组织病理学制片技术
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Notice
1.上课请关手听一次，下次课班 长提交选修课学生名单(包括email)。
3. 学分问题 ⑴ 平时表现 如：纪律、问答、作业。 ⑵ 结课测验? ⑶ 对本课程的意见和建议；
生命科学研究中心 邢立强 emxlq@
目的和要求
三、脱水(Dehydration)
组织经固定和水洗后含大量水分，水与石蜡 不能混溶。因此在浸蜡和包埋前，必须进行 脱水。
常见的脱水剂有乙醇、正丁醇、丙酮等。 为防止水份丢失过快，造成组织变形，一般
病理技术的应用
Application of pathologic technique
帮助临床查明死因(尸检); 手术后病变标本，明确诊断(临床活检); 为教学、科研提供资料;
第一节 组织处理
Tissue processing
取材(Sample collection)→固定(Fixation)→ 脱水(Dehydration)→透明(Transparentizing) →浸蜡(Paraffin soaking)→包埋(Embedding)
（五）固定时的注意事项
1. 标本 应新鲜并及时取材，快速放入固定液中。 特殊标本应单独固定和存放。
2. 固定液的用量 一般固定液用量为组织块体积的 10~20倍，贵重的固定液不少于3~5倍。避免组织紧 贴容器底部，影响固定效果。对于特殊染色的组织 (如神经染色及酶组织化学染色等)固定时应考虑组 织块的大小、固定液种类、固定时间和温度等。酶 组织化学染色组织的固定应置于冰箱4℃固定。
固定就是用物理或化学方法，阻止组织细胞离体 或培养细胞脱离生存环境后发生形态学变化。
(一)固定的目的
1. 迅速阻断组织细胞离体后的自溶性变化，防止 腐败，尽量保持组织细胞生活状态下的形态结构。
2. 使细胞内的蛋白质、脂肪、糖、酶等成分转变 成不溶性物质，并保持原有的空间位置。
3. 固定剂有硬化作用,增加组织的硬度,便于制片。 4. 组织中的各种物质经固定后产生对染料的亲和
3. 含有铬酸、重铬酸钾和锇酸的固定液，组织固定后应 充分水洗，一般为12~24h。
4. 用含汞的固定液固定组织后，要进行脱汞处理，可在 组织脱水前或切片染色前进行，一般多在染色前脱汞。其 方法为切片脱蜡入水后，入0.5%碘乙醇5~10min，水洗 后再入3%~5%硫代硫酸钠或95%乙醇1~2min，再充分水 洗，蒸馏水洗后进行染色。
3、尸体解剖(Autopsy)：通过尸检可查出病因和病 变，及时发现和确诊某些传染病、新发现的疾病， 积累经验，提高诊疗水平。
4、动物实验(Animal experiment)：根据研究需要， 在动物身上复制人类某些疾病的模型、进行观察研 究，了解疾病的病因、发病机制及药物疗效等。
5、组织/细胞培养(Tissue and Cell culture)：将某 种组织或单细胞在适宜的培养基中体外培养，来研 究各种病因作用下组织、细胞的病理变化及治疗效 果。
2、组织切片的观察：取正常或病变组织进行切 片、染色(HE染色最常用)在显微镜下进行观察。
病理学标本的种类
Types of pathologic samples
1、活体组织检查(Biopsy)：简称活检，从患者 活体局部切取、钳咬、细针吸取和摘取等手术 方法获取病变组织进行病理检查。
2、脱落细胞学检查(Exfoliative cytological exam)：对患者痰液、胸腹水、尿液以及阴道刮 片、食管拉网、纤维胃/支气管镜所取得的材料 进行涂片，以检查脱落细胞，是早期发现和诊 断肿瘤的好方法。
一、取材(Samples collection)
1. 人为因素 2. 标本大小 3. 取材时间 4. 包埋方向 5. 边缘标记
6. 小标本的处理方法 7. 特殊情况取材 8. 取材数量 9. 清除多余成分 10. 重复取材 11. 核对取材 12. 剩余组织存放
二、固定(Fixation)
力，利于染色和观察。
（二）常用的固定方法
1. 浸泡固定法 2. 灌注固定法 3. 细胞涂片的固定方法 4. 微波固定法 5. 蒸气固定法
（三）常用的固定液
1. 单纯固定液 (1) 甲醛(formaldehyde) (2) 酒精(alcohol) (3) 苦味酸(picric acid) (4) 丙酮(acetone) (5) 醋酸(acetic acid)
Aims and Requirements
了解生物组织的特点及取材的注意事项； 熟悉切片的原理、一般要求及注意事项； 掌握石蜡切片制作技术；
病理学常用的观察手段
The common survey means in pathology
1、大体标本观察：主要用肉眼、量尺及各种衡 器等辅助工具，对所检标本的大小、形状、色泽、 重量、表面及切面、病灶特点进行观察及测量。
3. 防止组织变形 柔软或较薄的组织先平铺在吸水
纸上，再投入固定剂中；含气或脂肪多的组织易浮 于液面，可在组织表面覆盖棉花以达到充分固定。
4. 固定液的穿透性 一般固定液在24h内不能穿透 厚度大于2~3mm的实体组织或5mm的多孔疏松组织， 故取材组织块的厚度原则上不应超过3~4mm。 5. 固定时间 固定的时间与固定液的种类、组织类 型、块大小、温度等有关。一般1.5cm×1.5cm×0.2 ~0.3cm大小的组织块, 固定时间为12~24h。 6. 固定温度 大多数可在室温(25℃)固定，在低温 (如4℃)固定时，固定时间要相应延长。
2. 混合固定液 (1) Bouin液 ：用于结缔组织及脂肪染色； (2) Zenker液：常用于三色染色； (3) 4%多聚甲醛-磷酸二氢钠-氢氧化钠液；
（四）固定后的处理
1. 一般固定液(甲醛等)固定组织后，用流水冲洗以清除组
织内的固定液终止固定。
2. 含有乙醇、乙酸及苦味酸的固定液，组织固定后不需 要或不能用水冲洗。
1.上课请关手听一次，下次课班 长提交选修课学生名单(包括email)。
3. 学分问题 ⑴ 平时表现 如：纪律、问答、作业。 ⑵ 结课测验? ⑶ 对本课程的意见和建议；
生命科学研究中心 邢立强 emxlq@
目的和要求
三、脱水(Dehydration)
组织经固定和水洗后含大量水分，水与石蜡 不能混溶。因此在浸蜡和包埋前，必须进行 脱水。
常见的脱水剂有乙醇、正丁醇、丙酮等。 为防止水份丢失过快，造成组织变形，一般
病理技术的应用
Application of pathologic technique
帮助临床查明死因(尸检); 手术后病变标本，明确诊断(临床活检); 为教学、科研提供资料;
第一节 组织处理
Tissue processing
取材(Sample collection)→固定(Fixation)→ 脱水(Dehydration)→透明(Transparentizing) →浸蜡(Paraffin soaking)→包埋(Embedding)
（五）固定时的注意事项
1. 标本 应新鲜并及时取材，快速放入固定液中。 特殊标本应单独固定和存放。
2. 固定液的用量 一般固定液用量为组织块体积的 10~20倍，贵重的固定液不少于3~5倍。避免组织紧 贴容器底部，影响固定效果。对于特殊染色的组织 (如神经染色及酶组织化学染色等)固定时应考虑组 织块的大小、固定液种类、固定时间和温度等。酶 组织化学染色组织的固定应置于冰箱4℃固定。
固定就是用物理或化学方法，阻止组织细胞离体 或培养细胞脱离生存环境后发生形态学变化。
(一)固定的目的
1. 迅速阻断组织细胞离体后的自溶性变化，防止 腐败，尽量保持组织细胞生活状态下的形态结构。
2. 使细胞内的蛋白质、脂肪、糖、酶等成分转变 成不溶性物质，并保持原有的空间位置。
3. 固定剂有硬化作用,增加组织的硬度,便于制片。 4. 组织中的各种物质经固定后产生对染料的亲和
3. 含有铬酸、重铬酸钾和锇酸的固定液，组织固定后应 充分水洗，一般为12~24h。
4. 用含汞的固定液固定组织后，要进行脱汞处理，可在 组织脱水前或切片染色前进行，一般多在染色前脱汞。其 方法为切片脱蜡入水后，入0.5%碘乙醇5~10min，水洗 后再入3%~5%硫代硫酸钠或95%乙醇1~2min，再充分水 洗，蒸馏水洗后进行染色。
3、尸体解剖(Autopsy)：通过尸检可查出病因和病 变，及时发现和确诊某些传染病、新发现的疾病， 积累经验，提高诊疗水平。
4、动物实验(Animal experiment)：根据研究需要， 在动物身上复制人类某些疾病的模型、进行观察研 究，了解疾病的病因、发病机制及药物疗效等。
5、组织/细胞培养(Tissue and Cell culture)：将某 种组织或单细胞在适宜的培养基中体外培养，来研 究各种病因作用下组织、细胞的病理变化及治疗效 果。
2、组织切片的观察：取正常或病变组织进行切 片、染色(HE染色最常用)在显微镜下进行观察。
病理学标本的种类
Types of pathologic samples
1、活体组织检查(Biopsy)：简称活检，从患者 活体局部切取、钳咬、细针吸取和摘取等手术 方法获取病变组织进行病理检查。
2、脱落细胞学检查(Exfoliative cytological exam)：对患者痰液、胸腹水、尿液以及阴道刮 片、食管拉网、纤维胃/支气管镜所取得的材料 进行涂片，以检查脱落细胞，是早期发现和诊 断肿瘤的好方法。
一、取材(Samples collection)
1. 人为因素 2. 标本大小 3. 取材时间 4. 包埋方向 5. 边缘标记
6. 小标本的处理方法 7. 特殊情况取材 8. 取材数量 9. 清除多余成分 10. 重复取材 11. 核对取材 12. 剩余组织存放
二、固定(Fixation)
力，利于染色和观察。
（二）常用的固定方法
1. 浸泡固定法 2. 灌注固定法 3. 细胞涂片的固定方法 4. 微波固定法 5. 蒸气固定法
（三）常用的固定液
1. 单纯固定液 (1) 甲醛(formaldehyde) (2) 酒精(alcohol) (3) 苦味酸(picric acid) (4) 丙酮(acetone) (5) 醋酸(acetic acid)
Aims and Requirements
了解生物组织的特点及取材的注意事项； 熟悉切片的原理、一般要求及注意事项； 掌握石蜡切片制作技术；
病理学常用的观察手段
The common survey means in pathology
1、大体标本观察：主要用肉眼、量尺及各种衡 器等辅助工具，对所检标本的大小、形状、色泽、 重量、表面及切面、病灶特点进行观察及测量。
3. 防止组织变形 柔软或较薄的组织先平铺在吸水
纸上，再投入固定剂中；含气或脂肪多的组织易浮 于液面，可在组织表面覆盖棉花以达到充分固定。
4. 固定液的穿透性 一般固定液在24h内不能穿透 厚度大于2~3mm的实体组织或5mm的多孔疏松组织， 故取材组织块的厚度原则上不应超过3~4mm。 5. 固定时间 固定的时间与固定液的种类、组织类 型、块大小、温度等有关。一般1.5cm×1.5cm×0.2 ~0.3cm大小的组织块, 固定时间为12~24h。 6. 固定温度 大多数可在室温(25℃)固定，在低温 (如4℃)固定时，固定时间要相应延长。
2. 混合固定液 (1) Bouin液 ：用于结缔组织及脂肪染色； (2) Zenker液：常用于三色染色； (3) 4%多聚甲醛-磷酸二氢钠-氢氧化钠液；
（四）固定后的处理
1. 一般固定液(甲醛等)固定组织后，用流水冲洗以清除组
织内的固定液终止固定。
2. 含有乙醇、乙酸及苦味酸的固定液，组织固定后不需 要或不能用水冲洗。