生理学实验的一般操作方法

生理学实验的一般操作方法

一．生理学实验方法概述

生理学实验一般可分为急性实验法和慢性实验法两大类。

１．急性实验法

是在无痛条件下剖开动物身体，对某一两个器官进行实验观察。实验过程不能太长，试验后将动物处死。它又可分为两种：

（１）离体实验法

将要研究的器官或组织从活的或刚处死的动物上取出，置于接近正常生理条

件的人工环境中，以观察、研究其生理机能。如离体蛙心灌流等。

（２）在体实验法

动物在麻醉或毁坏脑或脊髓的状态下，用手术的方法暴露某一器官，观察、

研究其机能及变化规律。如心搏过程的观察、小肠运动的观察等。

２．慢性实验法

在无菌条件下对健康动物进行手术，暴露要研究的器官或摘除、破坏某一器官，然

后在接近正常生活条件下，观察所暴露器官的某些功能、以及摘除或破坏某器官后

所产生的功能紊乱等。

二．实验动物的固定

在手术过程中，必须将麻醉动物进行固定，以限制动物的活动，保证实验或手术的利

进行。常用的固定方法有两种：

１．背位固定法将动物的背部直接接触手术台的固定方法。在呼吸、循环、消化、泌尿等试验中均采用此法。

２．腹部固定法将动物的腹部直接接触手术台的固定方法。这种固定法适用进行脑脊髓的实验。

三．实验动物的麻醉

为了使动物在实验过程中保持安静，不挣扎，必须对动物进行麻醉。麻醉的深浅可以从呼吸、某些反射的消失、肌肉的紧张程度和瞳孔的大小等加以判断。一般用夹捏后肢股部肌肉以观察其反应的简易方法了解动物的麻醉深度。

（一）常用麻醉药麻醉药可分为局部麻醉剂和全身麻醉剂两种。在生理实验中，常采用全身麻醉法，如挥发性的乙醚和非挥发性的巴比妥类、水合氯醛等。

（二）麻醉药的给药途径和方法非挥发性麻醉药的给药途径为注射给药法，主要有静脉、腹腔、肌肉、皮下和淋巴囊注射。

１. 静脉注射：兔的部位为耳缘静脉，兔耳的外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。注射前，先剪去注射部位的被毛，用左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端，使其充血，并用左拇指和无名指固定兔耳。用左手持注射器将针头顺血管方向刺入静脉，刺入

后再将左手食指和中指移至针头处，协同拇指将针头固定静脉内，便可缓缓注射。

如注射阻力过大或局部肿胀，说明针头未刺入血管，应拔出重新刺入。首次注射应

从静脉的远心端开始，以便进行反复注射。

２. 腹腔注射：先剪去腹部的被毛，右手将注射器刺入下腹部腹白线稍外侧处，注射器与皮肤呈４５°夹角，若针尖通过腹肌后抵抗消失，应保持针头不动，轻轻注入麻

醉剂。腹腔注射应防止把针头刺入肠、肝、膀胱等内脏器官，因此针头刺入后须轻

轻回抽，如无肠内容物、尿液或血液被抽出，说明针头未刺入内脏。

３. 肌肉注射：常用来麻醉禽类，注射部位多为胸肌或腓肠肌等肌肉较发达的部位。固定动物后，右手持注射器，使之与肌肉呈６０°夹角，一次刺入肌肉。注射完毕后

用手轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。

４. 皮下注射：在注射麻醉中并不常用，注射时可将皮肤拉起，注射针刺入皮下，然后注入药物。

表１：动物常用麻醉剂的剂量和用法

四．实验动物的局部解剖

（一）颈部手术

１.气管分离术将动物背部固定，剪去颈部腹面的毛，用手术刀在紧靠喉头下部

沿颈部正中线切开皮肤５～７厘米，在气管正腹面用手或用止血钳分层分离皮下

结缔组织，即露出胸骨舌骨肌。用止血钳把正中线的胸骨舌骨肌分开，即可暴露

气管。

２．颈总动脉分离术颈总动脉位于气管外侧，腹部被胸骨舌骨肌和胸骨甲状肌所

覆盖。分离时，可用左手拇指和食指捏住已分离的气管一側的胸骨肌,再稍想外

翻,即可将颈总动脉以及神经束翻于食指上。用玻璃分针轻轻分离动脉外侧的结

缔组织，便可将颈总动脉分离出来，最后穿线备用。

3．神经分离术在分离颈总动脉的基础上，提起动脉，即可看到粗细不同的神经，兔颈部血管神经束内有3条粗细不同的神经，其中迷走神经最粗，呈白色，一般

位于外側；交感神经稍细，略呈灰色，一般位于内側；减压神经最细，位于迷走

和交感神经之间。

（二）腹部手术

在动物实验中，腹白线是腹部切口的常用部位。腹白线是位于腹中线下面的白色腱膜线，从胸骨的剑突隆起直至耻骨联合。腹白线为较宽的结缔组织间层，神经血

管分布极少。因此，通过腹白线所作的腹正中切口，不伤及肌肉、神经和血管，

对动物损伤较小，较少出血。

血液的组成及红细胞比容的测定

目的：通过本实验学习测定红细胞比容的方法，了解血液的组成。

原理：全血中红细胞所占的容积百分比，称为红细胞比容。血液由血浆和血细胞组成，将抗凝血放在有刻度的比容管中，用离心沉淀的方法使血细胞与血浆分离。红细胞下沉，彼此压紧而又不改变每个血细胞的正常形态，这样就可以计算出红细胞在全血中所占的容积百分比。

实验器材：温氏比容管、长注射器、离心机、抗凝血等。

方法及步骤：

１. 用长注射器吸取抗经血，然后将注射器插入温氏比容管内，缓缓地将血液注入比容管中，使血液准确地装到刻度10厘米处。

２. 离心：将温氏比容管放入离心机中，以每分钟3000转的速度离心30分钟，取出比容管观察，其上层为血浆，下层红色部分为红细胞，血浆与红细胞之间有一白色薄层为白细胞和血小板。记录红细胞所占容积的数值，然后再以3000转速度离心5分钟。如红细胞的容积与上次相同，表明红细胞已被压紧。读数即为红细胞比容（如两次离心读数不同，则以同法继续离心5分钟，直至相同为止）。

注意事项：

１. 离心后，如红细胞表面是斜面，则读数取倾斜部分的平均值。

２. 装抗凝血的试管应用塞塞紧，防止血浆内水分蒸发，影响红细胞比容。

血红蛋白测定

目的：把学习用比色法测定血红蛋白的方法。

原理：测定血红蛋白的方法较多，实验常用比色法。其原理是在一定量的血液中加入一定量的血液的稀盐酸，血红蛋白与盐酸作用后，能是亚铁血红素变成高铁血红素，呈现较稳定的棕色。用水稀释后与标准比色板比较，可求出每100ml血液中所含的血红蛋白克数。

实验器材：血红蛋白计（标准比色架、血红蛋白稀释管）、玻棒、血红蛋白吸管、滴管、采血针、1/10盐酸、酒精棉球、95%酒精、乙醚、蒸馏水等。

方法与步骤：

１. 用滴管加1/10N盐酸于血红蛋白稀释管内，到刻度“2”处。

２. 用酒精棉球消毒动物的采血部位，待其干燥后，用消毒过的采血针刺破血管，使血液流出，第一滴血弃去不要，待第二滴血流出时，用血红蛋白吸管的尖端接触血滴，吸血至刻度20mm3处。

３. 用滤纸片擦干吸管周围的血液，将吸管插入血红蛋白稀释管的盐酸内，轻轻吹出血液至管底部，反复吸入并吹出稀释管内上层的盐酸，洗涤吸管多次，使吸管内的血液完全流入稀释管内，注意避免起泡，用玻棒搅匀后，放置10分钟。

４. 把稀释管插入比色架中，使无刻度的两侧面位于空格的前后方，便于比色。

５. 用滴管向稀释管内逐滴加入蒸馏水(每加一滴要搅拌)，边滴边观察颜色，直至颜色与标准比色柱相同为止。稀释管上液面的刻度读数即为每100ml血液中血红蛋白的克数。

注意事项：

１. 血液与盐酸作用时间不可少于10分钟，否则血红蛋白不能充分转变成高铁血红蛋白，使结果偏低。

２. 比色时应将玻棒取出，而且最好在自然光下，而不应在黄色光下进行，以免影响结果。