人源葡萄糖转运蛋白GLUT1的晶体结构(中文翻译)

合集下载
  1. 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性,平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
  2. 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
  3. 3、如文档侵犯您的权益,请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间:9:00-18:30)。

人源葡萄糖转运蛋白GLUT1的晶体结构
摘要:
葡萄糖转运蛋白GLUT1主要促进葡萄糖扩散进入红细胞,并负责葡萄糖供应到大脑和其他器官。

不正常的基因突变可能导致GLUT1缺陷综合症,其中GLUT1的过度表达是癌症的预示指标。

尽管经过几十年的调查, GLUT1的结构尚不清楚。

在这里,我们报告的人GLUT1的晶体结构在3.2 ˚分辨率的状态。

一种被捕获的具有典型的向内折叠构象的全长蛋白。

这种结构可以实现对精确映射和疾病相关的基因突变中GLUT1的潜在机理的解释。

这些突变基因结构提供了一个洞察GLUT1和糖搬运工亚家族的其他成员的交流访问机制的途径。

在单向转运GLUT1与质子耦合木糖转运体XylE的结构比较中,可以检验被动推动者和积极转运的转运机制。

GLUT1 由SLC2A1编码,介导的细胞将基底水平葡萄糖的摄取到许多组织中。

特别是,它负责通过促进葡萄糖的扩散,使成红细胞常数摄取保持在约5毫米的血液浓度。

GLUT1在血液组织屏障的内皮细胞内具有使葡萄糖供应到大脑和其他器官中的核心作用。

GLUT1的失活突变,将导致血糖运输活动受损,而这是与疾病相关联的缺乏能源供应到大脑不足相关联的。

GLUT1缺陷综合征(又称德活体综合征)的特点是症状包括早发性癫痫,小头畸形和发育迟缓的频谱。

癌细胞需要增强葡萄糖的供应,部分是通过无氧糖酵解( Warburg效应)的效率较低的能源产生。

确定GLUT1的水平将作为肿瘤预后的重要指标。

因为它的基本生理和病理意义,GLUT1一直是功能研究及结构测定的重点。

GLUT1属于MFS ,其中规模最大最普遍存在的二次转运蛋白超家族之一的糖搬运工亚科。

MFS转运共享一个保守的核心,其包括由两个离散地折叠的结构,即在氨基和羧基末端结构域12个跨膜片段。

在每个领域,连续六次跨膜段折叠成一对“3+3 ”反向重复的片段。

已知的的实验证据表明,三螺旋束可以表示其基本结构和功能单位。

所有MFS转运蛋白被认为是利用交流访问机制,其中由底物结合位点是从两侧通过转运蛋白的构象变化交替访问OFTHE膜运输衬底。

细菌GLUT1同系物,在D -木糖的结构:从大肠杆菌和葡萄糖H+转运体XylE (参28 ,29 )或从表皮葡萄球菌获得的H+转运体GLCP(参见30 )已有报道。

值得注意的是, XylE的结构约束着GLUT1 (参见28 )以托德 - 木糖ORD -葡萄糖启用同源性为基础的建模。

然而,无论XylE和GLCP都是作为GLUT1一个催化葡萄糖向下穿过膜的浓度梯度单向转运质子驱动转运体。

人类GLUT1的原子结构对理解它的运输和疾病机制至关重要。

GLUT1的结构测定
表达GLUT1和纯化的细节可以在方法上找到。

把全长的人GLUT1 (残基
1-492 )与C-末端10 ×组氨酸标记过表达在感染了杆状病毒击掌昆虫细胞上。

为了消除由于糖基化的异质性,他们引入了一个单点突变( N45T)。

他们尝试,但无法结晶到GLUT1( N45T)。

他们的理由是GLUT1,具有高活性的转运,可能会出现多个可互换的构象,阻碍结晶。

为了解决这个潜在的问题,我们进行文献检索的GLUT1的变种,可以锁定单向转运体在特定的构象。

一个单一的错义突变--E329Q ,曾表明逮捕到GLUT1向内的构象。

他们最终成功地遏制了突变N45T 和E329Q并使全长GLUT1的结晶。

该晶体出现了C2空间群并且他们在同步辐射光源得几个X射线衍射均超越3.2˚。

使用带有XylE的N和C结构域的坐标作为单独的搜索模型分子置换测定GLUT1的结构。

最后的原子模型被提炼到3.2˚分辨率。

在GLUT1的结构中,残基9–455构成典型的MFS折叠,在C-末端部分是看不见可能是由于其固有的构象的灵活性。

N和C结构域围成一个腔,打开细胞内侧的结构,从而代表一个向内的开放构象,与预测状态GLUT1一致(e329q)。

值得注意的是,N和C结构域是由一个细胞内螺旋束连接(ICH)包括四个不足的螺旋结构。

有趣的是,在ICH领域中也观察到糖搬运工成员XylE和GLCP的结构,而不是在其他MFS转运中,这提示脑出血可能是糖搬运工亚科中的一员造成的。

对配体结合的影响
在对原子模型细化期间,具有不连续尾巴的盘形电子出现在向内打开的腔中(扩展数据图 2a)。

因为GLUT1在0.4%(重量/体积)的正壬基-β-D-吡喃葡糖苷(β- NG)中纯化和结晶,所以观测到的电子密度可能来自一个绑定β- NG 分子的糖部分,其中发生成为GLUT1的底物。

的确,一个β-NG分子完美配合到电子密度,用D -吡喃葡糖苷结合到GLUT1的C结构大致中央处的膜中,其中的
脂肪族尾部指向沿着所述腔(扩展数据图胞内侧面2b所示, C)。

GLUT1及XylE的C结构域可以与1.244 A˚超过138对准Ca原子的根均方偏差相互叠加。

在域上叠加的时候,D -吡喃葡糖苷结合的β- NG与D-葡萄糖(扩展数据图2d )重叠。

让人想起由XylE 协调的(参见28)的D-葡萄糖,对D-吡喃葡糖苷β- NG是连接周围的极性残基C结构的氢键。

(扩展数据图2e )。

类似的,协调对D-吡喃葡糖苷β- NG的向内开的GLUT1及D-葡萄糖通过朝外XylE的支持单糖结合位点可以被交替地从膜的任一侧上存取。

在朝外遮挡的部分XylE,D-葡萄糖是由主要是从C结构域的残基进行协调。

在向内开的GLUT1 ,来自N结构域的残基不参与配体结合。

这些观察结果表明, C结构域可以提供一级基体结合位点并导致N域交替运动。

疾病相关基因突变的映射
GLUT1的详细结构信息提供了疾病衍生的机理且解释了分子激活突变的基础(扩展数据表2)。

这些突变患者如早发性失神性癫痫,发作性运动诱发性运动障碍,以及特发性家族性全身性癫痫被鉴定为GLUT1缺陷综合。

大多数突变具有极性的或带电荷的氨基酸可能是有用的。

这是些突变可能破坏GLUT1的结构完整性,导致机体功能完全丧失因而致死。

本病衍生的突变很大程度上映射到三个GLUT1集群中(图2)。

第一组残基负责底物结合(图2和扩展数据图);第二组位于所述跨膜结构域和ICH的域之间的界面(图2和图3);第三组包括残基的传送路径,它们大多致力于对细胞外侧的N和C结构域之间的相互作用(图2和图4和扩展的数据图3a )。

底物结合残基的突变可导致识别D-葡萄糖受损并显著地降低其运输活动。

下面,我们专注于集群II和III的分析可能有助于GLUT1的传输机制和其他糖搬运工成员的理解。

在ICH领域的关键作用
在简化的模型中, MFS转运蛋白的交替访问可以通过N和C结构域的刚体转动来实现。

向内打开GLUT1及朝外的XylE的结构比较揭示16˚同心旋转的两个结构域(图3a)。

GLUT1和XylE都有三个共同的细胞内螺旋(扩展数据图4a )。

内螺旋1(IC1)和IC2出现一个对相对于N结构域维护定义的构象,其中IC3是从朝外向内开的域间旋转过程中被拉向C结构域的(图3b和扩展数据图4b,c)。

为了便于结构比较,我们将使用GLUT1残基数来注释在XylE的保守残基(图3c和扩展数据图5)。

将近一半来自GLUT1缺陷综合症均将调解域间的接触残基映射在细胞质一侧(图3c和扩展数据图5)。

在朝外XylE,几个GLUT1缺陷综合症相关的残基的N和C结构域沿该膜的细胞内侧之间相互作用,从而稳定了面向外的构象(图2和图3c)。

对前面的IC5循环在跨膜5的内端(TM5)的胍基精氨酸153形成两个氢键与赖氨酸458的羰基。

IC2上的氨酸212与IC5上的Glu 461相互交换.值得注意的是天冬氨酸329似乎在XylE的朝外的构象与它的羧酸酯基团接受两个氢键以外的甘氨酸154和Lys 155的骨干酰胺基团的维持中起关键作用。

这些氢键通过一对天冬氨酸329和Arg 333间的电荷稳定的氢键进一步稳定。

很明显,在这些相互作用在XylE中没有观察向内开放构象的GLUT1(图3c)。

XylE中的ASP 329 被替换为GLUT1中的谷氨酸。

假设一组类似的相互作用GLUT1代替XylE ,突变E329Q预计将削弱或取消甘氨酸154和Ala 155的酰胺基团之间的氢键。

因此GLUT1(E329Q) 可能偏爱对内的构象它可能在外过渡期间遇到额外的能量屏障。

沿着这条线,我们预测其他残基在这个界面替换可能削弱对细胞内侧面的N和C结构域之间的相互作用的基团,从而阻碍向外的构象。

第二组的突变分析表明,在ICH领域,它体现了糖搬运工亚科的一个独特的功能,可以作为一个锁存器以确保细胞内封锁朝外的构象。

支持此观点,位于XylE的跨膜区域中的 N 和 C 域之间是通过数量有限的疏水性残留物来交流的(扩展数据图 3b)。

因此,涉及带电或极性的ICH残留物在细胞内边交替的访问周期期间关闭转运体祈祷关键作用。

细胞外门
在GLUT1中,TM1和TM7外侧面相互接触,即细胞外门的主要是向内开放构象(图4a)。

值得注意的是, GLUT1的TM7与接近它的朝外XylE 相比较包含了一个额外的扭结(扩展数据图4d )。

从GLUT1缺陷综合征患者中分离出来的突变N34I,N34S,N34Y,S294P,T295M和T310I影响了四种氨基酸的合成(扩展数据见表2 )。

TM1上的ASN 34似乎是TM7上的Ser 294和Thr 295上和TM8上上Thr 310介导成氢键的一个组织中心((图4b)。

注意,这个残基与N结构域相互作用的酪氨酸292,丝氨酸294和苏氨酸295分别位于TM7周围的不连续螺旋片(图4b)。

在与疾病相关的残基当中,精氨酸126是最有趣的,因为其在XylE与精氨酸133相对应,并与Asp 27 形成氢键网,一种对于质子耦合使XylE朝外必不可少的残基(参见45)。

XylE中Asp的27被替换成GLUT1的天冬酰胺29。

值得注意的是,精氨酸126不与位于GLUT1中向内开的侧链的天冬酰胺29相互交互(图4c)。

更重要的是,精氨酸126的胍基团是远离TM7上的酪氨酸292约6A˚的苯环,可能是形成阳离子-π相互作用,进一步巩固GLUT1 外门向内开(图4d)。

讨论
解析人类葡萄糖转运GLUT1结构的可作为了解其作用机制的框架。

质子独立的单向转运体GLUT1和细菌同源,通过对质子转运体XylE的各种结构做出比较,可以促进扩散与主动转运的机理分析。

通过这样分析得到的结论可能普遍适用于其他单向转运体和质子同向转运蛋白偶联的结果。

我们在结构分析和生化公布数据的基础上提出了一个GLUT1工作模型(图5)。

单向转运体仅催化底物的易位下的浓度梯度。

对于完成一个传输周期的单向转运体它只是一个构象开关。

GLUT1在因为TMD和ICH之间的广泛相互作用的情况下,配体游离蛋白可能更喜欢一个向外开放构象。

当在细胞外侧的N和C结构域之间的亲和力超过了细胞内侧面,该蛋白质可以切换到向内开的结构。

一旦GLUT1采用向内开放构象,它就将衬底暴露于低浓度的环境;然后将平衡移向衬底解离。

不含基底的单向转运体能够返回到面向外的状态。

该模型预测,不含基底的单向转运体具有一个优选的开放构象与基材结合和解离驱动构象的开关。

质子同向转运蛋白
利用跨膜质子梯度(也称为质子动力47 ),用于针对驱动衬底的“上山”易位的浓度梯度。

质子和衬底的易位被强制性地耦合。

值得注意的是,XylE的天冬氨酸27 ,对应于GalP的天冬氨酸32(参考文献48)和GLCP的Asp 22中(参考文献30),具有在质子偶合的关键作用。

关键天冬氨酸残基释放的物质能与GLUT1上Arg 126配对,这可能会触发向外向内过渡(图4c,D)。

在这部分的过程中,一个单向转运体可以被视为一个永久质子同向转运蛋白。

然而,不同于单向转运体在基板释放能够朝外返回,衬底释放转运体不能进行构象开关,直到它被去质子化,反之亦然(即去质子转运体不能向外面,对除非衬底解离)。

单向转运体和转运体的转运机制的详细机理的认识有待更多的生物化学和生物物理研究。

总之,我们报道了人们长期追求的人的葡萄糖转运的GLUT1 ,它允许精确测绘和疾病相关突变基因的的结构。

GLUT1与XylE的结构比较提供了解单向转运体和质子驱动的同向转运的转运机制的基础。

该结构也作为像GLUT1和其他重要的生理MFS糖转运体这类潜在的治疗药物靶发展的指导指向标。

方法综述
为了获得大量适于GLUT1结晶试验的蛋白,我们利用多种重组表达系统,包括大肠杆菌,酵母数种,杆状病毒感染的昆虫细胞,和哺乳动物表达系统。

在获得可行的解决方案基础上,我们决定用昆虫细胞作为大规模生产GLUT1的原料。

纯化后的蛋白SDS–PAGE上有转移到一个低洼带印迹,表明在GLUT1表达翻译后糖基化。

为了消除潜在的异质性引起的糖基化,我们在GLUT1上引入了一个单点突变n45t。

第二点突变,e329q,介绍了在一定的构象稳定GLUT1的希望。

全长人GLUT1变种(残基1–492,n45t和e329q)与C-末端10×的标签在感染的昆虫细胞杆状病毒中表达。

病毒感染后四十八小时后,用杜恩斯中
断均质机理收集细胞。

蛋白质在4℃,2%DDM4中提取2 h,用Ni-NTA在含0.05%DDM 和5%甘油的中纯化。

药物组分进行结晶试验。

晶体出现了通过悬滴蒸气扩散法在4 ℃含有30%(w/v)PEG400,0.1mMES pH6.0,和0.1m MgCl2的缓冲区缓冲。

数据收集在上海同步辐射光源(SSRF)光束线bl17u上。

利用xylE中N和C结构域的作为坐标建立单独的搜索模型进行分子置换确定了相应的结构。

参考文献:
Mueckler, M. et al. Sequence and structure of a human glucose transporter.Science 229, 941–945 (1985).
2. Thorens, B.&Mueckler, M. Glucose transporters in the 21st Century.Am. J. Physiol.Endocrinol. Metab. 298, E141–E145 (2010).
3. Kasahara, M. & Hinkle, P. C. Reconstitution and purification of the D-glucose transporter from human erythrocytes. J. Biol. Chem. 252, 7384–7390 (1977).
4. Dick, A. P., Harik, S. I., Klip, A. & Walker, D. M. Identification and characterization of the glucose transporter of the blood-brain barrier by cytochalasin B binding and immunological reactivity. Proc. Natl Acad. Sci. USA 81, 7233–7237 (1984).
5. Pardridge, W. M., Boado, R. J. & Farrell, C. R. Brain-type glucose transporter (GLUT-1) is selectively localized to the blood-brain barrier. Studies with quantitative western blotting and in situ hybridization. J. Biol. Chem. 265,18035–18040 (1990).
6. Maher, F., Vannucci, S. J. & Simpson, I. A. Glucose transporter proteins in brain.
FASEB J. 8, 1003–1011 (1994).
7. Klepper, J. et al. Defective glucose transport across brain tissue barriers: a newly recognized neurological syndrome. Neurochem. Res. 24, 587–594 (1999).
8. Brockmann, K. The expanding phenotype of GLUT1-deficiency syndrome. Brain Dev. 31, 545–552 (2009).
9. Pearson, T. S., Akman, C., Hinton, V. J., Engelstad, K. & De Vivo, D. C. Phenotypic spectrum of glucose transporter type 1 deficiency syndrome (Glut1 DS). Curr. Neurol. Neurosci. Rep. 13, 342 (2013).
10. Saudubray, J.-M., van den Berghe, G. & Walter, J. H. Inborn Metabolic Diseases: Diagnosis and Treatment 5th edn 656 (Springer, 2011).
11. Leen, W. G. et al. GLUT1 deficiency syndrome into adulthood: a follow-up study. J. Neurol. 261, 589–599 (2014).
12. Suls, A. et al. Early-onset absence epilepsy caused by mutations in the glucose transporter GLUT1. Ann. Neurol. 66, 415–419 (2009).
13. Amann, T. & Hellerbrand, C. GLUT1 as a therapeutic target in hepatocellular carcinoma. Expert Opin. Ther. Targets 13, 1411–1427 (2009).
14. Amann, T., Kirovski, G., Bosserhoff, A. K. & Hellerbrand, C. Analysis of a promoter polymorphism of the GLUT1 gene in patients with hepatocellular carcinoma. Mol. Membr. Biol. 28, 182–186 (2011).
15. Amann, T. et al. GLUT1 expression is increased in hepatocellular carcinoma and promotes tumorigenesis. Am. J. Pathol. 174, 1544–1552 (2009).
16. Shim, B. Y. et al. Glucose transporter 1 (GLUT1) of anaerobic glycolysis as predictive and prognostic values in neoadjuvant chemoradiotherapy and laparoscopic surgery for locally advanced
rectal cancer. Int. J. Colorectal Dis. 28, 375–383 (2013).
17. Ramani, P., Headford, A. & May, M. T. GLUT1 protein expression correlates with unfavourable histologic category and high risk in patients with neuroblastic tumours. Virchows Arch. 462, 203–209 (2013).
18. McGuire, B. B. & Fitzpatrick, J. M. Biomarkers in renal cell carcinoma. Curr. Opin. Urol. 19, 441–446 (2009).
19. Kaira, K. et al. Biological significance of F-FDG uptake on PET in patients with non-small-cell lung cancer. Lung Cancer 83, 197–204 (2014).
20. Maiden, M. C., Davis, E. O., Baldwin, S. A., Moore, D. C. & Henderson, P. J. Mammalian and bacterial sugar transport proteins are homologous. Nature 325, 641–643 (1987).
21. Hediger, M. A., Clemencon, B., Burrier, R. E.& Bruford, E. A. TheABCs ofmembrane transporters in health and disease (SLC series): introduction. Mol. AspectsMed.34, 95–107 (2013).
22. Shi, monfolds andtransportmechanismsof secondary active transporters. Annu. Rev. Biophys. 42, 51–72 (2013).
23. Henderson, P. J.& Baldwin, S. A. This is about the in and the out. Nature Struct. Mol.Biol. 20, 654–655 (2013).
24. Pao, S. S., Paulsen, I. T.&Saier, M. H. Jr. Major facilitator superfamily. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 62, 1–34 (1998).
25. Yan, N. Structural advances for the major facilitator superfamily (MFS) transporters. Trends Biochem. Sci. 38, 151–159 (2013).
26. Radestock, S. & Forrest, L. R. The alternating-access mechanism of MFS transporters arises from inverted-topology repeats. J. Mol. Biol. 407, 698–715 (2011).
27. Jardetzky, O.Simple allostericmodel formembranepumps.Nature211,969–970 (1966).
28. Sun, L. et al. Crystal structure of a bacterial homologue of glucose transporters GLUT1–4. Nature 490, 361–366 (2012).
29. Quistgaard, E. M., Low, C., Moberg, P., Tresaugues, L. & Nordlund, P. Structural basis for substrate transport in the GLUT-homology family of monosaccharide transporters. Nature Struct. Mol. Biol. 20, 766–768 (2013).
30. Iancu, C. V., Zamoon, J., Woo, S. B., Aleshin, A. & Choe, J. Y. Crystal structure of a
glucose/H1symporter and its mechanismof action. Proc. Natl Acad. Sci. USA 110,17862–17867
(2013).
31. Nelson, D. L. & Cox, M. M. Lehninger Principles of Biochemistry (W. H. Freeman, 2008).
32. Schu¨rmann, A. et al. Role of conserved arginine and glutamate residues on the cytosolic surface of glucose transporters for transporter function. Biochemistry 36, 12897–12902 (1997).
33. Smirnova, I., Kasho, V. & Kaback, H. R. Lactose permease and the alternating
access mechanism. Biochemistry 50, 9684–9693 (2011).。

相关文档
最新文档