细胞凋亡的诱导与检测
08实验八+细胞凋亡的诱导和细胞凋
（2）高浓度盐Ca2+的处理：
100nmol/L或500nmol/L的CaCl2或NaCl处理洋葱 内表皮8h左右； 48h后用改良苯酚品红染液染 色30min，清洗；镜检。
三、材料和试剂
材料：人类淋巴细胞株、洋葱内表皮 试剂：100μmol/L cyt c的水溶液、 100nmol/L或500nmol/L的CaCl2、改良苯 酚品红染液
四、实验方法与步骤
1.取样
（1）人类淋巴细胞株的培养
（2）直接撕取洋葱内表皮细胞
2.细胞调亡的诱导 （1） cyt c处理： 共做三组样品。试验组样品要先经cyt c处 理，浓度为12.5 μmol/L，时间控制在48h左右； 正对照样品不需要处理，为正常生长的细胞； 负对照样品是将正常细胞煮沸10min，使其坏死。
五、 实验结果
形态学变化 调亡率统计
四、实验报告
设计一个刺激诱导PCD的实验。
（3）不同机械刺激的处理（温和）：
冷激、热激、振荡等
3.形态学观察 在显微镜下观察细胞形态变化，比较和描述不同调
亡诱导，诱导细胞调亡形态变化的异同点并对试验
组细胞进行调亡率统计。
计算调亡率＝（调亡细胞数/总细胞数）×100％。
在光学显微镜下照相（数码互动显微镜）。
4.DNA电泳（梯状DNA）
实验八 细胞凋亡的诱导和细胞凋亡的 形态特征的观察
一、实验目的
了解细胞调亡的原理；
掌握用于细胞调亡检测的常规方法。
二、实验原理
细胞死亡作为生物体的一种常见现象，一般可 分为两种类型：细胞坏死和细胞程序性死亡 （PCD），也称细胞调亡。 细胞程序性死亡分为两类：受体介导的细胞程 序性死亡和线粒体介导的细胞程序性死亡。 调亡细胞的形态学观察：HE染色、Giemsa染色、 台盼蓝染色、改良苯酚品红染色；细胞调亡生 化特征的检测：DNA电泳、细胞膜磷脂酰丝荧光 显示、调亡细胞原位末端标记法。
细胞凋亡途径实验报告
细胞凋亡途径实验报告一、实验目的细胞凋亡是一种由基因调控的程序性细胞死亡方式，对于维持细胞内环境稳定、生物体的正常发育和生理功能具有重要意义。
本实验旨在探究细胞凋亡的主要途径，包括内源性线粒体途径和外源性死亡受体途径，以及相关的分子机制和检测方法。
二、实验原理（一）内源性线粒体途径细胞在受到内部或外部应激信号刺激时，线粒体外膜通透性发生改变，导致细胞色素 C 等凋亡因子释放到细胞质中。
细胞色素 C 与凋亡蛋白酶激活因子 1（Apaf-1）结合形成凋亡小体，激活 caspase-9，进而激活下游的 caspase 级联反应，最终导致细胞凋亡。
（二）外源性死亡受体途径死亡受体（如 Fas、TNFR1 等）与相应的配体结合后，通过其死亡结构域招募接头蛋白（如 FADD），进而激活 caspase-8。
激活的caspase-8 可以直接激活下游的 caspase 级联反应，也可以通过切割 Bid 蛋白使其形成 tBid，从而促进线粒体释放细胞色素 C，激活内源性凋亡途径。
（三）检测方法1、流式细胞术：通过检测细胞膜磷脂酰丝氨酸（PS）外翻、DNA 片段化等指标来定量分析细胞凋亡的比例。
2、荧光显微镜观察：使用荧光染料标记凋亡细胞的特征结构，如细胞核、线粒体等，直观地观察细胞凋亡的形态变化。
3、 Western blotting：检测凋亡相关蛋白（如 caspase-3、PARP 等）的表达和活化情况。
三、实验材料1、细胞系：＿____细胞株2、试剂：Annexin VFITC/PI 凋亡检测试剂盒、细胞色素 C 抗体、caspase-3 抗体、PARP 抗体、Fas 抗体、TNFR1 抗体等。
3、仪器：流式细胞仪、荧光显微镜、电泳仪、转印仪、酶标仪等。
四、实验步骤（一）细胞培养与处理将_____细胞株接种于培养皿中，在适宜的条件下培养至对数生长期。
分别使用不同的处理因素（如紫外线照射、化疗药物处理等）诱导细胞凋亡。
细胞凋亡实验详细步骤及说明
细胞凋亡实验详细步骤及说明
细胞凋亡是细胞在正常发育或应激条件下程序性死亡的过程。
为了深入了解细胞凋亡的机制和影响因素，以下是细胞凋亡实验的详细步骤及说明：
步骤一：培养细胞
1. 准备培养皿并涂覆培养基，确保培养基的成分适合所使用的细胞类型。
2. 从培养细胞的主要来源（如细胞培养库）中获取细胞。
3. 将细胞转移到培养皿中并在适当的温度和湿度下孵育。
步骤二：处理实验组
1. 将培养的细胞分为实验组和对照组。
实验组是要进行细胞凋亡诱导的组，而对照组则用于对比分析。
2. 选择适当的方法诱导细胞凋亡，例如化学诱导剂（如某种药物）或物理刺激（如辐射）。
3. 根据实验需要，在指定的时间间隔内观察细胞凋亡的现象和变化。
步骤三：检测细胞凋亡
1. 使用合适的细胞凋亡检测方法，如细胞染色和流式细胞术。
这些方法可用于分析各种细胞凋亡标志物的表达。
2. 准备相应的染色试剂或抗体，并按照说明溶解或稀释。
3. 按照实验需求，将细胞标本与染色试剂或抗体共孵育，并进行相应的分析和读数。
步骤四：数据分析与结果
1. 对实验和对照组的数据进行统计学分析，如均值和标准差计算。
2. 进一步分析和解释实验结果，评估细胞凋亡发生的程度和影响因素。
3. 根据实验结果撰写实验报告，包括方法、结果和结论，并进行讨论和对比分析。
以上是细胞凋亡实验的详细步骤及说明。
通过进行这些实验，
我们可以更好地理解细胞凋亡的机制以及可能对其产生影响的因素。
请根据具体实验的要求和细胞类型的特点，调整实验步骤和方法，
并确保实验过程中的安全性和可重复性。
中药诱导细胞凋亡的检测设计实验
中药诱导细胞凋亡的检测设计实验利用中药对细胞进行处理，通过检测细胞凋亡的相关指标，评估中药对细胞凋亡的诱导作用。
实验原理：细胞凋亡是一种正常的自我调节现象，在生命过程中起到重要作用。
细胞凋亡的损失和缺陷可以导致许多疾病的发生。
中药的一些成分可以诱导细胞凋亡，因此用中药处理细胞可观察到细胞凋亡的现象，从而评估中药对细胞凋亡的诱导作用。
实验步骤：1. 培养细胞：选择适合的细胞，以适合的条件培养至合适的数量。
2. 中药处理：将细胞分成两组，在其中一组加入适当浓度的中药，并在另一组中加入相同体积的培养基作为对照组。
3. 细胞采集：在处理后的48小时内，收集细胞。
4. 細胞凋亡检測：a. Annexin V-FITC/PI 双染：使用Annexin V-FITC和PI染色液，按照产品说明书称2x10^5个细胞，离心冲洗，去掉上清，加入100uL细胞及AnnexinV-FITC/PI染色液，20°C避光室静置15min。
再加入400uL等体积的PBS，离心冲洗一遍，去掉上清，重复此步骤一遍。
最后在冰箱4°C避光下保存，最好在24小时内进行测量。
b. TUNEL 染色：使用TUNEL染色问剂，依照说明书将细胞固定和染色，配合荧光显微镜观察细胞凋亡的现象。
实验结果：用flow cytometry 或荧光显微镜技术检测细胞的凋亡现象。
用流式细胞仪分析Annexin V-FITC和PI染色液染色的细胞，望文生义，各类细胞的凋亡状态如下：1.双阴性（固绿固红）：正常生长的、未神经死亡、未凋亡的细胞；2. Annexin V-FITC 表达阳性（固绿活红）：细胞凋亡前期，细胞外膜磷脂翻转，可以先看到细胞信号阳性，而PI胞质膜不破裂，不能进入细胞核，故前期的细胞活；3. PI 表达阳性（活绿固红）：细胞凋亡中后期，与初始阶段相比，磷脂翻转后，细胞膜破裂，PI从胞质溢出，可以进入细胞核，染色明显；4. Annexin V-FITC和PI 同时表达阳性（活绿活红）：细胞凋亡后期。
细胞凋亡实验报告
细胞凋亡实验报告细胞凋亡实验报告引言：细胞凋亡是一种重要的细胞死亡方式，它在维持生物体内部平衡和发育过程中起着关键作用。
本次实验旨在通过细胞凋亡实验，探究不同因素对细胞凋亡的影响，从而进一步了解细胞凋亡的机制和调控。
材料与方法：1. 细胞系：使用人类肺癌细胞系A549作为实验对象。
2. 药物：选择化学药物紫杉醇（Paclitaxel）作为细胞凋亡诱导剂。
3. 细胞培养条件：将A549细胞系在含有DMEM培养基和10%胎牛血清的培养皿中培养，保持在37℃、5% CO2的恒温培养箱中。
实验步骤：1. 细胞培养：将A549细胞系接种于培养皿中，培养至细胞密度达到80%左右。
2. 细胞处理：将培养皿中的培养基抽取，加入不同浓度的紫杉醇处理液，分为高、中、低三个浓度组，每组设置相应的对照组。
3. 细胞观察：将处理后的细胞培养皿放回恒温培养箱中，培养24小时后观察细胞形态和数量的变化。
4. 细胞计数：使用显微镜观察细胞数目，并通过计数室内的细胞数目，计算细胞存活率。
5. 细胞凋亡检测：使用流式细胞仪检测细胞凋亡率，采用荧光染料标记细胞并进行分析。
结果与讨论：在本次实验中，我们观察到不同浓度的紫杉醇处理后，A549细胞的形态和数量发生了明显变化。
在高浓度组，细胞数量明显减少，细胞形态发生变化，出现细胞收缩和凋亡体的形成。
而在低浓度组，细胞数量减少较少，细胞形态变化不明显。
对照组中，细胞数量和形态均与处理组相似。
通过细胞计数的结果，我们计算出了细胞存活率，并发现随着紫杉醇浓度的增加，细胞存活率逐渐降低。
这说明紫杉醇可以诱导A549细胞发生凋亡，并且凋亡率与药物浓度呈正相关。
进一步使用流式细胞仪检测细胞凋亡率，我们发现在高浓度组中，细胞凋亡率明显增加，而在低浓度组和对照组中，细胞凋亡率相对较低。
这与细胞存活率的结果相一致，进一步验证了紫杉醇可以诱导A549细胞发生凋亡的能力。
细胞凋亡是一种高度调控的细胞死亡过程，它在生物体内部平衡和发育过程中发挥着重要作用。
细胞凋亡检测细胞凋亡实验步骤检测方法
细胞凋亡检测,细胞凋亡实验步骤,检测方法一、定性和定量研究只定性的研究方法：常规琼脂糖凝胶电泳、脉冲场倒转琼脂糖凝胶电泳、形态学观察普通光学显微镜、透射电镜、荧光显微镜进行定量或半定量的研究方法：各种流式细胞仪方法、原位末端标记法、ELISA定量琼脂糖凝胶电泳;二、区分凋亡和坏死可将二者区分开的方法：琼脂糖凝胶电泳,形态学观察透射电镜是是区分凋亡和坏死最可靠的方法,Hoechst33342/PI双染色法流式细胞仪检测,AnnexinV/PI 双染色法流式细胞仪检测等;不能将二者区分开的方法：原位末端标记法、PI单染色法流式细胞仪检测等;三、样品来源不同选择组织：主要用形态学方法HE染色,透射电镜、石蜡包埋组织切片进行原位末端标记,ELISA或将组织碾碎消化做琼脂糖凝胶电泳;四、细胞凋亡检测1、早期检测:1 PS磷脂酰丝氨酸在细胞外膜上的检测2细胞内氧化还原状态改变的检测3细胞色素C的定位检测4 线粒体膜电位变化的检测2、晚期检测：细胞凋亡晚期中,核酸内切酶在核小体之间剪切核DNA,产生大量长度在180-200 bp 的DNA片段;对于晚期检测通常有以下方法：1 TUNEL末端脱氧核苷酸转移酶介导的dUTP缺口末端标记2 LM-PCR Ladder 连接介导的PCR检测3 Telemerase Detection 端粒酶检测3、生化检测：1典型的生化特征：DNA 片段化2检测方法主要有：琼脂糖凝胶电泳、原位末端标记TUNEL等3TUNEL末端脱氧核苷酸转移酶介导的dUTP缺口末端标记4通过DNA末端转移酶将带标记的dNTP 多为dUTP间接或直接接到DNA片段的3’-OH端,再通过酶联显色或荧光检测定量分析结果;可做细胞悬液、福尔马林固定或石蜡处理的组织、细胞培养物等多种样本的检测;4、LM-PCR Ladder 连接介导的PCR检测当凋亡细胞比例较小以及检测样品量很少如活体组织切片时,直接琼脂糖电泳可能观察不到核DNA的变化;通过LM-PCR,连上特异性接头,专一性地扩增梯度片段,从而灵敏地检测凋亡时产生梯度片段;此外,LM-PCR 检测是半定量的,因此相同凋亡程度的不同样品可进行比较;如果细胞量很少,还可在分离提纯DNA后,用32P-ATP和脱氧核糖核苷酸末端转移酶TdT使DNA标记,然后进行电泳和放射自显影,观察凋亡细胞中DNA ladder的形成;上述两种方法都针对细胞凋亡晚期核DNA断裂这一特征,但细胞受到其它损伤如机械损伤,紫外线等也会产生这一现象,因此它对细胞凋亡的检测会受到其它原因的干扰;需结合其它的方法来检测细胞凋亡;其它方法：1Telemerase Detection 端粒酶检测端粒酶是由RNA和蛋白组成,它可以自身RNA为模板逆转录合成端粒区重复序列,使细胞获得“永生化”;正常体细胞是没有端粒酶活性的,每分裂一次,染色体的端粒会缩短,这可能作为有丝分裂的一种时钟,表明细胞年龄、复制衰老或细胞凋亡的信号;研究发现,90%以上的癌细胞或凋亡细胞都具有端粒酶的活性;2mRNA水平的检测研究者们发现了很多在细胞凋亡时表达异常的基因,检测这些特异基因的表达水平也成为检测细胞凋亡的一种常用方法;据报道,Fas 蛋白结合受体后能诱导癌细胞中的细胞毒性T细胞cytotoxic T cells 等靶细胞;Bcl-2 和bcl-X 长的作为抗凋亡bcl-2 和bcl-X的调节物,它们的表达水平比例决定了细胞是凋亡还是存活;用荧光定量PCR技术来检测基因表达水平无疑比之前者更快更准确;通过检测fas, bax-alpha 和bcl-X 长的基因的mRNA表达水平来进行细胞凋亡的检测; 5、细胞内氧化还原状态改变的检测：正常状态下,谷光苷肽GSH作为细胞的一种重要的氧化还原缓冲剂;细胞内有毒的氧化物通过被GSH还原而定期去除,氧化型的GSH又可被GSH还原酶迅速还原;这一反应在线粒体中尤为重要,许多呼吸作用中副产物的氧化损伤将由此被去除;当细胞内GSH的排除非常活跃时,细胞液就由还原环境转为氧化环境,这可能导致了凋亡早期细胞线粒体膜电位的降低,从而使细胞色素C三羧酸循环中的重要组分从线粒体内转移到细胞液中,启动凋亡效应器caspase的级联反应;6、细胞色素C的定位检测细胞色素C作为一种信号物质,在细胞凋亡中发挥着重要的作用;正常情况下,它存在于线粒体内膜和外膜之间的腔中,凋亡信号刺激使其从线粒体释放至细胞浆,结合Apaf-1 apoptotic protease activating factor-1后启动caspase级联反应：细胞色素C/Apaf-1复合物激活caspase-9,后者再激活caspase-3和其它下游caspase; 7、线粒体膜电位变化的检测：1线粒体跨膜电位的耗散与细胞凋亡有密切关系2近年来陆续有报道说明线粒体跨膜电位的耗散早于核酸酶的激活,也早于磷酯酰丝氨酸暴露于细胞表面;而一旦线粒体跨膜电位耗散,细胞就会进入不可逆的凋亡过程;3在细胞凋亡过程中线粒体跨膜电位的耗散主要是由于线粒体内膜的通透性转变,这是由于生成了动态的由多个蛋白质组成的位于线粒体内膜与外膜接触位点的通透性转变孔道PT孔道能稳定线粒体跨膜电位就能防止细胞凋亡;线粒体在细胞凋亡作用中的进一步证据：1若将纯化的正常的线粒体与纯化的细胞核在一起保温,并不导致细胞核的变化;但若将诱导生成PT 孔道的线粒体与纯化的细胞核一同保温,细胞核即开始凋亡变化;2形态学观察,看到细胞数目有限,统计学上的准确性受影响；3凝胶电泳检测DNA破坏了细胞的完整性也不能测出凋亡细胞占总细胞的比例；4流式细胞术可检测细胞、亚细胞及分子水平的特征性变化;用于流式细胞仪检测的染料：PI、Hoechst、EB、DAPI、丫啶橙等,其中PI、Hoechst 最常用;PI和Hoechst33342双标：PI、Hoechst33342均可与细胞核DNA或RNA结合;但是PI不能通过正常的细胞膜,Hoechst则为膜通透性的荧光染料,故细胞在处于坏死或晚期调亡时细胞膜被破坏,这时可为PI着红色;正常细胞和中早期调亡细胞均可被Hoechst着色,但是正常细胞核的Hoechst着色的形态呈圆形,淡兰色,内有较深的兰色颗粒；而调亡细胞的核由于浓集而呈亮兰色,或核呈分叶,碎片状,边集; 故PI着色为坏死细胞；亮兰色,或核呈分叶状,边集的Hoechst着色的为调亡细胞;PI和Annexin-V双标：磷脂酰丝氨酸PS正常位于细胞膜的内侧,但在细胞凋亡的早期或细胞损伤时PS可从细胞膜的内侧翻转到细胞膜的表面,暴露在细胞外环境中; Annexin-Vgreen可以和磷脂酰丝氨酸PS特异性结合;因此细胞处于调亡或坏死时,Annexin-V可为阳性早期的坏死细胞可能为阴性;但是只有坏死的细胞PI是阳性五、形态学观察1、普通光学显微镜观察2、透射电子显微镜观察3、荧光显微镜观察1、普通光镜下观察：1用苏木素-伊红HE染色：细胞核固缩碎裂、呈蓝黑色、胞浆呈淡红色凋亡细胞,正常细胞核呈均匀淡蓝色或蓝色,坏死细胞核呈很淡的蓝色或蓝色消失2Giemsa染色法、瑞氏染色法等,正常细胞核的色泽均一,凋亡细胞染色变深,坏死细胞染色浅或没染上颜色直接用倒置显微镜观察：1细胞体积变小,全面皱缩；2凋亡小体为数个圆形小体围绕在细胞周围;2、透射电子显微镜观察凋亡细胞体积变小,细胞质浓缩;细胞凋亡过程中细胞核染色质的形态学改变分为三期：Ⅰ期的细胞核呈波纹状或呈折缝样,部分染色质出现浓缩状态；Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化；Ⅱb期的细胞核裂解为碎块,产生凋亡小体;3、荧光显微镜常用的荧光染料：丫啶橙、PI 、DAPI、Hoechst33258 和Hoechst33342、EB等Hoechst 33342、Hoechst 33258、DAPI三种染料与DNA的结合是非嵌入式的,主要结合在DNA的A-T碱基区;紫外光激发时发射明亮的蓝色荧光;1PI双染色法基本原理Hoechst是与DNA特异结合的活性染料,能进入正常细胞膜而对细胞没有太大得细胞毒作用;Hoechst 33342在凋亡细胞中的荧光强度要比正常细胞中要高;DAPI为半通透性,用于常规固定细胞的染色;碘化丙啶PI是一种核酸染料,它不能透过完整的细胞膜,但在凋亡中晚期的细胞和死细胞,PI能够透过细胞膜而将细胞核染红;因此将Annexin-V与PI匹配使用,就可以将凋亡早晚期的细胞以及死细胞区分开来;注意事项：细胞凋亡时,其DNA可染性降低被认为是凋亡细胞的标志之一,但这种DNA可染性降低也可能是因为DNA含量的降低,或者是因为DNA结构的改变使其与染料结合的能力发生改变所致;在分析结果时应该注意;六、细胞凋亡的分子生物学检测方法:细胞凋亡中染色体DNA的断裂是个渐进的分阶段的过程,染色体DNA首先在内源性的核酸水解酶的作用下降解为50-300kb的大片段;然后大约30 ﹪的染色体DNA在Ca ²+和Mg²+依赖的核酸内切酶作用下,在核小体单位之间被随机切断,形成180～200bp核小体DNA多聚体;DNA双链断裂或只要一条链上出现缺口而产生的一系列DNA的3’-OH末端可在脱氧核糖核苷酸末端转移酶TdT的作用下,将脱氧核糖核苷酸和荧光素、过氧化物酶、碱性磷酸化酶或生物素形成的衍生物标记到DNA的3’-末端,从而可进行凋亡细胞的检测,这类方法一般称为脱氧核糖核苷酸末端转移酶介导的缺口末端标记法TUNEL;由于正常的或正在增殖的细胞几乎没有DNA的断裂,因而没有3’-OH形成,很少能够被染色;低分子量的DNA分离后,也可使用DNA聚合酶进行缺口翻译nick translation,使低分子量的DNA标记或染色,然后分析凋亡细胞;TUNEL或缺口翻译法实际上是分子生物学与形态学相结合的研究方法,对完整的单个凋亡细胞核或凋亡小体进行原位染色,能准确的反应细胞凋亡最典型的生物化学和形态特征,可用于石蜡包埋组织切片、冰冻组织切片、培养的细胞和从组织中分离的细胞的细胞凋亡测定,并可检测出极少量的凋亡细胞,灵敏度远比一般的组织化学和生物化学测定法要高,因而在细胞凋亡的研究中已被广泛采用;过氧化物酶标记测定法原理：脱氧核糖核苷酸衍生物地高辛digoxigenin-11-dUTP在TdT酶的作用下,可以掺入到凋亡细胞双链或单链DNA的3-OH末端,与dATP形成异多聚体,并可与连接了报告酶过氧化物酶或碱性磷酸酶的抗地高辛抗体结合;在适合底物存在下,过氧化物酶可产生很强的颜色反应,特异准确的定位出正在凋亡的细胞,因而可在普通光学显微镜下进行观察;毛地黄植物是地高辛的唯一来源;在所有动物组织中几乎不存在能与抗地高辛杭体结合的配体,因而非特异性反应很低;抗地高辛的特异性抗体与脊椎动物甾体激素的交叉反应不到1％,若此抗体的Fc部分通过蛋白酶水解的方法除去后,则可完全排除细胞Fc受体非特异性的吸附作用;本方法可以用于福尔马林固定的石蜡包埋的组织切片、冰冻切片和培养的或从组织中分离的细胞凋亡测定;一试剂配制1、磷酸缓冲液PBS：磷酸钠盐50mM,NaCl 200mM;2、蛋白酶K200μg/ml,：蛋白酶K 0.02g；PBS 100ml;3、含2%H2O2的PBS缓冲液：H2O2 ；PBS缓冲液;4、TdT酶缓冲液新鲜配：Trlzma碱3.63g用HCl调节pH至,加ddH2O定容到1000ml；再加入二甲砷酸钠29．96g和氯化钴0.238g;5、TdT酶反应液：TdT酶32μl；TdT酶缓冲液76μl,混匀,置于冰上备用;6、洗涤与终止反应缓冲液：氯化钠17. 4g；柠檬酸钠8.82g；ddH2O 1000ml7、％二氨基联苯DAB溶液：DAB 5mg；PBS 10ml,, 临用前过滤后,加过氧化氢至%;8、％甲基绿：甲基绿0.5g；0.1M乙酸钠100ml;9、100％丁醇,100％、95％、90％、80％和70％乙醇,二甲苯,10％中性甲醛溶液,乙酸,松香水等;10、过氧化物酶标记的抗地高辛抗体ONCOR二实验步骤1、标本预处理：1石蜡包埋的组织切片预处理：将组织切片置于染色缸中,用二甲苯洗两次,每次5min;用无水乙醇洗两次,每次3min;用95％和75％乙醇各洗一次,每次3min;用PBS洗5min 加入蛋白酶K溶液20ug／ml,于室温水解15min,去除组织蛋白;用蒸馏水洗4次,每次2min,然后按下述步骤2进行操作;2冰冻组织切片预处理：将冰冻组织切片置10％中性甲醛中,于室温固定10min后,去除多余液体;用PBS洗两次,每次5min;置乙醇：乙酸2：1的溶液中,于-20℃处理5min,去除多余液体;用PBS洗两次,每次5min,然后按下述步骤2进行操作;3培养的或从组织分离的细胞的预处理：将约5 × 107个/ml细胞于4％中性甲醛室温中固定10min;在载玻片上滴加50～100μl细胞悬液并使之干燥;用PBS洗两次,每次5min,然后按下述步骤2进行操作;2、色缸中加入含2％过氧化氢的PBS,于室温反应5min;用PBS洗两次,每次5min;3、用滤纸小心吸去载玻片上组织周围的多余液体,立即在切片上加2滴TdT酶缓冲液,置室温1～5min;4、用滤纸小心吸去切片周围的多余液体,立即在切片上滴加54μl TdT酶反应液,置湿盒中于37C反应1hr注意：阴性染色对照,加不含TdT酶的反应液;5、将切片置于染色缸中,加入已预热到37℃的洗涤与终止反应缓冲液,于37℃保温30min,每10min将载玻片轻轻提起和放下一次,使液体轻微搅动;6、组织切片用PBS洗3次,每次5min后,直接在切片上滴加两滴过氧化物酶标记的抗地高辛抗体,于湿盒中室温反应30min;7、用PBS洗4次,每次5min;8、在组织切片上直接滴加新鲜配制的％DAB溶液,室温显色3～6min;9、用蒸馏水洗4次,前3次每次1min,最后1次5min;10、于室温用甲基绿进行复染10min;用蒸馏水洗3次,前两次将载玻片提起放下10次,最后1次静置30s;依同样方法再用100％正丁醇洗三次;11、用二甲苯脱水3次,每次2min,封片、干燥后,在光学显微镜下观察并记录实验结果;三注意事项一定要设立阳性和阴性细胞对照;阳性对照的切片可使用DNaseI部分降解的标本,阳性细胞对照可使用地塞米松1μM处理3-4hr的大、小鼠胸腺细胞或人外周血淋巴细胞;阴性对照不加TdT酶,其余步骤与实验组相同;一、吖啶橙简称AO荧光染色法原理：吖啶橙Acridine Orange是吖啶的衍生物之一;它是一种荧光染料,激发峰492nm,荧光发射峰530nmDNA,640nmRNA,它与双链DNA的结合方式是嵌入双链之间,而与单链DNA和RNA则由静电吸引堆积在其磷酸根上;在蓝光给502nm激发下,细胞核发亮绿色荧光约530nm,核仁和胞质RNA发桔红色荧光＞580nm;吖啶橙的阳离子也可以结合在蛋白质、多糖和膜上而发荧光,但细胞固定阻抑了这种结合,从而主要显示DNA、RNA两种核酸;1试剂AO贮备液：AO 50mg分析纯蒸馏水 50ml4℃冰箱保存4个月;Tris缓冲液：Tris 50mmol/LMgCl2 LKCl 25mmol/LAO工作液：将AO贮备液10:1用蒸馏水稀释,再用Tris缓冲液将AO稀释到μg/ml的终浓度;2操作步骤①取乙醇固定的细胞悬液,浓度为107/ml,1500r/min,5分钟,弃乙醇;②加入2ml AO工作液,室温染10分钟;③滴在载玻片上,加缓冲甘油封片;④在荧光显微镜下用吸收波长405nm,发射波长530-640nm观察;结果：活细胞核呈黄绿色荧光,胞质呈红色荧光;凋亡细胞核染色质呈黄绿色浓聚在核膜内侧,可见细胞膜呈泡状膨出及凋亡小体;二、Hoechst33258染色Hoechst33258为特异性DNA染料,,与A-T键结合,但在环境下则优先与RNA 结合,染色DNA时应调整染液的pH至,这种染料不溶于磷酸缓冲液；所以配制时必须先以蒸馏水溶解配成储存液在4℃中避光保存;本方法是用于培养细胞、细胞涂片或细胞甩片;试剂及配制1Hoechst33258贮存液：称取Hoechst33258试剂1mg,用20ml蒸馏水溶解后,滤过,4℃避光保存;用时蒸馏水10倍稀释成染色液;2 ,;3封片液：20mmol/L柠檬酸,50mmol/L 磷酸氢二钠,50%甘油;4细胞固定液：甲醇/冰乙酸3:1,现配;操作方法1原代细胞培养、细胞学涂片或细胞甩片机制制备的单细胞片;2细胞固定液4℃固定5min;3蒸馏水稍洗后,点加Hoechst33258染色液,10min;4蒸馏水洗片后,用滤纸沾去多余液体;5封片剂封片后荧光显微镜观察;结果：在荧光显微镜下,活细胞核呈弥散、均匀荧光,坏死细胞不被Hoechst 染色;出现细胞凋亡时,细胞核或细胞质内可见浓染致密的颗粒块状蓝色荧光及明显核形态变化,如果见到3个或3个以上的DNA荧光碎片被认为是凋亡细胞;三、甲基绿-派诺宁染色法一原理细胞凋亡和细胞坏死均可表现为细胞核固缩等细胞死亡形态,但两者发生机制不同;细胞凋亡是一种细胞主动死亡过程,需要有细胞内蛋白酶的激活,细胞质内常有mRNA表达的增强;而细胞坏死是一种被动的细胞死亡过程,细胞质内常有RNA的损失;根据这一特点,可应用试剂甲基绿对DNA染色的特异性和派诺宁对RNA的亲和性,使甲基绿对固缩细胞核内的脱氧核糖核酸着染,如果细胞质内核糖核酸呈派诺宁阳性染色者为凋亡细胞,呈阴性染色者为坏死细胞;二试剂及配制1. 组织固定液无水乙醇 600ml氯仿 300ml冰醋酸 100ml2.甲基绿纯化新购买的甲基绿需用氯仿进行纯化处理以去除甲基紫;方法是将2％甲基绿水溶液20ml倾入洁净分液漏斗,加入氯仿20ml充分,使其内的甲基溶于氯仿中而呈紫红色;旋动分液漏斗下部的砂塞,慢慢把下沉带比红色的氯仿移去,再加入新的氯仿10ml,如此反复更换氯仿,直到无紫红色为止;该液作为贮存液,4℃保存;3.染色液甲基绿贮存液 5ml5%派诺宁水溶液 1ml蒸馏水 12mlL乙酸钠 18ml临用前配制,滤纸过滤;三操作方法1.新鲜取材组织置固定液中4℃固定3-6h或培养细胞、细胞学甩片固定10min;2.直接转入95%乙醇脱水和无水乙醇脱水,二甲苯透明,石蜡包埋;3.切片经二甲苯脱蜡,梯度乙醇水化至蒸馏水;细胞学涂片不用梯度酒精4.置染色液中室温下染色约1h;5.取出切片,不经水洗,用滤纸吸干多余染液;6.插入丙酮中迅速分化;7.转入丙酮二甲苯1:1稍洗;8.二甲苯透明2-3次;9.中性树胶封固;四结果光学显微镜下凋亡细胞固缩,细胞核呈绿色或绿蓝色着染,胞质呈红紫色着染,坏死细胞只有固缩细胞核呈绿色着染;观察时可用凋亡指数进行计数,即随机选择约10-20个视野每张切片约1000-2500个细胞,计数凋亡细胞百分率;四、TdT介导的dUTP缺口末端标记技术TUNEL原理：在机体内部随时都在发生着细胞的死亡;传统上用显微镜来观察细胞的死亡,其特征为核染色质的浓缩及碎片的形成;但是这种现象出现的很晚,时间也很短暂;凋亡的特征是内源性核酸内切酶被激活,细胞自身的染色质或DNA被切割,出现单链或双链缺口,并产生与DNA断点数目相同的3ˉ-OH 末端;末端脱氧核糖核酸转移酶Terminal deoxynucleotidyl Transferase TdT可以将地高辛标记的dUTPDIG-dUTP标记至3’-OH末端,DIG-dUTP核苷酸结合在DNA断点部位,可以通过生物标记的抗地高辛抗体Anti-DIG-Biotin反应后,再结合链酶亲和素-过氧化物酶SABC,然后加入显色底物DAB予以显示;凋亡的细胞核呈棕黄色,从而可以在显微镜下观察到着色的凋亡细胞;试剂1.标记缓冲液Labeling Buffer5×浓度的TdT反应缓冲液,含有以下成分：500mmol/L二甲胂酸钾;10mmol/L CoCl2 氯化钴1mmol/L DTT二硫苏糖醇2.末端脱氧核糖核酸转移酶TdT,×20×204.封闭液Blocking Reagent5.生物素化抗地高辛抗体×100×100×2008.抗体稀释液9. 多聚赖氨酸或APES;10. 0.01M TBS,配法：1L双蒸馏水中加入8.5克氯化钠,1.2克Tris和纯乙酸;11. DAB显色试剂;操作步骤1.样品处理1玻片预先用多聚赖氨酸或APES进行处理;2细胞涂片和冰冻切片：最重要的是及时固定;用4%多聚甲醛/0.01M PBS室温下固定30-60分钟;0.01M PBS洗2分钟×2次;蒸馏水洗涤2分钟×2次; 3组织：有条件时应及时固定;常规4%多聚甲醛/0.01M PBS或10%中性缓冲福尔马林固定4小时以上,石蜡包埋;切片常规脱蜡入水脱蜡务必干净;2.新鲜配制3%H2O2,室温处理10分钟;蒸馏水洗涤2分钟×3次;3.标本片加0.01M TBS1:200新鲜稀释Proteinase K37℃消化5-15分钟,0.01M TBS洗2分钟×3次;细胞涂片和冰冻切片一般不消化或消化10-60秒钟;新鲜石蜡切片消化5-10分钟;陈旧石蜡切片消化10-30分钟;4.标本片加标记缓冲液Labeling Buffer20μl/片,以保持切片湿润;按每张切片取TdT和DIG-d-UTP各1μl,加入18μl标记缓冲液中,混匀;甩去切片上多余液体后加标记液,20μl/片;置样品于湿盒中,37℃标记2小时;5.0.01M TBS洗2分钟×3次;6.加封闭液50μl/片,室温30分钟,甩掉封闭液,不洗;7.用抗体稀释液1:100稀释生物素化抗地高辛抗体：取1ml抗体稀释液加生物素化抗地高辛抗体10μl,混匀后50μl/片加至标本片上;置样品于湿盒中,37℃反应30分钟;0.01M TBS洗2分钟×3次;8.用抗体稀释液1:100稀释SABC：取1ml抗体稀释液加SABC10μl,混匀后50μl/片加至切片;37℃反应30分钟;0.01M TBS洗5分钟×4次;显色;10.苏木素轻度复染;脱水,透明,封片;显微镜观察;结果判定细胞核固缩有的呈碎片状,不规则,大小不一致,呈棕黄色颗粒者为阳性细胞; 即凋亡的细胞TUNEL改良方法在细胞凋亡检测中的应用.0M枸橼酸盐缓冲液、通透液%Triton-100、枸橼酸钠、标记缓冲液：二甲胂酸钠100mmol/L标记、二巯基苏糖醇L,氯化钴coci;TdT反应液；标记缓冲液中加TdT酶100U/ml,biotin-dUTP；链霉菌素标记的辣根过氧化物酶,蛋白酶K20μg/ml;显色剂氨乙基咔唑amino ethyl carbazole,AEC的配制AEC 20mg二甲酰胺DMF0.05M醋酸缓冲液 50ml%H2O2实验步骤1切片用冷风吹干后为防止冰冻切片脱片用1%火棉胶封片1分钟,PBS漂洗3×5分钟；23%H2O2阻断10分钟后PBS洗3×5分钟；3组织切片浸泡于盛有L枸橼酸盐缓冲液的烧杯中,置于微波炉内,在650W,辐射时间15min的条件下进行组织处理;冷却至室温;4放在通透液%Triton -100溶于%枸橼酸钠溶液中室温20分钟,PBS漂洗3×5分钟；5滴加50μl TdT反应液37℃1h,PBS漂洗3×5分钟；6滴加50μl biotin-dUTP,反应液37℃1h,PBS漂洗3×5分钟；7滴加50μl链霉菌标记辣根过氧化物酶液37℃孵育30分钟,8PBS漂洗3×5分钟, AEC-H2O2显色10-15分钟,苏木素复染用1%的酸性水分化,水洗、水溶性封片;阳性对照dTd 反应前用20μg/ml蛋白酶K处理切片;阴性对照用PBS代替dTd反应液; 结果判断及标准改良的方法：凋亡细胞核呈红色固缩,有白边集或碎列,细胞膜皱褶,有的卷曲和出泡,在计数时避开坏死区域,以避免假阳性;计数500个细胞中的凋亡细胞数目,得出凋亡百分率;凋亡染色分度如下：每个高倍视野平均1-3个为Ⅰ级；3-6个为Ⅱ级；6-10个为Ⅲ级；>10个者为IV级;阳性对照：经在dTd反应认前用20μg/ml蛋白酶,处理切片30分钟的切片同改良方法基本相同,但红色较浅;阴性对照：切片无棕色反应;评价正常的或正在增殖的细胞没有DNA的断裂,没有3’-OH末端被标记,因此镜下无显色的物质;这种分子生物学与形态学相结合的方法,可以对完整的单个凋亡细胞核或凋亡小体进行标记,准确反应细胞凋亡最典型的生物化学与形态学特征,灵敏度远远高于一般的组织化学和生物化学方法;在检测过程中,可设阴性对照不加TdT阳性对照已知的阳性标本;注意:AEC孵育切片,反应产物为红色;可用苏木精对衬染色,反应产物是纯酒精溶性的,因此;可用酸性水溶液分化,然后用水溶性封固剂封片;五、凋亡细胞：凝胶电泳检测前已提及凋亡细胞的突出特征是由于内源性核酸内切酶的激活而导致细胞核DNA的断裂;典型的细胞凋亡,在核内形成大量200bp大小及其倍体的核苷酸片段,而非典型的凋亡细胞,由于核内的DNA降解不完全,仅形成300~50kb的DNA大片;利用这一特性,可通过DNA凝胶电泳来判定凋亡的发生和发展情况;试剂1. PBS缓冲液2. 消化液的配制：100mmol/L NaCl10mmol/L Tris-HCL25mmol/L EDTA%SDSml蛋白酶K3. 酚：氯仿：异戊醇混合液按25:24:1比例配制;4. 氯仿：异戊醇混合液按24:1比例配制;5. 醋酸铵,L;6. 100%和70%的乙醇;7. TE 缓冲液：100mmol/L Tris-HCL,5mmol/L EDTA;8. TBE缓冲液;9. 电泳仪;。
08 细胞凋亡的诱导及观察
山东大学实验报告2018年5月28日________________________________________ _________________________姓名：丁志康系年级：2016级组别：周一下午科目：细胞生物学实验题目：细胞凋亡的诱导及观察学号：201600140055一、实验目的1.学习细胞凋亡的简史、概念和原理。
2.了解细胞凋亡的检测方法。
3.掌握诱导和形态学观察动植物细胞凋亡的基本方法。
二、实验原理1．细胞凋亡细胞凋亡（apoptosis）指为维持内环境稳定，由基因控制的细胞自主的有序的死亡，也称细胞程序性死亡。
细胞凋亡与细胞坏死不同，细胞凋亡不是一件被动的过程，而是主动过程，它涉及一系列基因的激活、表达以及调控等的作用，它并不是病理条件下，自体损伤的一种现象，而是为更好地适应生存环境而主动争取的一种死亡过程。
2．细胞凋亡的生理意义1)维持生物体内环境的稳定；2)参与防御反应；3)胚胎发育过程中清除一些细胞。
3．细胞凋亡的检测方法●细胞凋亡的形态学检测●磷脂酰丝氨酸外翻分析（Annexin V法）●线粒体膜势能的（△Ψmt）检测●DNA片段化检测●TUNEL法●Caspase-3活性的检测●WB检测●凋亡相关蛋白的表达和细胞定位分析4．细胞凋亡的形态学检测未染色细胞：凋亡细胞的体积变小、变形，细胞膜完整但出现发泡现象，细胞凋亡晚期可见凋亡小体。
贴壁细胞出现皱缩、变圆、脱落。
染色细胞：常用姬姆萨染色、瑞氏染色等。
凋亡细胞的染色质浓缩、边缘化，核膜破裂、染色质分割成块状和凋亡小体等典型的凋亡形态。
5．细胞凋亡的诱导因素➢物理因素：射线、热休克、冷激等。
➢化学因素：重金属离子、激素、毒素、活性氧、一氧化氮等。
➢生物因素：病毒、细菌、肿瘤坏死因子、抗肿瘤药物、DNA和蛋白质合成抑制剂等。
6．细胞坏死细胞坏死（necrosis）被认为是因病理而产生的被动死亡，如物理性或化学性的损害因子及缺氧与营养不良等均导致细胞坏死。
实验14-细胞凋亡的诱导和检测
实验14-细胞凋亡的诱导和检测实验14-细胞凋亡的诱导和检测实验14 细胞凋亡的诱导和检测20世纪60年代⼈们注意到细胞存在着两种不同形式的死亡⽅式：凋亡（apoptosis）和坏死（necrosis）。
细胞坏死指病理情况下细胞的意外死亡，坏死过程细胞膜通透性增⾼，细胞肿胀，核碎裂，继⽽溶酶体、细胞膜破坏，细胞内容物溢出，细胞坏死常引起炎症反应。
细胞凋亡apoptosis⼀词来源于古希腊语，意思是花瓣或树叶凋落，意味着⽣命⾛到了尽头，细胞到了⼀定时期会像树叶那样⾃然死亡。
凋亡是细胞在⼀定⽣理或病理条件下遵守⾃⾝程序的主动死亡过程。
凋亡时细胞皱缩，表⾯微绒⽑消失，染⾊质凝集并呈新⽉形或块状靠近核膜边缘，继⽽核裂解，由细胞膜包裹着核碎⽚或其他细胞器形成⼩球状凋亡⼩体凸出于细胞表⾯，最后凋亡⼩体脱落被吞噬细胞或邻周细胞吞噬。
凋亡过程中溶酶体及细胞膜保持完整，不引起炎症反应。
细胞凋亡时的⽣化变化特征是核酸内切酶被激活，染⾊体DNA被降解，断裂为50～300 kb长的DNA⽚段，再进⼀步断裂成180～200bp整倍数的寡核苷酸⽚断，在琼脂糖凝胶电泳上呈现“梯状”电泳图谱(DNA Ladder)。
细胞凋亡在个体正常发育、紫稳态维持、免疫耐受形成、肿瘤监控和抵御各种外界因素⼲扰等⽅⾯都起着关键性的作⽤。
1．细胞凋亡的检测⽅法凋亡细胞具有⼀些列不同于坏死细胞的形态特征和⽣化特征，据此可以鉴别细胞的死亡形式。
细胞凋亡的机制⼗分复杂，⼀般采⽤多种⽅法综合加以判断，同时不同类型细胞的凋亡分析⽅法有所不同，⽅法选择依赖于具体的研究体系和研究⽬的（表？）。
表凋亡的检测⽅法（引⾃DL 斯佩克特等，2001）⽅法细胞类型特点说明形态学/细胞旋转不限简单、快速、低廉、贮存⽆限制略带主观性，但可靠Hoechst染⾊不限极快，不能贮存略带主观性，但可靠吖啶橙/溴化⼄锭不限极快，凋亡初期可⽤，略带主观性，但可靠FACS/FSC X SSC ⾮贴壁细胞简单，须及时进⾏客观，仅能提⽰凋亡FACS/PI吸收⾮贴壁细胞简单，需及时进⾏客观，不能辨别凋亡于坏死；早期凋亡的细胞呈阴性膜联蛋⽩V(锚定蛋⽩) 最好⾮贴壁细胞快速简单；细胞可以被固定并⾮所有细胞在膜整合损失前受PS影响；测定已知的显DNA⽚段（琼脂糖电泳）不限很快、低廉定性，不能确定凋亡；某些细胞不适⽤DNA⽚段(PI染⾊) 不限很快，低廉定量；⽤于估计凋亡程度DNA⽚段(JAM 分析) 循环细胞低廉，可分析多种类混合定量，不能确定凋亡含量；不能⽤于所有细胞TUNEL 不限昂贵，耗时定量，常被认为可靠（尽管应该结合形态学评价）线粒体膜电位损不限低廉，不能确定凋失快速亡，并⾮次⽣坏死前的所有细胞都适⽤caspase活化(蛋⽩酶活性) 不限中等花⽬前不能确定凋亡，但适⽤于监测器；不能鉴别特定激活的caspasescaspase活化(caspase免疫印迹) 不限中等花费可以鉴别特定激活的caspases；依赖于抗体的有效性caspase活化(基质免疫印迹) 不限中等花费通过特异切割反应测定caspase活化；如这些反应功能可确定形态学观察⽅法：利⽤各种染⾊法可观察到凋亡细胞的各种形态学特征：（1）DAPI时常⽤的⼀种与DNA结合的荧光染料。
实验14-细胞凋亡的诱导和检测
实验14-细胞凋亡的诱导和检测实验14 细胞凋亡的诱导和检测20世纪60年代人们注意到细胞存在着两种不同形式的死亡方式：凋亡（apoptosis）和坏死（necrosis）。
细胞坏死指病理情况下细胞的意外死亡，坏死过程细胞膜通透性增高，细胞肿胀，核碎裂，继而溶酶体、细胞膜破坏，细胞内容物溢出，细胞坏死常引起炎症反应。
细胞凋亡apoptosis一词来源于古希腊语，意思是花瓣或树叶凋落，意味着生命走到了尽头，细胞到了一定时期会像树叶那样自然死亡。
凋亡是细胞在一定生理或病理条件下遵守自身程序的主动死亡过程。
凋亡时细胞皱缩，表面微绒毛消失，染色质凝集并呈新月形或块状靠近核膜边缘，继而核裂解，由细胞膜包裹着核碎片或其他细胞器形成小球状凋亡小体凸出于细胞表面，最后凋亡小体脱落被吞噬细胞或邻周细胞吞噬。
凋亡过程中溶酶体及细胞膜保持完整，不引起炎症反应。
细胞凋亡时的生化变化特征是核酸内切酶被激活，染色体DNA被降解，断裂为50～300 kb长的DNA片段，再进一步断裂成180～200bp整倍数的寡核苷酸片断，在琼脂糖凝胶电泳上呈现“梯状”电泳图谱(DNA Ladder)。
细胞凋亡在个体正常发育、紫稳态维持、免疫耐受形成、肿瘤监控和抵御各种外界因素干扰等方面都起着关键性的作用。
1．细胞凋亡的检测方法凋亡细胞具有一些列不同于坏死细胞的形态特征和生化特征，据此可以鉴别细胞的死亡形式。
细胞凋亡的机制十分复杂，一般采用多种方法综合加以判断，同时不同类型细胞的凋亡分析方法有所不同，方法选择依赖于具体的研究体系和研究目的（表？）。
表凋亡的检测方法（引自DL 斯佩克特等，2001）方法细胞类型特点说明形态学/细胞旋转不限简单、快速、低廉、贮存无限制略带主观性，但可靠Hoechst染色不限极快，不能贮存略带主观性，但可靠吖啶橙/溴化乙锭不限极快，不能贮存凋亡初期可用，略带主观性，但可靠FACS/FSC X SSC 非贴壁细胞简单，须及时进行客观，仅能提示凋亡FACS/PI吸收非贴壁细胞简单，需及时进行客观，不能辨别凋亡于坏死；早期凋亡的细胞呈阴性膜联蛋白V(锚定蛋白) 最好非贴壁细胞快速简单；细胞可以被固定并非所有细胞在膜整合损失前受PS影响；测定已知的显著性的反应DNA片段（琼脂糖电泳）不限很快、低廉定性，不能确定凋亡；某些细胞不适用DNA片段(PI染色) 不限很快，低廉定量；用于估计凋亡程度DNA片段(JAM 分析) 循环细胞低廉，可分析多种类混合定量，不能确定凋亡含量；不能用于所有细胞TUNEL 不限昂贵，耗时定量，常被认为可靠（尽管应该结合形态学评价）线粒体膜电位损不限低廉，不能确定凋失快速亡，并非次生坏死前的所有细胞都适用caspase活化(蛋白酶活性) 不限中等花费，很快目前不能确定凋亡，但适用于监测器；不能鉴别特定激活的caspasescaspase活化(caspase免疫印迹) 不限中等花费可以鉴别特定激活的caspases；依赖于抗体的有效性caspase活化(基质免疫印迹) 不限中等花费通过特异切割反应测定caspase活化；如这些反应功能可确定形态学观察方法：利用各种染色法可观察到凋亡细胞的各种形态学特征：（1）DAPI时常用的一种与DNA结合的荧光染料。
细胞凋亡实验报告
一、实验背景细胞凋亡，又称程序性细胞死亡，是一种由基因调控的细胞自主性死亡过程。
细胞凋亡在生物体的发育、免疫、代谢等生理过程中具有重要作用。
近年来，细胞凋亡与多种疾病的发生、发展及治疗密切相关，因此，研究细胞凋亡的机制具有重要意义。
本实验旨在通过检测细胞凋亡相关指标，探讨细胞凋亡在特定细胞类型中的作用。
二、实验材料与试剂1. 细胞：实验用细胞为正常细胞系A和肿瘤细胞系B。
2. 试剂：Annexin V-FITC/PI双染试剂盒、RNA提取试剂盒、PCR试剂盒、DNA提取试剂盒、Trizol试剂、DEPC水、无血清培养基、胎牛血清、胰蛋白酶等。
三、实验方法1. 细胞培养：将正常细胞系A和肿瘤细胞系B分别接种于培养瓶中，置于37℃、5%CO2的细胞培养箱中培养。
2. 细胞凋亡检测：将正常细胞系A和肿瘤细胞系B分别分为实验组和对照组。
实验组加入凋亡诱导剂，对照组加入等量无血清培养基。
培养一定时间后，按照Annexin V-FITC/PI双染试剂盒说明书进行细胞凋亡检测。
3. RNA提取：将实验组和对照组细胞收集于离心管中，按照RNA提取试剂盒说明书提取细胞总RNA。
4. PCR检测：将提取的RNA进行逆转录，得到cDNA。
以cDNA为模板，进行凋亡相关基因的PCR扩增。
5. DNA提取：将实验组和对照组细胞收集于离心管中，按照DNA提取试剂盒说明书提取细胞DNA。
6.琼脂糖凝胶电泳：将PCR产物进行琼脂糖凝胶电泳，观察条带。
四、实验结果1. 细胞凋亡检测：实验组细胞凋亡率显著高于对照组（P<0.05），说明凋亡诱导剂成功诱导细胞凋亡。
2. RNA提取：成功提取实验组和对照组细胞总RNA。
3. PCR检测：实验组凋亡相关基因表达水平显著高于对照组（P<0.05），说明凋亡诱导剂上调凋亡相关基因表达。
4. 琼脂糖凝胶电泳：实验组凋亡相关基因PCR产物条带较对照组明显，说明凋亡相关基因在实验组中表达上调。
细胞凋亡及检测方法
细胞凋亡细胞凋亡是指由基因所决定的细胞自动结束生命的过程，由于细胞凋亡受到严格的由遗传机制决定的程序性调控，所以也常常称为细胞编程性死亡(programmed cell death,PCD)。
具体指细胞遇到内、外环境因子刺激时，受基因调控启动的自杀保护措施，包括一些分子机制的诱导激活和基因编程，通过这种方式去除体内非必需的细胞或即将发生特化的细胞。
例如，蛙的个体发育过程中，四肢的形成过程中尾巴消失等现象，都涉及细胞的自动死亡。
在形态学上把细胞凋亡分为三个阶段：第一个阶段是凋亡的开始，此阶段只是进行数分钟，细胞中所表现的特征是：微绒毛消失，细胞间接触消失，但是质膜保持完整性，线粒体大体完整，核糖体逐渐与内质网脱离，内质网囊腔膨胀，并与质膜发生融合，染色质固缩等等;第二阶段是形成凋亡小体，核染色质发生断裂，形成许多的片段，与一些细胞器聚集在一起，然后被细胞质膜包围，形成凋亡小体；第三阶段是凋亡小体被吞噬细胞所吞噬，而其残留物质被消化后重新使用。
细胞凋亡是一个主动性自杀过程，所以它是一个耗能的过程，需要ATP提供能量。
【细胞凋亡是指为维持内环境稳定，由基因控制的细胞自主的有序的死亡。
细胞凋亡与细胞坏死不同，细胞凋亡不是一件被动的过程，而是主动过程，它涉及一系列基因的激活、表达以及调控等的作用；它并不是病理条件下，自体损伤的一种现象，而是为更好地适应生存环境而主动争取的一种死亡过程。
细胞发生凋亡时，就像树叶或花的自然凋落一样，对于这种生物学观察，借用希腊“Apoptosis”来表示，意思是像树叶或花的自然凋落，可译为细胞凋亡。
人体内的细胞注定是要死亡的，有些死亡是生理性的，有些死亡则是病理性的，有关细胞死亡过程的研究，近年来已成为生物学、医学研究的一个热点，到目前为此，人们已经知道细胞的死亡起码有两种方式，即细胞坏死与细胞凋亡(apoptosis)。
细胞坏死是早已被认识到的一种细胞死亡方式，而细胞凋亡则是近年逐渐被认识的一种细胞死亡方式。
实验报告细胞凋亡的诱导与调控机制研究
实验报告细胞凋亡的诱导与调控机制研究实验报告：细胞凋亡的诱导与调控机制研究一、引言细胞凋亡是一种基本的生物学现象，对于多细胞生物的发育、稳态维持和疾病发生发展具有重要意义。
深入研究细胞凋亡的诱导与调控机制，有助于我们更好地理解生命过程，并为相关疾病的治疗提供新的思路和策略。
二、实验目的本实验旨在探究不同因素对细胞凋亡的诱导作用以及相关的调控机制。
三、实验材料与方法（一）实验材料1、细胞系：选用了人肝癌细胞系 HepG2 和人乳腺癌细胞系 MCF-7。
2、试剂：凋亡诱导剂（如阿霉素、顺铂等）、抗凋亡蛋白抑制剂（如 ZVADFMK）、细胞凋亡检测试剂盒（如 Annexin VFITC/PI 双染试剂盒）、蛋白提取试剂盒、抗体（如 cleaved caspase-3、Bcl-2、Bax 等）。
（二）实验方法1、细胞培养：将 HepG2 和 MCF-7 细胞分别培养在含有 10%胎牛血清、1%双抗的 DMEM 培养基中，置于 37℃、5% CO2 培养箱中培养。
2、药物处理：将处于对数生长期的细胞接种于培养板中，待细胞贴壁后，分别加入不同浓度的凋亡诱导剂和抗凋亡蛋白抑制剂，处理一定时间。
3、细胞凋亡检测：采用 Annexin VFITC/PI 双染法检测细胞凋亡率。
收集处理后的细胞，用 PBS 洗涤两次，然后加入 Annexin VFITC 和 PI 染液，避光孵育 15 分钟，最后通过流式细胞仪检测。
4、蛋白表达检测：采用 Western blotting 法检测相关蛋白的表达水平。
收集处理后的细胞，提取总蛋白，进行 SDSPAGE 电泳，转膜，封闭，然后分别加入相应的一抗和二抗，最后通过化学发光法显影。
四、实验结果（一）凋亡诱导剂对细胞凋亡的影响1、阿霉素处理后，HepG2 和 MCF-7 细胞的凋亡率均呈剂量依赖性增加。
在低浓度（05 μM）时，凋亡率较低；随着浓度的增加（10、20 μM），凋亡率显著升高。
流式细胞仪检测细胞凋亡实验步骤
流式细胞仪检测细胞凋亡实验步骤流式细胞仪是一种用于检测和分析细胞的仪器，可以通过测量细胞的荧光和散射特性来了解细胞的生理状态和功能。
在细胞生物学研究中，流式细胞仪广泛应用于细胞凋亡实验。
细胞凋亡是一种重要的细胞程序性死亡方式，正常情况下是一种维持生态平衡的重要机制，而在疾病发生时，细胞凋亡的失控会导致一系列疾病的发生。
因此，对细胞凋亡的检测和研究具有重要意义。
本文将介绍流式细胞仪检测细胞凋亡的实验步骤。
实验材料和仪器流式细胞仪细胞培养物凋亡诱导剂PBS缓冲液1×绑定缓冲液1×洗涤缓冲液荧光标记的抗体PI（胰岛素脱羧酶）Annexin V-FITC套装实验步骤1.细胞处理首先，将培养好的细胞分到不同的培养皿中，添加凋亡诱导剂，以诱导细胞凋亡。
凋亡诱导剂的种类和浓度应根据实验的需要来确定。
通常可选择小分子化合物、放射线等方式来诱导细胞凋亡。
2.收集细胞处理好的细胞经过一定时间的培养后，使用离心机将细胞沉淀下来，并用PBS缓冲液洗涤细胞，以去除培养基和凋亡诱导剂等杂质。
然后使用1×绑定缓冲液将细胞重悬。
3.细胞计数将细胞悬液加入细胞计数板中，用显微镜或自动细胞计数器计算细胞密度，并将细胞密度调整到合适的浓度。
4.细胞染色将调整好浓度的细胞悬液分到不同的离心管中，添加荧光标记的抗体和PI荧光染料。
荧光标记的抗体通常选择Annexin V-FITC，它可以与凋亡细胞膜表面磷脂酰丝氨酸结合，从而可以用于检测凋亡细胞；PI荧光染料用于检测坏死细胞。
5.混匀和孵育将离心管中的细胞悬液混匀均匀，然后在室温下孵育一定时间，通常为15-30分钟。
期间可以轻轻摇晃管子以保证充分的染色反应。
6.流式细胞仪检测染色反应结束后，将细胞悬液加入流式细胞仪的样品管中，通过流式细胞仪的激光和光电探测器，可以分辨出细胞的荧光和散射信号，从而获得细胞凋亡的信息。
使用流式细胞仪之前需要对仪器进行标定和调试，以确保获得准确和可靠的数据。
诱导细胞凋亡的实验原理
诱导细胞凋亡的实验原理细胞凋亡是一种重要的生物学过程，指的是由于内外在刺激，细胞主动启动的一系列自我毁灭过程。
这个过程在维持正常生理状态、清除受损细胞及不需要的细胞中起着重要作用。
同时，细胞凋亡的失调也与许多疾病的发生和发展密切相关。
因此，诱导细胞凋亡的实验对于研究细胞凋亡的机制和寻找相关疾病治疗方法起着重要的作用。
诱导细胞凋亡的实验原理主要基于两个方面：一是应用相关刺激物来模拟内外部环境刺激；二是在细胞途径或靶点上进行干预，激活或抑制相关的调控因子，以诱导或抑制细胞凋亡。
在实验中，有许多方法可以诱导细胞凋亡，如使用致死因子、细胞毒物、放射线、细胞因子等刺激物，或通过遗传和分子工程技术产生特定基因改变来诱发细胞凋亡。
致死因子是通过刺激死亡受体（例如TNF受体家族成员如Fas和TNFR1等）而诱导细胞凋亡的一种方法。
将外源性FasL（Fas配体）或TNF-α等因子添加到培养基中，使其与细胞膜上的Fas或TNFR1结合，并通过调控细胞内的相关信号通路（通常是CASPASE通路）来引发细胞凋亡。
细胞毒物是一类可以直接引起细胞死亡的有毒物质，如化疗药物、致突变剂等。
这些物质可以通过直接作用于细胞的DNA或蛋白质来引发一系列的激活信号级联反应，进而导致细胞凋亡。
例如，DNA损伤剂如顺铂可以与DNA结合，形成DNA附加物从而导致DNA损伤，激活ATM/ATR信号通路，最终启动细胞凋亡。
放射线是另一种常用的诱导细胞凋亡的方法。
实验中可以使用X射线、紫外线等辐射源照射细胞，从而引起细胞内一系列的DNA损伤、突变等反应，导致细胞凋亡。
辐射诱导的DNA损伤与细胞凋亡的机制通常通过ROS（活性氧物种）的产生来介导。
细胞因子也可以被用来诱导细胞凋亡。
细胞因子是一类能够在细胞之间传递信号的蛋白质，例如TGF-β、IL-1β等。
细胞因子通常与细胞膜上的受体结合，并通过调控一系列的信号通路来激活或抑制细胞凋亡。
例如，TGF-β可通过活化SMAD信号通路来诱导细胞凋亡。
实验报告细胞凋亡的诱导与调控机制研究
实验报告细胞凋亡的诱导与调控机制研究实验报告：细胞凋亡的诱导与调控机制研究引言在生物学研究领域，细胞凋亡作为一种重要的细胞死亡方式，一直受到广泛关注。
随着科技的进步，科学家们对于细胞凋亡的诱导和调控机制进行了深入研究，以期探索其在疾病治疗、细胞发育和组织变化中的潜在应用。
本实验旨在研究细胞凋亡的诱导与调控机制，以加深对其原理的理解。
材料与方法1. 细胞培养：使用XXX细胞系培养基，将细胞置于37℃、5% CO2的培养箱中。
2. 实验组设定：将细胞平均分为两组，实验组A和对照组B。
实验组A接受特定诱导剂处理，对照组B不进行任何处理。
3. 细胞凋亡检测：利用TUNEL法检测细胞凋亡程度，使用荧光显微镜观察实验组和对照组下凋亡细胞数量的差异。
4. 分子机制研究：采用Western blot和实时荧光定量PCR技术，检测关键凋亡相关蛋白的表达和基因表达水平。
结果与讨论经过实验，我们观察到以下结果：1. 细胞凋亡诱导：实验组A在接受特定诱导剂处理后，在细胞核中产生了明显的TUNEL阳性信号，表明细胞凋亡被成功诱导。
而对照组B则未出现明显的凋亡相关特征。
2. 细胞凋亡调控机制：通过Western blot检测，我们发现在实验组A中，Bax和Caspase-3蛋白的表达水平显著上调，而对照组B中这些蛋白的表达水平无显著变化。
这表明通过诱导剂的作用，Bax和Caspase-3被激活，并参与细胞凋亡的调控。
另外，实时荧光定量PCR结果显示，实验组A中凋亡相关基因的表达水平明显增加，而对照组B未见明显变化。
这进一步印证了凋亡的调控机制中基因表达的变化重要性。
综合结果分析，我们可以得出以下结论：1. 细胞凋亡可以被特定诱导剂成功激活，从而实现对细胞凋亡的处理。
2. 在细胞凋亡的调控机制中，Bax和Caspase-3等蛋白的上调发挥重要作用。
3. 细胞凋亡的调控还涉及到基因表达的改变，特定诱导剂可以引起相关基因的显著上调。
细胞生物学实验-细胞凋亡观察
色加深，或核染色质聚集于核膜一边，呈新月状；晚期凋亡细胞胞核碎裂成大小 不等的原形小体，并被细胞膜所包绕，即凋亡小体。 ⑤ AO（吖啶橙）和EB（溴化乙锭）双染色：AO可以透过细胞膜完整的细胞而嵌入 核DNA呈绿色，EB只能透过细胞膜破损的细胞而嵌入核DNA呈红色。显微镜下 观察，活细胞为荧光深浅不一的结构样特征，核染色质为绿色；凋亡细胞染色强， 亮度高，核染色质呈黄绿色浓聚在核膜内侧，可见细胞膜呈泡状膨出及凋亡小体 或均匀一致的圆状或固缩团状结构。 ⑥ 透射电镜观察：凋亡细胞表面微绒毛消失，核染色质固缩、边集，常呈新月形， 核膜皱褶，胞质紧实，细胞器集中，胞膜起泡或出“芽”，同时可以观察到凋亡 小体和凋亡小体被临近巨噬细胞吞噬。
细胞凋亡检测
保留的细胞
不健康的细胞
细胞开 始收缩
细胞崩 溃分解 成碎片
不健康的细胞已被除去， 组织内附近的细胞进行 有丝分裂，合上缺口
细胞凋亡检测
细胞凋亡的诱导试剂：
名称 Actinomycin D
Aphidocolin A23187 Caffeine
Camptothecin Cycloheximide Dexamethasone
溶剂 甲醇 二甲亚砜 二甲亚砜 沸水 二甲亚砜
水 乙醇
水
二甲亚砜， 热水 水
二甲亚砜 二甲亚砜 磷酸盐缓冲液
甲醇
细胞凋亡检测
细胞凋亡的检测方法：
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•
• 荧光显微镜和共聚焦激光扫描显微镜
• 一般以细胞核染色质的形态学改变来评判细胞凋亡的进展情况。常用 的DNA特异性染料有：HO ,Hoechst 33342;HO, Hoechst 33258; DAPI。
• 电子显微镜观察
(扫描电镜) 正常细胞
(扫描电镜)
(透射电镜)
凋亡细胞—凋亡小体 凋亡细胞 凋亡小体
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细胞凋亡诱导及检测
1.概述 2.细胞凋亡的过程与机制 3.凋亡与坏死的区别 4.细胞凋亡生物学意义 5.细胞凋亡的诱导及检测
细胞凋亡
细胞凋亡是指细胞在一定的生理或 病理条件下，受内在遗传机制的控 制自动结束生命的过程。
• 概述
悉尼· 悉尼·布雷诺尔
罗伯特· 罗伯特·霍维茨
约翰· 约翰·苏尔斯顿
增殖细胞群中细胞去除、去除潜在有害的自身反应性淋巴细胞
■参与防御反应
细胞毒T 细胞毒T细胞
凋亡过多或不足→→疾病： 肿瘤、艾滋病、神经变性性疾病、缺血性损伤
细 胞 凋 亡
1、细胞凋亡的形态学检测 、
• 光学显微镜和倒置显微镜
未染色细胞：凋亡细胞V变小、变形，细胞膜完整但出现发泡现象， 晚期可见凋亡小体。 • 染色细胞：常用姬姆萨染色、瑞氏染色、苏木精染色等。凋亡细胞的 染色质浓缩、边缘化，呈新月状附在核膜周围。
七.注意事项：
1.由于荧光会发生淬灭，加入DAPI染色后要尽 量避光 操作，在显微镜下操作时，先用可见光 找到细胞再转换到紫外光，因为紫外光对荧光的 淬灭效果比可见 光强很多。 2.实验要求阴性对照，不然说明不了问题。 3.每一个步骤都要PBS溶液洗掉上一步的试剂， 避免 影响下一步。 4.EB为强染色剂，使用实应高度注意。 5.在显微镜下观察时候要操作迅速因为细胞会 变干而发生改变。
发生在核小体之间，因此产生的断裂NA在电泳时会呈180~200bp 整数倍大小的阶梯状条带，这是识别 凋亡细胞的可靠生化特征。 能诱导细胞凋亡的方法有很多，这里主要采取化学方法过氧化 （H2O2)诱导细胞凋亡。 细胞凋亡的检测方法也很多，而形态学观察方法更为方便。1.吖 啶橙只进入活细胞，正常细胞及处于凋亡早期的细胞，从而将细胞 染成绿色，而溴化乙啶（EB)只进入死细胞，凋亡的细胞核染成橙 红色。2.DAPI也是一种荧光染料它可以与DNA双螺旋凹槽部分结合， 可在紫外光下激发蓝光，也可以用于观察凋亡的细胞。
细胞坏死
强烈刺激 成群细胞死亡 早期即丧失 增大肿胀 稀疏成网状 肿张破坏 破坏外溢 破裂成碎片 随机降解 不需要 无 引起炎症反应 病理死亡方式
一、细胞死亡的模式
■ ■
Necrosis = 细胞病理性死亡 Apoptosis = 细胞自发性死亡
坏死
凋亡
凋亡的生理学意义: 凋亡的生理学意义: ■胚胎发育期去除某些细胞 ■维持内环境稳定
三.实验材料：
酿酒酵母，荧光显微镜，8.8mol/L H2O2，AO/EB的PBS 溶液，酿酒酵母的培养基，DAPI溶液 台盼蓝。
四.实验步骤：
1.使用马铃薯培养基，恒温30度，在振荡的条件下培养24 个小时，再用3500rpm×10min除去上清液，再用去离子水 洗涤，沉淀即湿菌体. 2.取上述酵母湿菌体，加入双氧水2ml，在温室下缓慢震 荡，24h后加入乙醇，温室固定10min. 3.倒掉乙醇，用PBS洗净。 4.染色： DAPI染色法：加入500ul的PBS和50ul的DAPI 的母液染色约10min，倒置显微下观察。 AO/EB染色法：取25ml上述悬浮细胞于载玻片 上，加入AO/EB混合液，再从中去10u于载玻片上，加一滴 台盼蓝，染色5-10min，盖上盖玻片，放在荧光显微镜下观 察。
凋亡的执行
巨噬细胞吞噬分解凋亡细胞 凋亡细胞清除
细胞凋亡与细胞坏死的区别
特征
诱导因素 受累范围 膜完整性 细胞体积 染色质 细胞器 溶酶体 细胞形状 基因组DNA 基因组DNA 大分子合成 基因调控 后果 意义
细胞凋亡
生理及弱刺激 单个细胞丢失 保持到晚期 减小、 减小、固缩 凝聚成半月形 无明显变化 保持完整 形成凋亡小体 有控降解 一般需要 有 不引起炎症反应 生理死亡方式
Nuclear morphological changes of HeLa cells in apoptosis process （488nm ×400）
Apoptotic HeLa cells were stained with FITC-AnnexinV + PI
六. 实验结果：
DAPI染色法：视野里有的细胞染色均匀，且表面光滑，则为正常细 胞（control),有的细胞染色 不均匀，表面不光滑，核轮廓不规则，这是凋亡前期细胞（stageⅠ), 有的细胞细胞 核固缩，染色体凝聚边缘化，这是凋亡中期细胞（stageⅡ),有的细胞 崩解，成为碎片 可以看见颗粒状得碎片，这是凋亡后期细胞（stageⅢ）。 AO/EB染色法：显微镜下有的细胞的细胞核呈绿色，为活细胞。有 的细胞细胞核为橙红色，为凋亡细胞。
2002年诺贝尔生理与医学奖获得者 2002年诺贝尔生理与医学奖获得者
apoptosis
一、细胞死亡的模式
■ ■
Necrosis = 细胞病理性死亡 Apoptosis = 细胞自发性死亡
坏死
凋亡
•凋亡的过程及机制
凋亡诱导因素 死亡信号 凋亡相关基因激活
Caspases激活、 DNase激活 激活、
细胞凋亡的诱导及检测
一.实验目的： 1.了解细胞凋亡的诱导及检测方法。 2. 了解细胞凋亡的机制及生物学意 义。
二.实验原理：
细胞凋亡过程不同于坏死性死亡，其染色质断裂，细胞 核碎裂成核裂片，细胞质浓缩，细胞体积减小，细胞膜内 折，整个细胞通过起泡和发芽的方式形成一些大小不等凋 亡小体，并逐渐被细胞周围的吞噬细胞吞噬。在整个凋亡 过程中，线粒体基本保持完好，细胞的内容物没有泄露， 不会引起周围组织的炎症反应。凋亡的细胞的核DNA的断裂