组织病理切片制作流程(完整版)

组织病理切片的制作流程1．取材组织取材的方法是制作切片的一个重要程序，根据教学、科研及外检的具体要求取自人体（外科手术切除标本、活检标本、尸检标本）或动物，并确定取材的部位和方法。

取材者需要掌握解剖学、组织学、病理学的基本理论知识，还要掌握实际操作技术，每个组织器官的取材都有一定的部位和方法，不能任意切取组织作为制片材料，不然，无法达到教学、科研和临床诊断的目的，具体要求如下：(1)材料新鲜：取材组织愈新鲜愈好，人体组织一般在离体后，动物组织在处死后迅速固定，以保证原有的形态学结构。

(2)组织块的大小：所取组织块较理想的体积为2.0cm×2.0cm×0.3cm，以使固定液能迅速而均匀地渗入组织内部，但根据制片材料和目的不同，组织块的较理想体积也不同，如制作病理外检、科研切片，其组织块可以薄取0.1～0.2cm即可，这样可以缩短固定脱水透明的时间，若制作教学切片厚取0.3 ～0.5cm，这样可以同一蜡块制作出较多的教学切片。

(3)勿挤压组织块: 切取组织块用的刀剪要锋利，切割时不可来回锉动。

夹取组织时切勿过紧，以免因挤压而使组织、细胞变形。

(4)规范取材部位: 要准确地按解剖部位取材，病理标本取材按照各病变部位、性质的不同，根据要求规范化取材。

(5)选好组织块的切面:根据各器官的组织结构，决定其切面的走向。

纵切或横切往往是显示组织形态结构的关键，如长管状器官以横切为好。

(6)保持材料的清洁:组织块上如有血液、污物、粘液、食物、粪便等，可用水冲洗干净后再放入固定液中。

(7)保持组织的原有形态:新鲜组织固定后，或多或少会产生收缩现象，有时甚至完全变形。

为此可将组织展平，以尽可能维持原形。

2．固定(1)小块组织固定法：这是最常用的方法，从人体或动物体取下的小块组织，须立即置入液态固定剂中进行固定，通常，标本与固定液的比例为1:4～20，但组织块不宜过大过厚，否则固定液不能迅速渗透。

故取组织块的大小一般为2.0cm×2.0cm×0.3cm。

(2)注射、灌注固定法：某些组织块由于体积过大或固定液极难渗入内部，或需要对整个脏器或整个动物体进行固定。

这时宜采用注射固定或灌注固定法。

将固定液注入血管，经血管分支到达整个组织和全身，从而得到充分的固定。

(3)蒸汽固定法：比较小而厚的标本，可采用锇酸或甲醛蒸汽固定法。

如血液涂片，则应在血片未干燥前采用锇酸或甲醛蒸汽接触固定。

最常用的固定液有10%甲醛固定液和95%乙醇固定液。

3．脱水透明标本经过固定和冲洗后，组织中含有较多的水分，必须将组织块内的水分置换出来，这一过程叫做脱水。

无论是用石蜡切片，还是用火棉胶切片，都必须除去组织中所含水分，因含水组织与石蜡、火棉胶等包埋材料不相容，常用的脱水剂为一系列不同浓度的乙醇。

脱水的步骤是：80%、90%、95%、100%各种浓度乙醇2小时，此过程可用脱水机自控完成。

丙酮也是一种脱水能力很强的脱水剂，但因其脱水能力很强，对组织有剧烈收缩作用，在制作科研、教学切片时一般不用该试剂。

因乙醇、丙酮等不溶于石蜡，还要经过一个能溶于石蜡的溶剂替代过程称为透明。

常用的透明剂有二甲苯、三氯甲烷、水杨酸甲酯等。

4．浸蜡、包埋(1)使石蜡浸入组织中，取代组织中含有的透明剂。

(2)包埋：将浸蜡后的组织置于融化的固体石蜡中，石蜡凝固后，组织即被包在其中，称蜡块，此过程称为包埋。

5．切片和贴片(1)修整蜡块：可视其组织的大小，在组织边缘约0.1～0.2cm处，切去余蜡部分，否则易造成组织皱缩不平。

(2)准备好切片用具：切片刀、毛笔、眼科镊子（弯）、漂烘温控仪(3)安装蜡块：将修好的蜡块安装在金属或木制持蜡器上。

(4)安装切片刀：将切片刀安装在切片机的刀台上，把刀台上的紧固螺丝旋紧，使切片时不产生振动，能保持一定的切片厚度。

(5)切片的厚度：切片机的厚度调节器上刻有0～50μm或0～25μm，可任意选择其厚度，石蜡切片的厚度一般在4～6μm。

(6)切片(7)铺片：用眼科镊子镊起蜡带轻轻平铺在40～45℃的水面上，借水的张力和水的温度，将略皱的蜡带自然展平。

(8)贴片、烘片：待切片在恒温水面上充分展平后，将蜡片捞到载玻片的中段处倾去载玻片上的余水，置入60～65℃恒温箱内或切片漂烘温控仪的烘箱内烤片15～30分钟，脱去溶化组织间隙的石蜡。

6．染色和封片常用的染色方法是苏木素-伊红（Hematoxylin-Eosin）染色法，简称H.E染色法。

这种方法对任何固定液固定的组织和应用各种包埋法的切片均可使用。

苏木素是一种碱性染料,可使组织中的嗜碱性物质染成蓝色，如细胞核中的染色质等；伊红是一种酸性染料，可使组织中的嗜酸性物质染成红色，如多数细胞的胞质、核仁等在H.E染色的切片中均呈红色。

H.E染色程序如下:脱蜡、脱苯、复水、染色、脱水、透明、封固常规苏木素染色中的对比染色是用伊红,近年来在英、美国家的一些实验室则采用焰红（phloxine）,此外也有用桔黄G（OrangeG）、比布里希猩红(Biebrich scarlet)、波尔多红(Bordeaux red)等作为对比染色。

伊红为染胞质、胶原纤维、肌纤维、嗜酸性颗粒等常用的染料。

1 . 取材取材的好坏，直接影响切片的质量。

医生在取材时，首先要有一把锋利的取材刀，在切割组织时要避免取材刀来回拖拉，切取的组织块厚薄要均匀，一般厚度以0.2 ～0.3cm为适，较容易发脆的组织如甲状腺、肝脏、血块、淋巴结、大块癌组织等可适当厚一点，而脂肪组织、肺组织、纤维性肿瘤、平滑肌瘤等致密的或试剂不易渗入的组织应取薄一些；淋巴结应修掉两侧球冠，并尽量剔除周围的脂肪组织。

在取材中还应十分注意组织内是否有缝线或骨组织，如碰到不可避免的钙化组织，应与技术室讲明，在切取纤维组织、肌肉、组织、胃肠道时，应注意纤维及肌肉的走向，取材时尽可能按与纤维平行走向切取为佳。

2 . 固定固定是技术室工作的第一步，也是在整个制片过程中无法补救的一步。

所谓“固定”，就是组织离体后，用各种办法使其细胞内的物质尽量接近其生活状态时的形态结构和位置的过程。

固定的目的是为了防止组织细胞自溶与腐败，防止了细胞内的酶对蛋白质的分解作用，使细胞内的各和成分如蛋白质、脂肪、碳水化合物或酶类转变为不溶性物质，以保持原有的结构与生活时相仿。

另外，组织固定后，均呈一定的硬化状态，增加组织韧性，而且不易变形，有利于以后的组织处理。

所以组织一旦离体必需及时固定，固定液的量应为组织的5倍。

固定的关键主要与固定的及时性、固定液的选择、固定液的浓度、固定的温度和时间有关。

最常用的固定液为10％福尔马林。

笔者认为，10％福尔马林由于受到福尔马林的质量、使用时的挥发和取材时带入的水分影响，浓度被降低致组织固定不足，而高浓度的福尔马林，降低了对组织的穿透性，形成周围固定好而中央固定不到的现象。

通过实践，本人认为以酸性12～15％的福尔马林最佳。

大标本（2cm厚）一般需要6～12个小时，小标本一般需要3～6个小时；当室温低18℃时，可在37℃以下的温箱内加温4～6个小时。

由于HE染色最佳着色PH为3.5～4.5, 中性福尔马林对苏木素染色有一定影响,细胞核容易发灰,核染色质不佳。

所以, 尽管中性福尔马林对抗原有很好的保存作用，但酸性福尔马林对绝大多数抗原来说也有很好的保存作用，所以在没有特别处理的情况下常规HE用12～15％酸性福尔马林也可以（每100毫升12～15％福尔马林液内加5毫升冰醋酸）。

骨髓、结缔组织固定以Bouin液为佳，经Bouin液固定后的组织必须流水冲洗4小时以上。

有条件的单位可根据不同要求选用二种或二种以上的固定液；少数单位还可建立组织冷冻库，以便适应各种特殊的处理要求。

3. 水洗固定后水洗（10～20分钟），通常被很多人所忽视，而水洗不彻底，容易造成脱片和染色不鲜艳。

对需做免疫组织化学的组织，更不应当忽视。

福尔马林不利于组织块内抗原的保存4 . 脱水和透明所谓脱水就是利用脱水剂将组织内的水分置换出来，以利于有机溶剂的渗入，这一过程称为脱水。

脱水是否彻底，直接关系到组织是否能充分透明，而脱水过度（原因是组织在纯酒精内时间过久，发生组织质地发生变化）容易造成组织发脆。

造成组织发脆的原因还有加温（温度超过35℃）、脱水剂内加有丙酮、浸蜡用的石蜡中二甲苯过多等等。

一般我们总认为组织发脆跟高浓度酒精有关，而忽视了与低浓度的酒精关系，其实低浓度的酒精具有强大的穿透力，比纯酒精更容易渗透到组织块内部使之脱水，组织如果在低浓度酒精里充分脱水，在高浓度酒精里只需脱去从低浓度到高浓度之间的水份，因此，仅需短时间就可完成，如果这时不缩短纯酒精的时间，便会引起组织发脆；如果脱水时加温，使用丙酮，还可引起组织收缩，并影响免疫组织化学的标记。

为了使石蜡浸入到组织块内，必须经过一种既能与脱水剂混合，又能与石蜡相溶的媒介物质，这个过程称透明。

目前最好的透明剂是二甲苯。

很多人认为二甲苯极容易使组织发脆，这个观点很片面，在常温下，如果不是时间过长（超过２4小时以上）二甲苯并不会引起组织过份发脆，相反会使某些组织结构比较质韧的组织：比如子宫肌瘤等相当好切），但是当二甲苯温度超过35℃以后，极易引起组织发脆。

所以本人认为，大小标本最好分开脱水，一般情况下，大标本脱水时间（室温18℃）以80％酒精2小时、95％酒精（2道）各1个半小时至2小时、纯酒精（3道）各1个半小时至2小时，二甲苯（2道）各30-60分钟为宜；小标本脱水时间应相应缩短。

脱水时间长短，与室温高低有密切的相关。

我们在实践中发现，室温在12～15℃时，可作为一个临界温度范围。

当室温高于此温度范围时，组织容易脱水，可适当缩短脱水时间；而室温低于该温度范围时，应适当延长脱水时间（如能保证在一个恒定的温度下最佳）。

更换试剂，应以量为基础，定量更换，不能等到切片不好时再去更换。

否则，至少会有2～3批组织切片不好。

根据我科经验，如试剂用量为500ml，每500个蜡块更换一次为宜。

5. 浸蜡组织透明后，在熔化的石蜡内浸渍的过程称为浸蜡。

用其他浸透剂（如火棉胶、明胶等）渗入组织内部的过程可称为浸透或透入。

浸蜡温度过高（超过60℃），在蜡内加入二甲苯蜡或由于透明时带进的二甲苯过多，都会导致组织发硬，还会使组织内的抗原受到破坏；所以作者主张浸蜡用的石蜡熔点在56℃（三道），第一道：石蜡30分钟；第二道：石蜡90分钟；第三道：石蜡，90分钟。

浸蜡温度控制在56～58℃左右。

（第一道也可用硬脂酸石蜡1：3混合浸蜡，不仅可软化组织，特别适用于比较韧、硬的组织，而且由于硬脂酸是弱酸性的，对细胞核有媒染作用，核浆比鲜明，但容易脱片；同时对疏松组织容易散片）。

有条件的可以每天打开第一道石蜡的盖子，让二甲苯挥发。