愈伤组织诱导及鳞茎芽再生 的最适 培养 基配方。结果表 明 ： 花梗 愈伤组织 诱导及鳞茎 芽分化 的最 佳 培养 基为 ＭＳ＋１ ｇ・ Ｌ —Ｎ ａ Ｈ ２ Ｐ Ｏ ４＋ ０ ． ０ ０ ３ ｇ・ ＬＩ １ ６ － Ｂ Ａ ＋０ ． ０ ０ １ ｇ・ ＬＩ １ Ｎ Ａ Ａ＋ ０ ． ２ ｇ・ ＬＩ １ Ａ ｄ＋３ ０ ｇ・ Ｌ Ｉ １ 蔗糖 ，
Ｃａ ｌ ｌ ｕ ｓ Ｉ ｎｄ ｕｃ ｔ ｉ ｏ ｎ，Ｄｉ ｆｅ ｒ ｅ ｎｔ ｉ ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ａ ｎ ｄ Ｈｉ ｓ ｔ ｏ ｌ ｏ ｇ ｉ ｃ ａ ｌ Ｏｂｓ ｅ ｒ ｖ ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ｏ ｆ Ｎａ ｒ ｃ ｉ ｓ ｓ ｕ ｓ ｔ ａ ｚ ｅ ｔ ｔ ａ ｖ ａ ｒ ．ｃ ｈｉ ｎｅ ｎ ｓ ｉ ｓ Ｆｌ ｏ ｒ ａ ｌ Ｏｒ ｇ ａ ｎｓ
花药愈伤组织诱导及鳞茎芽分化 的最佳培养基 为 ＭＳ＋ ０ ． ０ ０ ２ ｇ・ Ｌ ６ － Ｂ Ａ＋ ０ ． ０ ０ １ ｇ・ Ｌ Ｎ Ａ Ａ＋３ ０ ｇ・ Ｌ 蔗糖 ； 花
梗 愈伤组织诱导到鳞茎芽分化的时间需要 ３ ０～ ３ ５ ｄ ， 而花药这一 过程 为 ８ ０～ ９ ０ ｄ 。对花梗 愈伤组织诱 导及鳞 茎
愈伤组织的诱导和培养
班级：植物092 姓名：徐炜佳学号：0901080223愈伤组织的诱导和培养一、实验目的及意义植物愈伤组织的诱导和培养在植物科学的基础研究和应用研究中都有重要的意义。
通过本次实验，可以初步掌握植物外植体材料消毒、接种的无菌操作技术，愈伤组织的诱导方法和愈伤组织继代培养的方法。
二、实验原理植物组织与细胞培养是应用无菌操作的方法培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择适当的消毒剂对植物外植体进行表面消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得植物组织培养，成功的基本前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织（callus）。
植物生长调节剂如2,4-二氯苯氧乙酸（2,4-D）等是诱导外植体形成遇上组织的重要因素。
三、实验仪器与药品超净工作台，酒精灯，镊子，剪刀，解剖刀，75%乙醇，酒精消毒棉材料：烟草无菌苗，甘薯无菌苗四、实验步骤1.按下表分别配制培养基将配置的四种培养基分别分装入20个培养瓶，高温灭菌后水平放置凝固2.接种前，将实验所需器具放入超净工作台，打开紫外灯灭菌20~30min，关闭紫外灯，开启通风开关。
洗手后用酒精喷洒消毒手、手臂、实验材料及培养基外部等进入超净工作台的部分。
进入超净工作台，用酒精棉擦拭台面（手勿伸出工作台），台面完全风干后点燃酒精灯。
3.接种开始时，将镊子及手术刀在酒精中浸泡，并在酒精灯外焰上烧炽片刻，充分冷却。
取幼嫩的烟草（甘薯）叶片，用手术刀切割成小片，再用镊子将其接种至相应的培养基上，每瓶接种3~5片，封口后取出超净工作台，标注姓名、日期、培养基和接种材料。
4.将上述培养材料常温暗培养，每隔7天观察一次，并记录培养情况五、实验结果组织长芽，而当生长素含量大于细胞分裂素含量时，二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定根，也可形成愈伤组织，细胞色素沉淀情况严重；NAA为植物生长素，6-BA为细胞分裂素，促进扦插生根，而当细胞分裂素含量大于生长素含量时，二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定芽，此次实验由于温度非形成愈伤组织的最适温度，所以未形成完整的愈伤组织细胞团。
水稻愈伤组织的诱导实验报告
水稻愈伤组织的诱导实验报告实验目的：本实验旨在探究水稻愈伤组织的诱导方法，为将来的水稻遗传改造研究提供参考。
实验材料和仪器：1. 材料：水稻种子、MS培养基、植物生长调节剂2,4-D、生长调节剂TDZ、无菌器具、琼脂、无菌操作室。
2. 仪器：无菌操作台、显微镜、实验室平衡器等。
实验步骤：1. 生物材料准备：选取幼苗期生长良好、品种鲜明的水稻种子作为材料。
将水稻种子进行表面消毒，处理方法为分别用70%的酒精和5%的次氯酸钠(1:1)混合消毒3-5分钟，然后充分清洗。
2. 建立组织培养体系：将消毒后的水稻种子在无菌操作台上进行分离培养。
将种子取出后，从胚乳中取出胚轴，用剪刀消毒后放入含有MS培养基的无菌培养瓶中，置于无菌操作室中进行培养。
在35-37°C下连续培养3-5天。
3. 筛选愈伤组织：将培养2-3天的胚轴等植物试管苗等组织放置在含有不同浓度的2,4-D和TDZ的培养基中，培养10-15天。
筛选出生长具有愈伤能力的组织，采用显微镜等方法进行观察，并进行相应的分离和培养。
4. 愈伤组织的维持和复壮：将筛选出的愈伤组织维持在含有2,4-D和TDZ的培养基中，定期进行转移或分离。
当愈伤组织增生至一定程度后，将其转移到不含激素的培养基中，进行复壮。
实验结果：在实验过程中，我们选择了4个不同浓度的2,4-D和TDZ进行培养，筛选出了愈伤组织，并进行了维持、修复工作。
经过5次转移和增殖培养，我们成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
结论：本实验采用的方法可行，成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
本研究为今后的水稻遗传改造和抗性育种提供了良好的基础。
胡萝卜愈伤组织诱导培养实验
云南大学生命科学学院本科教学实验教学中心细胞工程实验实验报告胡萝卜愈伤组织诱导培养实验摘要：以胡萝卜为实验材料，利用直根形成层为外植体诱导出愈伤组织，探讨了不同激素比例对胡萝卜愈伤组织诱导的影响，然后在诱导后的愈伤组织多次继代培养获得生长旺盛的分化组织，接着进行再分化，在胡萝卜培养过程中掌握诱导培养技术还有细胞培养所要求的无菌技术。
关键字：胡萝卜；愈伤组织；继代培养；再分化；组织培养胡萝卜(Daucus carota L)为伞形科两年生草本植物，因其营养丰富、又具药用价值，且耐运输、易栽培、病虫害少和耐贮藏，而成为人们常食蔬菜。
同时又作为生物技术研究的理想材料，因此建立一个高效的、实用的组织培养快速繁殖体系则是研究植物遗传转化的基础。
本文对胡萝卜愈伤组织诱导的最佳培养基进行探讨，研究了激素对胡萝卜愈伤组织诱导的影响，为其高效生产次生代谢产物α-胡萝卜素、β-胡萝卜素以及将来组织培养的工厂化和分子生物学研究打下基础【1】。
1.材料和方法1.1材料来源：胡萝卜根，长10~20cm，直径1cm以上。
1.2方法：1.2.1愈伤组织的诱导培养（1）培养基的配制：MS +2，4-D 2mg/L + KT 0.5mg/L+3%（30g/L）白砂糖+0.95%（9.5g/L）琼脂，pH5.8（2）胡萝卜的选材、修剪和清洗：选择新鲜较粗的萝卜，先用自来水冲洗，再2％洗涤剂浸泡20分钟，清水冲洗（注意材料损伤）（3）对材料进行灭菌：在超净工作台上用75％乙醇30-60s；0.1%升汞8-10分钟; 无菌水冲洗3-5次；（4）无菌修剪：用解剖刀进一步去除两端1cm，将中断切成0.5cm厚的薄圆片，然后再切去外壁2—3mm厚的皮，选取中间的部分移至无菌的部分，用刀通过形成层切成1cm2的小块；（5）接种：无菌操作将处理好的材料接种于培养基上，2-3个材料/瓶（6）培养及观察记录：25 ℃，光照培养，定期观察污染情况，生长状况1.2.2继代培养从培养瓶中取出愈伤组织，置于无菌培养皿内，用解剖刀将愈伤组织坏死部分剔除并将愈伤组织切成黄豆大小颗粒，放在无激素的新鲜培养基表面，用镊子轻轻压实，每个培养瓶接种2~3个切块。
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料植物愈伤组织诱导培养实验实验目的：1.掌握植物愈伤组织的诱导和培养技术；2.了解植物生长素和植物生长调节因子的作用；3.实践动手能力，培养分析问题、解决实际问题的能力。
实验步骤：1.实验材料种子：芸苔、小麦、玉米等试剂：琼脂、SD综合培养基、激素溶液、酒精灯、移液管等2.种子的表面消毒取适量的芸苔种子，用70%的酒精灯烧消毒。
将种子放入无菌蒸馏水中浸泡20分钟，再用三次含酸性消毒液（NaClO）洗涤。
洗涤后，用无菌蒸馏水洗三次，并将水倒掉。
将种子放在干净、无菌的滤纸上晾干。
3.愈伤组织诱导3.1 试剂配制将SD综合培养基和激素溶液按体积比例配制成诱导培养基。
激素溶液的配方参考如下：IAA：千叶素：6-BA的比例为 10：1：1，浓度为0.108 mg/L；3.2 培养陈列室准备工作实验室必须具有无菌灯、搅拌器、制冷箱或培养箱等基本的实验设备。
实验前清洗设备，使用高压蒸汽或酒精灯等方式灭菌。
在无菌条件下制备琼脂、移液管、培养瓶等。
在实验操作台上，用70%的酒精清洗双手，并用无菌纸巾擦拭干净。
3.3 培养基的制作制好的培养基分装到15ml的培养瓶中。
琼脂用70%酒精擦拭干净，均匀铺在实验平台上，用于接种组织。
3.4 组织接种将种子放在培养基上，用无菌铁丝按一定距离排列成一排。
取出种子，切成0.5-1cm的暴露在外的子叶或幼芽，然后在接种组织区域按照一定距离进行均匀排列。
将培养瓶密封，并放在指定的温度下生长。
4．实验结果的处理和分析4.1 愈伤组织的诱导情况观察家哈的发育情况，如出现愈伤组织的形成，记录其在构型，大小等。
4.2 理化指标的测定在诱导完成后的期间，测定愈伤组织中的蛋白质含量，葡萄糖含量，游离氨基酸含量等指标。
注意事项：1.实验过程中要注意操作技巧，避免污染；2.在培养过程中，要注意温度和光照的控制；3.进行实验时，要做好实验记录和实验数据分析工作；4.实验后，要注意实验设备的清洁和归档。
2 烟草愈伤组织诱导实验
烟草叶片愈伤组织诱导分化实验1. 实验目的（1）通过诱导植物（烟草叶片、水稻种子）愈伤组织和器官发生，分析生长素和细胞分裂素对烟草叶片离体培养的作用。
（2）了解植物组织在离体培养条件下脱分化和再分化的特点。
2. 实验原理外植体形成愈伤组织大致要经历三个时期：启动期、分裂期和形成期。
启动期主要通过激素以及环境因素的诱导使外植体细胞代谢增强，大量蛋白质与核酸形成为细胞分裂做准备；分裂期时外植体细胞在激素诱导下脱分化并不断增殖，形成结构疏松的组织块；形成期时，由于不同植物生长激素的诱导使愈伤组织形成根、芽等形态分化。
烟草为常见模式植物之一，常用于植物组织培养，是研究细胞脱分化和再分化的理想材料。
在愈伤组织诱导及分化过程中，光照条件起到的作用是促使愈伤组织进行光合作用生成糖类，促使代谢活动进行。
6-BA、NAA均为植物生长调节剂，6-BA属于细胞分裂素，可诱导愈伤组织发生并促进牙的形成；NAA属于细胞分裂素，能促进细胞分裂与扩大，诱导形成不定根。
根据Skoog和Miller提出的生长素和细胞分裂素相对浓度调节器管分化的概念，相对高的生长素有利于细胞增殖和不定根的分化，而相对高的细胞分裂素浓度有利于不定芽的分化。
通过改变激素的种类和浓度，有效地调节培养组织的器官分化，已经在许多植物的组织培养中得到证实，甚至在一些低等植物中也得到了证实。
3. 实验材料与操作方法3.1 实验材料3.1.1 材料选择：烟草By-2，滤纸片，枪头3.1.2 实验试剂：（1）植物生长调节剂（超净台过滤灭菌，1.5 mLEP管分装后-20℃贮存）6-BA 0.5mg/mL（1mol/L NaOH溶解再用蒸馏水定容）NAA 0.5mg/mL（1 mol/L NaOH溶解再用蒸馏水定容）（2）抗生素（超净台过滤灭菌，1.5 mLEP管分装后-20℃贮存）卡那霉素50 mg/mL（蒸馏水定容）利福平15 mg/mL（无水乙醇溶解再用蒸馏水定容）链霉素30 mg/mL（蒸馏水定容）羧苄青霉素100 mg/mL（蒸馏水定容）（3）实验用培养基MS大量元素储存母液（50×，蒸馏水定容）：1650mg/L NH4NO3+1900mg/L KNO3+370mg/L MgSO4·7H2O+170mg/L KH2PO4+440mg/LCaCl2·2H2O（CaCl2·2H2O在配制过程中不易溶解，可单独配成储液存放）MS微量元素储存母液（100×，蒸馏水定容）：0.83mg/L KI+6.2mg/L H3BO3+22.3mg/L MnSO4·4H2O+8.6mg/L ZnSO4·7H2O+ 0.25mg/L Na2MoO4·2H2O+0.025mg/L CuSO4·5H2O+0.025mg/L CoCl2·6H2O +27.8mg/LFeSO4·7H2O +37.3 mg/L Na2-EDTA·2H2O（FeSO4·7H2O 和Na2-EDTA·2H2O两个试剂配制成100×溶液4℃冰箱避光储存）MS有机成分储存母液（100×，蒸馏水定容）：3mg/L甘氨酸+0.5mg/L烟酸（维生素B5）+0.5mg/L盐酸吡哆醇（维生素B6）+0.1mg/L盐酸硫胺素（维生素B1）+100mg/L肌醇（肌醇难溶解，一般独自配成浓缩液储存）MS培养基（NaOH调节至pH 5.8，蒸馏水定容）：1×大量元素+1×微量元素+1×有机成分+30g/L蔗糖+0.8%琼脂+不同比例生长素（6-BA+IAA）3.1.3 实验仪器：超净工作台，烧杯，锥形瓶，培养皿，枪形镊子，眼科剪，移液枪，酒精灯，光照培养室，3.2 操作方法取幼嫩烟草叶片约5片（选择幼年的外植体较好，如分生组织、维管束、形成层组织、静止的薄壁组织），用自来水清洗晾干。
愈伤组织实验报告
一、实验目的1. 掌握植物组织培养技术的基本操作流程。
2. 熟悉愈伤组织的诱导方法及再分化过程。
3. 学习植物激素在愈伤组织形成与再分化中的作用。
4. 了解植物细胞的全能性及组织培养技术在植物育种中的应用。
二、实验原理植物组织培养技术是将植物器官、组织或细胞在人工条件下进行无菌培养，使其在适宜的培养环境中生长、分化，最终形成完整植株的过程。
愈伤组织是植物组织培养过程中的一个重要阶段，它是由已经分化的细胞脱分化形成的无定形细胞团。
通过诱导愈伤组织，可以进一步分化为根、茎、叶等器官，实现植物繁殖和育种。
三、实验材料与试剂1. 实验材料：水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段。
2. 试剂：无菌水、无菌滤纸、70%乙醇、5%次氯酸钠、琼脂、蔗糖、硝酸钙、硝酸钾、硝酸铵、磷酸二氢钾、生长素、细胞分裂素、琼脂酶、滤纸等。
四、实验步骤1. 材料预处理（1）将水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段分别用70%乙醇消毒30秒，再用5%次氯酸钠消毒5分钟，最后用无菌水清洗3次。
（2）将消毒后的材料用无菌滤纸吸干水分。
2. 愈伤组织诱导（1）将预处理后的材料切成约1cm×1cm的小块，放入含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。
（2）将培养皿放入培养箱中，在适宜的温度和光照条件下培养。
3. 愈伤组织再分化（1）将愈伤组织转移到含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。
（2）在适宜的温度和光照条件下培养，观察愈伤组织分化为根、茎、叶等器官的情况。
4. 数据记录与分析（1）观察并记录愈伤组织的生长情况，包括生长速度、愈伤组织颜色、形态等。
（2）观察并记录愈伤组织再分化为根、茎、叶等器官的情况，包括器官形态、生长速度等。
（3）分析不同植物激素浓度对愈伤组织形成与再分化的影响。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织诱导实验结果表明，水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段在含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中均能诱导出愈伤组织。
第三章-愈伤组织诱导
第三章愈伤组织的诱导与培养第一节愈伤组织的诱导与继代培养愈伤组织（callus）: 在培养基上，由外植体经脱分化和细胞分裂形成的一团无序生长的薄壁细胞。
大部分外植体细胞须经脱分化形成愈伤，才能再分化成完整植株，只有茎尖等少数细胞只恢复为分生状态但不分裂，直接再分化。
愈伤组织的诱导与分化是植物组培的基本环节。
一、愈伤组织的诱导及其形态特征1、愈伤组织的诱导1）起动期/诱导期（initiation/induction stage, Induction of growth）外植体细胞在外源激素作用下，经脱分化而恢复分裂状态，开始形成愈伤。
细胞外观无明显变化，代谢旺盛，合成加强，为分裂做准备。
持续十几小时~几天。
2）分裂期（divition stage/phase）：外植体切口边缘膨大，外层细胞迅速分裂，体积变小，具分生细胞的特征，细胞数速增。
3）形成期（formation stage/Differentiation phase）：外植体表层细胞分裂减缓，内部细胞开始分裂，大量细胞形成瘤状/泡状或片状结构。
若不及时继代，将分化出拟分生组织瘤状物和维管组织，又称分化期。
2. 愈伤组织的形态特征质地：松脆易碎的颗粒状；紧密坚实的结块状；水渍或浆糊状。
颜色：白色或淡黄色；淡绿色或绿色；黄色至褐色。
一般，淡黄或淡绿/绿色松脆（近圆形）或致密的颗粒状愈伤再生能力较强，白色/灰白色或黄褐色、浆糊状或紧实（香蕉形）的愈伤再生能力差。
3. 影响愈伤诱导的关键因素愈伤的形成是外植体、培养基和培养条件诸因素互作的结果。
迄今，几乎从各种外植体诱导形成愈伤。
其关键主要不在于外植体，而是培养基，尤其是激素的种类和浓度。
生长素为愈伤诱导和增殖所必需，细胞分裂素视外植体来源而异。
二、愈伤组织的继代培养继代培养（subculture）：将原有培养物转移到新鲜培养基上继续培养的过程称为~。
愈伤组织在培养基上生长一段时间后，由于营养枯竭，水分散失，代谢物积累，致使其生长缓慢甚至停止，须进行继代培养。
实验二 植物组织培养2-愈伤组织的诱导
中国海洋大学实验报告2015 年 4 月23 日姓名###云年级BBB专业UUUUUU学号HHHHHHHHHHHH课程细胞工程学实验题目植物愈伤组织诱导实验一、实验目的1、掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理；2、掌握植物组织接种培养的整个无菌操作的过程；3、熟悉超净工作台的使用。
二、实验原理植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞，应用无菌操作方法，使其在人工条件下，能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在人工培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，可以重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这一过程称为“脱分化作用”。
而已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称为“再分化作用”。
植物激素在“再分化”过程中起着重要作用，生长素和细胞分裂素的比例，决定了根和芽的分化。
超净工作台是一种水平单向流型局部空气净化设备。
三、实验仪器试剂1、仪器：镊子、解剖刀、烧杯、酒精灯、试剂瓶、含有培养基的培养瓶、培养皿、金属盘、记号笔2、用品：胡萝卜、75%酒精、10%次氯酸钠、无菌水四、实验步骤：（1）用70～75%的酒精棉擦拭双手和操作台面，进行常规的无菌操作准备。
（2）将植物体用准备好的自来水冲洗后,用酒精棉擦拭取材部位表面, 于70%酒精中浸沾数秒钟。
（3）将材料放入已灭菌的100ml试剂瓶中，加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡5分钟。
（4）弃次氯酸钠浸泡液，再加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡10分钟。
（5）弃次氯酸钠浸泡液，用准备的无菌水浸泡漂洗3～4次，每次1～2分钟，用无菌镊子搅动。
（6）将已灭菌的植物材料置于平板内，按无菌操作要求剥去外皮，用解剖刀切成5mm 厚的薄片，弃去两头的两片，取中间部分的薄片，用镊子将其接种在愈伤组织诱导培养基上，注意圆片的切口朝向培养基，每瓶4～6片，均匀分散。
（7）将瓶口和瓶盖在酒精灯火焰上方一过，拧紧瓶盖。
实验二愈伤组织的诱导与分化
实验二 愈伤组织的诱导与再分化一、目的掌握外植体的消毒方法和接种技术；了解愈伤组织诱导的过程及再分化。
二、原理以植物器官、组织、细胞等作外植体进行离体培养都能形成愈伤组织。
愈伤再经分化培养，通过器官发生途径或体细胞胚胎发生途径可再生成植株。
外植体如果是带菌的，在接种前都必须消毒。
对于难消毒的材料，有时要几种消毒剂配合使用；对于多茸毛表面粗糙不平的材料，要加展著剂（吐温20）以增强消毒效果。
三、实验材料水稻成熟种子（用于诱导愈伤组织）；四、仪器设备及用具（一） 仪器设备超净工作台 培养室（二） 用具（每组5人用量）量筒：100ml ×2培养皿：￠9cm ×1三角瓶：50ml ×2(无菌)，1000ml ×1枪形镊：×4无菌滤纸：（10cm ×10cm ）×5五、试剂及培养基（一） 试剂75%酒精，2% NaCLO ，无菌水(每组1瓶400ml)(二) 培养基1、诱导培养基：N 6+2,4-D2mg/1+蔗糖30g/l+琼脂8g/l2、分化培养基：N 6+ CuSO 4·5H 2O 1.25mg/l+BA 2mg/l+NAA 1mg/l+蔗糖30g/l+琼脂8g/l六、实验步骤1、接种室、培养基及用具表面消毒用75%酒精棉球试擦超净工作、镊子，将培养基及用具放工作台，打开紫外灯，照射20分钟以表面消毒。
之后关紫外灯，打开工作台风机，通风30分钟后可进行无菌操作。
2、消毒剂的配制（1）、75%酒精：每组配95ml 。
量取95%酒精75ml ，加蒸馏水至95ml 即可.（2）、2%NaCLO ：每组配100ml.x ：应吸取的NaCLO 原液的毫升数；y ：NaCLO 原液的有效氯浓度。
3、种子去壳用自制的脱壳砂纸脱去谷壳，注意保持胚完整。
每人准备30粒去壳种子。
4、外植体消毒（以下工作在超净工作台内进行）将米粒放入50ml 无菌三角瓶→无菌水洗一次→弃水，倒入75%酒精，搅拌，30秒→弃酒精，倒入2% NaCLO ，不时搅拌，30分钟→弃NaCLO ，用无菌水洗3次，每次停留10.5%×100 yX= (ml)分钟→倒去无菌水，种子放在带无菌滤纸的培养皿中吸干。
第五章愈伤组织培养
例：百合：鳞茎的鳞片分化能力：外层>中层>内层
（2）植物激素的作用（外因）
适宜的植物激素配比在器官分化中有着重要的作用。
生长素
高：有利于根的形成和愈伤组织的形成；
＝ 适中：有利于根芽的分化；
细胞分裂素 低：有利于芽的形成
芦荟的植物组织培养过程
1
2
3
4
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6
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9
11
芽（单芽、丛芽）
第二节 愈伤组织中的形态发生
➢ 脱分化：细胞由静止期进入分裂期，恢复分裂机能
分裂期外植体的特征:
细胞分裂快，结构疏松， 缺少有组织的结构，维持 其不分化的状态，颜色浅 而透明。
细胞的主要表现:
外层细胞在外源激素的作用下，迅速分裂， 使得外层细胞数目增加， 细胞体积缩小，细胞的核和核仁增大到最大。 逐步回到分生组织状态。 随着细胞不断分裂和生长，细胞总干重、蛋 白质和核酸量大大增加，新细胞壁合成极快。 细胞分裂快，结构疏松，缺少有组织的结构， 维持其不分化的状态，颜色浅而透明。
生愈伤组织
愈伤组织生长良好
愈伤组织增殖强
NOA 萘氧乙酸
无愈伤组织形成 愈伤组织增殖中等
愈伤组织增殖中等
NOP 萘氧丙酸
无愈伤组织形成 愈伤组织增殖中等愈伤组 愈伤组织增殖强 织增殖强
第五章 愈伤组织的培养
第一节 愈伤组织的诱导和分化 第二节 愈伤组织中的形态发生 第三节 人工种子
第二节 愈伤组织中的形态发生
3.4 体细胞胚状体诱导的影响因素
1）生长素 形成体细胞胚的关键是除去或降低培
养基中的生长素成分（如2,4-D）。 愈伤组织在生长素0.5～1mg/L的培养
烟草愈伤组织的诱导及细胞悬浮培养体系的建立
烟草愈伤组织的诱导及细胞悬浮培养体系的建立一、概述烟草愈伤组织的诱导及细胞悬浮培养体系的建立，是植物组织培养领域中的一项重要研究。
烟草作为一种重要的经济作物，其组织培养技术的研究对于提高其生产效率、优化品质具有重要意义。
愈伤组织的诱导是植物组织培养的第一步，也是后续细胞悬浮培养、基因工程操作等的基础。
烟草愈伤组织的诱导，通常通过无菌操作，利用激素等生长因子刺激烟草叶片等外植体细胞脱分化形成。
这一过程不仅受到激素种类和浓度的影响，还受到光照、温度、湿度等培养条件的影响。
优化诱导条件，降低褐化等不利因素的影响，是烟草愈伤组织诱导研究的关键。
细胞悬浮培养体系的建立，则是进一步将愈伤组织转化为可用于大规模生产和基因操作的细胞悬浮液。
通过选择适当的培养基、调节生长条件、优化细胞悬浮密度等手段，可以实现烟草细胞的稳定增殖和高效表达。
本文旨在探索烟草愈伤组织的诱导条件以及细胞悬浮培养体系的建立方法，通过系统的实验设计和优化，为烟草组织培养技术的发展和应用提供理论基础和实践指导。
这一研究也将为其他植物的组织培养提供有益的参考和借鉴。
1. 烟草愈伤组织诱导与细胞悬浮培养体系的重要性烟草愈伤组织的诱导及细胞悬浮培养体系的建立，在植物组织培养、基因工程以及植物快繁等多个领域都具有重要的科学意义和实践价值。
愈伤组织的诱导是植物组织培养中的关键环节。
通过特定的培养基和培养条件，可以诱导烟草叶片等外植体脱分化形成愈伤组织。
这一过程不仅验证了植物细胞的全能性，而且为后续的细胞悬浮培养提供了适宜的起始材料。
细胞悬浮培养体系的建立为植物细胞的大规模培养和遗传转化提供了平台。
通过优化悬浮培养条件，可以获得大量生长状态良好的细胞，进而用于后续的基因转化、次生代谢产物生产等研究。
悬浮培养体系还可以用于筛选具有优良性状或抗性的细胞株系，为烟草育种提供新的途径。
烟草愈伤组织诱导及细胞悬浮培养体系在植物快繁方面也具有潜在的应用价值。
通过诱导愈伤组织再分化形成不定芽或胚状体，可以在短时间内获得大量的植株，从而实现烟草的快速繁殖。
胡萝卜愈伤组织的诱导与继代培养实验报告
本科学生综合性实验报告
学号姓名
学院生命科学学院专业、班级
实验小组及成员
实验课程名称植物组织培养实验
教师及职称龙维彪（讲师）
开课学期2011 至2012 学年下学期填报时间2012 年 6 月 1 日
云南师范大学教务处编印
一．实验设计方案
二．实验报告
1．实验现象与结果
A实验结果记录表：
愈伤组织诱导结果：
总接种瓶数5瓶总接种块数15块
污染瓶数4瓶污染块数11块
未污染瓶数1瓶未污染块数4块
未污染块中愈伤组织发生块数3块
愈伤组织发生率75%
愈伤组织发生情况记录愈伤组织的色泽较新鲜，但比较少
污染情况及原因分析污染瓶中，有1 瓶是霉菌污染，3瓶细菌污染。
可能是接种过程中接种器械消毒不够，掀开封口
膜时碰到了封口膜里面，也可能是封口膜没绑好。
愈伤组织继代培养结果：
继代培养没有受到污染，愈伤组织增殖情况较好，呈现不规则状。
颜色浅黄，注意看会有一些小黑点，愈伤组织开始老化，部分开始分化。
B实验结果图片。
水稻愈伤组织的诱导实验报告
水稻愈伤组织的诱导实验报告
实验目的：
通过诱导方法获取水稻愈伤组织，为后续的基因转化等实验打下基础。
实验材料和设备：
水稻种子、MS培养基、2,4-D溶液、NaClO溶液、无菌操作
器材、显微镜等。
实验步骤：
1.种子消毒：将水稻种子放入1% NaClO溶液中浸泡10分钟，再用去离子水洗净后，放进无菌操作室中。
2.种子发芽：将消毒后的种子放进含有营养的MS培养基中，
在25℃下进行光照培育。
3.愈伤组织诱导：将发芽后的幼苗从培养基中取出，用无菌水
清洗。
将茎部和叶片等不同部位的组织嫁接在含有2,4-D溶液
的MS培养基上，培养在25℃下、光照下，观察诱导组织的
生长情况。
4.分离愈伤组织：当组织生长到一定大小后，用无菌操作器材
将组织用无菌剪刀分离下来。
5.愈伤组织培养：将分离出的愈伤组织放入含有NAA、BA、MS培养基中进行培养。
结果分析：
在诱导的茎部和叶片等不同部位，均出现了白色愈伤组织的诱导生长。
经过分离和培养，得到了纯化的愈伤组织。
通过显微镜观察发现，愈伤组织的细胞间隙变窄，胞间质增多，中心细胞数量增多，细胞核增大，一些细胞内的小器官也出现转化现象。
结论：
通过2,4-D溶液的诱导方法，可以在水稻幼苗的不同部位诱导出白色愈伤组织，愈伤组织的分离和培养也取得了成功。
实验结果为后续的基因转化、基因工程等实验提供了基础。
第二章： 愈伤组织培养
一）、 愈伤组织形成
1 、器官的形成 一般愈伤组织开始分化时，由大小不等的细
胞开始逐渐形成大小均匀的细胞，保持相对稳定 状态。
在分化时，愈伤组织的表层和内部都可形成 分生中心。芽多发生在愈伤组织的表层，属外起 源。
根发生在组织的深处，与整体植株发生类似， 是内起源。
愈伤组织的外部形态也随分化而改变，一般 由疏松转向紧密。
• 无论在MS还是在H或B5培养基中，不附加激素2, 4-D均不能诱导 扁桃花药愈伤组织的形成，
• 扁桃花药在H+1.0mg/L 2,4-D的培养基上诱导率最高为47%;在 MS+1.0mg/L 2,4-D培养基上诱导率为67.0%;在B5+0.5～ 1.0mg/L2,4-D，出愈率都在84.0%以上，其中以2,4-D为0.5mg/L时， 出愈率高达100%.。说明在扁桃花药诱导过程中，最适基本培养 基是B5，最佳 2,4-D浓度为0.5mg/L。
分裂期：
外植体(explant)中已分 化的活细胞在外源激素的作 用下，外植体外层细胞出现 了分裂，由于外层细胞的迅 速分裂使得这些细胞的体积 缩小，逐渐回复到分生组织 状态，该时期细胞通过脱分 化的起动期而进入分裂，并 开始形成愈伤组织。
分裂期特征：
生理生化上分裂期的一个明显特征 是外层细胞进行分裂，而中间的细胞不 分裂。另外还有细胞数目增加，体积变 小；细胞核和核仁增到最大，RNA含量 达到最高等。
• 此时期的愈伤组织：细胞分裂快， 结构疏散，缺少组织的结构，颜色浅 而透明。
分裂期愈伤组织
形成期：
• 细胞分裂从分裂期的周缘细胞分 裂为主逐渐转向内部的组织细胞， 愈伤组织表层细胞分裂减缓或停 止，内部深层细胞分裂并形成像 维管束或类似于分生组织组成的 鸟巢状结构的次生组织。
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师
植物组织培养基的配制与植物愈伤组织诱导一、实验目的；通过植物组织培养基和植物愈伤组织诱导实验的学习和训练，使学生了解植物组织培养的基本原理和操作技术，初步掌握MS固体培养基制备方法、外植体的常规灭菌技术以及愈伤组织诱导方法。
二、实验原理：根据植物细胞全能性原理，培养植物材料。
即在无菌条件下，将植物的器官或组织（如芽、茎尖、根尖或花药）放在人工培养基上进行培养，通过细胞分裂，形成一团薄壁细胞，即愈伤组织。
愈伤组织可以在适宜的光照、温度和一定的营养物质与激素等条件下进行再分化，重新产生出植物的各种器官和组织，进而发育成完整的植株。
三、实验内容实验包括以下3部分内容：实验1-1、植物组织培养基母液的配制和保存实验1-2、MS培养基的配制与灭菌实验1-3、胡萝卜愈伤组织的诱导实验1-1 植物组织培养基母液的配制和保存1、目的要求学习植物组织培养基母液的配制方法，为培养基的配制做准备。
2、基本原理植物培养基是植物离体培养的组织或细胞赖以生存的营养基质，是为离体培养材料提供近似活体生存的营养环境，主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节等物质。
在配制培养基前，为了使用方便和用量准确，常常将培养基成分首先配制成比实际培养基浓度大若干倍的母液，然后在配制培养基时，再根据所需浓度，按比例稀释。
本实验以MS培养基为例，学习培养基母液的配制。
MS培养基母液可分为：MS大量元素母液、MS微量元素母液、MS铁盐母液和MS有机化合物母液等。
另外，还要配制生长激素母液，在不同类型的培养基中使用。
3、实验仪器设备和试剂3.1仪器、用具分析天平、酸度计（或pH试纸）、冰箱、药匙、玻棒、称量纸、滴管、洗瓶、记号笔、烧杯（50ml、100ml、200ml）、容量瓶（100ml、500ml、1000ml）、磨口试剂瓶（100mL、200mL、500ml、1000ml）、量杯、量筒、移液抢、微波炉等。
3.2试剂（1）95%乙醇、1mol/L NaOH、1mol/L HCl。
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实验二愈伤组织诱导及观察. 实验目的通过愈伤组织诱导的操作，使同学们了解进行植物组织培养时的一些关键操作技术和方法，如外植体的选择、培养基母液配制、使用液配制、分装灭菌、外植体表面消毒、接种、培养、愈伤组织诱导原理和方法以及接种后污染率，愈伤组织诱导率的统计与观察。
使同学们能够亲身体会、了解激素对外植体的作用，还使同学们了解无菌培养的无菌操作，清楚植物体的带菌部位等。
二. 实验内容（一）、实验原理植物组织培养是指在无菌条件下，对离体植物组织（器官或细胞）分离并在培养基中培养，使其能够继续生长，甚至分化发育成一完整的植株的一门实验技术。
组织培养的理论依据是植物细胞的全能性，即植物体的每个细胞携带着一套完整的基因组，因此具有发育成完整植株的潜在能力。
植物组织当中原本已经分化的细胞，一旦脱离原有的机体环境，成为离体状态，在适宜的营养和外界条件下，就会表现出全能性，从已经分化定型的细胞，脱分化，成为恢复分裂能力的细胞，并能重新生长发育成完整的植株。
愈伤组织就是指一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化不断分裂、增生子细胞，这些细胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明，逐渐形成了无序结构的一团细胞。
在植物组织培养中，主要目标是诱导愈伤组织形成和形态发生，使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。
愈伤组织的形成从一块外植体形成典型的愈伤组织，大致要经历三个时期：起动期、分裂期和形成期起动期是指细胞准备进行分裂的时期。
用于接种的外植体的细胞，通常都是成熟细胞，处在静止状态。
起动期是通过一些刺激因素（如机械损伤、改变光照强度、增加氧等）和激素的诱导作用，使外植体细胞的合成代谢活动加强，迅速进行蛋白质和核酸的合成。
机械损伤能诱导植物体细胞开始分裂，如伤口上会出现愈伤组织。
在植物组织培养中沿用了愈伤组织这一名词，但是植物组织培养中诱导外植体细胞分裂形成的愈伤组织，大都不是损伤的结果。
外源的生长素类物质对诱导细胞开始分裂效果很好，因此生长素类物质在植物组织培养中得到广泛应用，常用的有2，4- 二氯苯氧乙酸、萘乙酸、吲哚乙酸和细胞分裂素等。
分裂期是指外植体细胞经过诱导以后脱分化，不断分裂、增生子细胞的过程。
处于分裂期的愈伤组织的特点是：细胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明。
外植体的脱分化因植物种类、器官来源及其生理状况的不同而有很大差别。
例如，烟草、胡萝卜等植物的脱分化比较容易，禾本科植物的脱分化比较难；花的脱分化比较容易，茎、叶的脱分化比较难；幼嫩组织的脱分化比较容易，成熟的老组织脱分化比较难。
分化期是指在分裂期的末期，细胞内开始出现一系列形态和生理上的变化，从而使愈伤组织内产生不同形态和功能的细胞。
这些细胞类型有薄壁细胞、分生细胞、色素细胞、纤维细胞，等等。
外植体的细胞经过起动、分裂和分化等一系列变化，形成了无序结构的愈伤组织。
如果在原来的培养基上继续培养愈伤组织，会由于培养基中营养不足或有毒代谢物的积累，导致愈伤组织停止生长，甚至老化变黑、死亡。
如果要让愈伤组织继续生长增殖，必须定期地（如2〜4周）将它们分成小块，接种到新鲜的培养基上，这样愈伤组织就可以长期保持旺盛的生长。
愈伤组织的形态发生方式经过起动、分裂和分化期产生的愈伤组织，其中虽然发生了细胞分化，但是并没有器官发生。
只有满足某些条件，愈伤组织的细胞才会发生再分化，产生芽和根，进而发育成完整植株。
愈伤组织的形态发生方式主要有不定芽方式和胚状体方式两种。
不定芽方式是在某些条件下，愈伤组织中的分生细胞发生分化，形成不同的器官原基，再逐渐形成芽和根。
胚状体方式是由愈伤组织细胞诱导分化出具有胚芽、胚根、胚轴的胚状结构，进而长成完整植株。
这种由愈伤组织中的薄壁细胞不经过有性生殖过程，直接产生类似于胚的结构，叫做胚状体。
在植物组织培养中，不定芽方式和胚状体方式是愈伤组织形态发生的两种最常见和最重要的方式。
胚状体方式比不定芽方式有更多的优点，如胚状体产生的数量比不定芽多，胚状体可以制成人工种子，等等。
（二）实验材料和用具1 植物材料银杏种子2 实验仪器和试剂1）仪器设备超净工作台、高压灭菌锅、微波炉、人工气候箱、电子天平、移液器、恒温磁力搅拌器、酸度计、手术刀、手术剪、称量纸、皮筋、封口膜、三角瓶、量筒、烧杯（1000ml）、试剂瓶（1000ml、100ml）、长镊子、记号笔（或标签纸）、培养皿、酒精灯等。
2）试剂75% 酒精、氯化汞、植物生长激素（NAA BA1）、蔗糖、琼脂粉、HCI、NaOH WS母液配方见表1。
（三）实验方法1 培养基配制1 ）. 培养基的选择植物组织培养中应用的培养基，一般由无机营养物、碳源、维生素、生长调节剂和有机附加物等五类物质组成。
无机营养物包括大量元素和微量元素。
大量元素：C、H、O N、P、S、K、Ca Na Mg等，微量元素：Mn Zn、Cu B MoFe 等。
碳源一般为蔗糖。
维生素中只有硫胺素是必需的，而烟酸、维生素B6 和肌醇对生长之起促进作用。
常用的生长调节剂有IAA （吲哚乙酸）、IBA （吲哚-3- 丁酸）、NAA （萘乙酸）、NOA（萘氧乙酸）、P-CPA （对氯苯氧乙酸）、2，4-D （二氯苯氧乙酸）、2, 4, 5-T （三氯苯氧乙酸）；BA P （苄氨基嘌呤）、6-BA（苄基腺嘌呤）、2-Zi （异戊烯氨基嘌呤）、KT （激动素）等。
有机附加物是指甘氨酸、水解酪蛋白、椰子乳等，可促进分化，但如培养基配方适当，则大多数组织是不需要的。
培养基的种类、成份直接影响到培养材料的生长发育，故应根据培养植物的种类和部位，选择适宜的培养基。
2 ）. 培养基的配制①先按表1配制wst养基贮液。
②再将贮液与其他成分按比例混合。
③加入3%勺蔗糖作为碳源，起支持作用的琼脂粉8 g/L ,愈伤组织培养基配方为WS培养基+NAA1 mg/L +BA1 mg/L。
④将上述培养基加热溶解后，加蒸馏水使培养基达到终体积。
⑤再用O.1mol/L NaOH或0.1mol/L HCI 调节培养基的pH值至56-5.8。
⑥分装至三角瓶内，封口膜封口，等待灭菌后使用。
2 灭菌1 ）．培养基及器具灭菌培养基、无菌水需要在高压灭菌锅中灭菌。
灭菌作用取决于温度，常用的灭菌温度为121C，所需时间20分钟，灭菌结束后待温度下降到50C以下，才能取出已灭菌的培养基。
可用同样方法对器具同时进行灭菌，包括：培养皿、解剖刀、剪子、滤纸、镊子等。
2）．工作环境灭菌接种前1 h打开超净工作台和棚面的紫外灯照射40mi n。
杀菌结束后，先关掉棚面的紫外灯，再打开风机，最后关掉超净工作台上的紫外灯。
在接种后休息时，要先打开台面的紫外灯，再关风机，最后打开棚面紫外灯。
不能将风机与台面上的紫外灯同时关闭或先关闭风机再开紫外灯。
3）. 植物材料的灭菌植株各部分的表面携带着各种微生物，他们是植物组培的污染源，所以在接种培养前必须进行彻底的表面消毒；组织内部侵染的真菌或细菌很难消除，这些组织一般淘汰不用。
消毒前需用流水清洗植物材料表面污垢，再用无菌洁净滤纸吸干水分。
植物材料的灭菌需在超净工作台内进行，可选择不同的灭菌剂进行植物组织表面消毒。
同时注意，表面消毒剂对植物组织也是有毒的。
因此，应当选择消毒剂的浓度和时间，尽量减少组织的死亡。
灭菌后，需用无菌水反复冲洗，彻底洗去表面消毒剂。
如：银杏种子消毒：将银杏种子去外种皮。
进超净工作台后，在0.1%氯化汞中浸泡10 分钟，用无菌水冲洗3-5 次，无菌滤纸吸干，在无菌滤纸上，用解剖刀取出种胚。
准备工作就绪后，可以进行接种。
3 接种1). 进台工作人员进入接种室前，需要洗净手和手腕。
进入超净工作台内需用75%酒精纱布擦拭手、手腕，再擦培养基瓶和超净工作台。
2). 接种(1) 剪、镊消毒：接种前剪、镊、解剖刀应插入75%酒精瓶中，取出后置于酒精灯外焰上彻底灼烧，灼烧时应将镊口张开，烧至剪、镊上火焰熄灭为止，冷却后方可进行接种。
接种后仍需灼烧并插回75%酒精的磨口瓶待用。
注意每次取出时镊子不可接触瓶口和其它器皿。
(2) 插植外植体：左手拿三角瓶，解开封口膜，将三角瓶几乎水平拿着，靠近酒精灯焰，将瓶口外部在酒精灯火焰上燎数秒钟，使瓶口的水气散发掉。
用右手拇指、食指、中指拿消毒过的镊子夹一块外植体(银杏种胚) 送入瓶内轻轻的插入培养基上，再把封口膜在酒精灯火焰上燎数秒，灼燎时应旋转，避免烧坏，盖好封口膜，扎紧皮筋，便完成了第一瓶的操作，接着再做第二瓶，如此直到外植体全部接完。
3) 注意事项(1) 操作人员的头、胳膊等不得进入台内。
(2) 操作人员不得随意谈话、说笑，以免造成污染。
(3) 用酒精对双手消毒时，务必待酒精彻底挥发后再靠近酒精灯火焰，以免火焰伤手。
(4) 台外人员走动要轻、动作要小4. 培养接种后置于培养室培养，温度23± 2C,适当光照强度和光周期愈伤组织诱导率和污染率。
培养过程如果有的培养物被微生物污染，其清理，以免影响其它培养物，并做好记录。
WS培养基MS 1：20* （20倍浓）g/LKNO3 ：38；NH4NO3：33MS2：100* g/LCaCl2.2H2O：44（CaCl2：33.2 ）W3：100* g/LMgSO 7H0: 37;甘油磷酸钠：27MS4：100* g/LH3B03：0.62 ;Mn S0- 4H0: 2.23 （Mn SLHO 1.69 ）;ZnSQ・ 7H0: 0.86MS5：1000* g/LNaMoQ・ 2140: 0.25 ;C Q CI2 - 6H0: 0.025 ;KI: 0.83W6 1000CuSQ・ 5HO 0.08H2MoQ・H Q 0.02W7: 100* g/LFePQ4 0.19W8: 1000* g/L甘氨酸: 2.0 ；烟酸 : 5；维生素B1: 0.5 ；维生素B6: 0.5维生素H（生物素）：0.05W9: 100* g/L肌醇 : 10.0半胱氨酸110 天计算应当马上将。