肾疾病研究的常用动物模型
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目的基因的选择 ； 将重组基因转入受精卵 ； 将转入了外源基因的受精卵植入同期发 情的受体动物，在植入前完成整合胚胎的 检测、筛选、建立ES细胞系； 对出生后基因整合、表达情况进行检测； 对整合、表达的转基因动物进行育种试 验，建立由成功转基因个体或群体组建的 转基因系。
转基因的方法
融合法，包括细胞融合，微细胞介导融合 等； 化 学 法 ， 包 括 DNA- 磷 酸 钙 沉 淀 法 、 DEAE-葡聚糖法、染色体介导法等； 物理法，包括显微注射法、电脉冲法、细 胞冻存法等； 病毒感染法，包括重组DNA病毒感染、 重组RNA病毒感染等。
系膜增殖性肾炎模型的制备
将SD大鼠一次性尾静脉注射ATS 2 ml, 于注射后3h, 24h及3天～3个月不等时间取肾脏作病理检查。每 天检测尿肌酐和尿蛋白。
动物模型特点
受试大鼠仅有异体抗体相，而无自体抗体相， 即表现为注射异体抗Thy-1抗体后，产生系膜 细胞溶解及迅速修复过程，病变呈一过性； 系膜损伤过程为补体依赖性，用蛇毒消除补 体不影响抗Thy-1抗体与系膜细胞结合，但可 减轻和阻止系膜细胞损伤和溶解过程； 病变过程有白细胞、血小板积聚的炎症反应； 修复过程迅速，30～45天之内病变已几乎全 部修复，说明肾小球系膜细胞有较强的修复能 力及血管再生能力。
缺血性ARF(肾动脉钳闭法 肾动脉钳闭法) 缺血性 肾动脉钳闭法 制备方法
体重200～300g Wistar雄性大鼠, 30mg/kg的 硫喷妥钠腹腔注射麻醉后，固定于手术台上， 腹部正中切口，钝性分离双肾包膜，用无创 伤动脉夹钳夹双肾动脉或肾蒂60min后，松 夹恢复肾灌注，此时肾脏颜色先有深红转为 苍白或暗红色，再变成鲜红色，表明再灌注 成功。上述病变于再灌注24～48h达到高峰， 1周后基本恢复正常。另外，也可用钳夹一 侧肾蒂待再灌注成功后，再切除另一侧肾脏 的方法来制备此模型。
注意事项
根据ARF发病机理正确选择ARF动物模型 的种类； 根据实验观察指标和标本的需要量选择动 物的种类，如需要标本的量大，应选择较大 的动物，如犬、兔； 根据每一种动物模型动态病理生理变化的 规律，安排标本采集和给药的时机，以取得 最佳的实验结果，所以在正式实验之前，一 定要做预实验，明确在当时实验条件下动物 模型动态变化规律；
机理及应用评价
通过破坏胰岛郎汉斯beta细胞引起糖尿病， 已广泛应用于大鼠糖尿病肾病的研究。 在链脲菌素引起的糖尿病,肾功能常保留。 加重型糖尿病肾病常发生于伴有单侧肾切除 时。 链脲菌素引起的糖尿病与系统性高血压无 关,若并发高血压则加重肾小球硬化的发展。 在狗和猴，由链脲菌素引起的糖尿病肾病 肾损害更能代表发生于人类的变化，但需要 数年才能发展，因此使研究更困难。
4. 慢性肾功能衰竭动物模型
1) 物理方法减少或破坏肾组织法 大鼠5／ 肾切除 肾切除CRF模型 大鼠 ／6肾切除 模型 大鼠冷冻引起的CRF模型 模型 大鼠冷冻引起的 大鼠电灼引起的CRF模型 模型 大鼠电灼引起的 2) 肾毒性药物破坏肾组织法 嘌呤霉素法 阿霉素法 氯化镉法
3) 免疫法破坏肾组织 抗肾小球系膜细胞肾炎法 抗肾小球基底膜性动物肾炎法 慢性血清病法
抗大鼠胸腺细胞血清制备
将含有5×107个胸腺细胞的弗式完全佐剂背部皮下 多点注射于青紫兰兔, 2~3周后，耳缘静脉注射 1×107个胸腺细胞, 7天后收集兔血清。抗胸腺细胞 血清（ATS）于56°C, 30min灭活后，分别用同个体 大鼠红细胞和肝细胞膜吸附以去除非特异性抗体。 重复吸附1～2次即可。分装所得ATS，－20°C保存 备用。
第一次注射阿霉素后，形成阿霉素肾病模 型，类似人类肾小球疾病的微小病变型。 重复注射阿霉素后，形成肾小球硬化模型， 类似人类肾小球疾病的阶段性肾小球硬化。 本方法所制模型鼠间差异小、重复性和稳 定性好，其主要死亡原因为：阿霉素引起 的腹泻。为一病变稳定、有使用价值的节 段性肾小球硬化动物模型。
注意事项
机理及应用评价
1889年，Fuffier首先报道了部分肾切除的 工作。 1932年，Chanutin和Ferris设计了著名的5 ／6肾切除大鼠模型。 术后1w有一过性的血BUN和CR增高，称 为急性肾衰期，术后2～3w 血BUN和CR浓 度恢复正常。术后4w开始逐渐进入慢性肾 衰期，有血BUN和CR浓度逐渐持续升高、 贫血、高血压、蛋白尿、肾小球肥大、系 膜增殖等表现。如手术两步一次完成，则 术后急性肾衰期动物死亡率较高。
嘌呤霉素肾病模型 制备方法
选100～150g雄性大鼠，放置代谢笼中饲养，每 天每鼠皮下注射15mg/kg(0.5%)嘌呤霉素溶液一 次，连续8天。一般5～7天出现蛋白尿，2周达 高潮, 4周后模型稳定。 每日给280～300g的雄性大鼠皮下注射嘌呤霉素 130～150mg/kg，共12天。 给280～300g雄性大鼠一次性静脉注射嘌呤霉素 130～150mg/kg。10天左右出现大量蛋白尿，全 身浮肿、高胆固醇血症和低蛋白血症。
机理及应用评价
蛋白尿严重，但病理改变轻微。 免疫荧光阴性，光镜下肾小球基本正常，电镜下 见肾小球上皮细胞足突发生广泛的融合甚至消失， 上皮细胞胞质中出现空泡，上皮细胞与基膜间有分 离现象。少数动物可出现系膜细胞及基质的增生。 肾小球滤过膜阴性电荷选择性屏障的减弱 。 局部上皮细胞与GBM分离致静水压传导屏障减 弱。 1955年Frenk等首先报道，现已广泛作为人类微 小病变的借鉴。
注意事项
传统右肾摘除术多从背部切口，易引起 动物相互撕咬而诱发感染，导致模型失败。 如从腹部切口，则可避免上述不足； 动物模型观察时间如超过100天，增加大 鼠死亡率，本模型90～100天已有80％肾 小球硬化并伴肌酐明显升高，完全可达实 验目的和要求。
转基因动物模型 引言
转基因动物是指以实验方法导入外源基因， 在染色体组内稳定整合并能遗传给后代的一 类动物。 自1981年，第一次成功地将外源基因导入 动物胚胎，创立了转基因的动物技术。1982 年获得转基因小鼠。转入大鼠的生长激素基 因，使小鼠体重为正常个体的二倍，因而被 称为"超级小鼠"。以后相继在10年间报道过 转基因兔、绵羊、猪、鱼、昆虫、牛、鸡、 山羊、大鼠等转基因动物的成功。
肾疾病研究的常用动物模型
分 类
1. 肾炎动物模型 2. 肾病动物模型 3. ARF动物模型 动物模型 4. CRF动物模型 动物模型 5. 坏死性肾病动物模型 6. 转基因动物模型
分 类
1. 肾炎动物模型
1) Heymann肾炎模型（同种免疫复合物 肾炎模型（ 肾炎模型 性肾炎) 性肾炎 2) thy-1.1肾小球肾炎模型 肾小球肾炎模型 3) 肾毒性血清肾炎（Masugi肾炎）模型 肾毒性血清肾炎（ 肾炎） 肾炎 4) 肾小管间质性肾炎动物模型 5) 局灶性肾炎动物模型 6) 急性肾盂肾炎动物模型
机理及应用评价
肾缺血再灌注后, 由于缺血可直接导致线粒 体氧化磷酸化偶联率下降, 细胞ATP合成减 少，膜对钙通透性增加，大量钙内流，线粒 体的钙内流可导致线粒体结构及功能紊乱， 使ATP合成进一步降低，而缺血后再灌注时 大量活性氧的出现，使细胞膜的结构和功能 进一步破坏，导致细胞不可逆的损伤。肾小 管尤其是近端小管的直部对缺血十分敏感， 肾缺血25min后，近直小管即可发生坏死， 缺血60min可使全段肾小管发生坏死。
由于转基因动物体系打破了自然繁殖中 的种间隔离，使基因能在种系关系很远的 机体间流动，它将对整个生命科学产生全 局性影响。因此转基因动物技术在1991年 第一次国际基因定位会议上被公认是遗传 学中继连锁分析、体细胞遗传和基因克隆 之后的第四代技术，被列为生物学发展史 上126年中第14个转折点。
转基因动物制作主要步骤
制作机理
Thy-1抗原为鼠类胸腺细胞表面的糖蛋白，同样 存在于大鼠系膜细胞表面 。利用大鼠胸腺细胞作 为抗原免疫家兔制备的ATS可直接与系膜细胞表 面抗原结合、固定补体形成膜攻击复合体使细胞 溶解，继而引起残存的系膜细胞增生。
应用评价
“自限性的增殖模型” 。 本模型制备方法简便，成功率高 。 适于研究炎症介质、增殖及硬化过程中细胞外基 质的变化、系膜细胞功能及细胞因子的作用。
2. 肾病动物模型
1) 肾病综合征模型 嘌呤霉素肾病模型 阿霉素肾病 2) IgA肾病模型 肾病模型 3) 梗阻性肾病模型 4) 多囊肾模型 5) 糖尿病肾病模型 6) 系统性高血压病模型
3. 急性肾功能衰竭动物模型
1) 缺血性 缺血性ARF 2) 肾毒性 肾毒性ARF 肾动脉 肾蒂)钳闭法 氨基糖甙类抗生 肾动脉(肾蒂 钳闭法 肾蒂 素致ARF模型 素致 模型 失血性休克法 氯化汞模型 去甲肾上腺素法 双氧铀模型 甘油法 蛇毒所致 蛇毒所致A侧肾切除术后2周，给予腹腔一 次性注射链脲佐菌素60mg/kg, 48小时后经 大鼠尾静脉采血测血糖, 以随机血糖高于 16.7mmol/L, 且尿糖强阳性视为模型建立成 功。所有大鼠均为自由饮水、自由摄食， 分别于糖尿病发病2周、4周、8周、12周后 测量体重，24小时尿量，血糖，血、尿肌 酐，尿微量白蛋白等指标，试验结束时处 死大鼠，取出肾脏，分别行肾脏病理、光 镜、电镜、免疫荧光等检查。
5. 坏死性肾病动物模型
升汞法 藏红花法 柔红霉素法 阿霉素法
6. 转基因动物模型
抗thy-1.1肾小球肾炎模型 肾小球肾炎模型
制备方法
大鼠胸腺细胞免疫抗原液的制备
选取体重为300g左右，4～6周龄，雄性健康 SD大鼠, 摘取胸腺，取出其表面的淋巴结和血 管后，置200目不锈钢网筛上，用解剖针轻轻 划破胸腺游离出胸腺细胞，并随时用PBS冲洗， 收集胸腺细胞悬液，经1000r/min，离心10分钟 后 得 胸 腺 细 胞 沉 淀 块 ， 重 新 用 PBS 悬 浮 至 1×10 8 ～2×10 8 个细胞/ml。然后按1:2（v/v） 比例混合胸腺细胞悬液和弗式完全佐剂，充分 混匀制成大鼠胸腺细胞免疫抗原液。
坏死性肾病动物模型( 阿霉素法) 坏死性肾病动物模型 阿霉素法 制备方法
选用大鼠250～300g，右肾摘除，7天后， 5mg/kg阿霉素尾静脉注射一次;术后第30天 重复注射阿霉素3mg/kg。
机理及应用评价
大鼠24小时内动物肾功能受损。小鼠注 升汞4小时后，即可造成急性中毒性肾病 。
机理及应用评价
选择肾切除的时机应在注射阿霉素之前， 如在两次注射阿霉素药物之间或之后摘除 肾脏，易增加动物死亡率； 阿霉素为治疗肿瘤药物，副反应大，试 验剂量偏大及两次用药间隔时间短，则易 导致动物死亡，以首次剂量4～5 mg/kg， 重复注射剂量2～3 mg/kg，二者间隔25～ 30天，动物较为安全，模型病变也稳定；
注意事项
根据实验目的选择模型病变的轻重，如 欲想得到病变重的动物模型可采用增加缺 血时间或肾毒性物质的剂量，以及应用禁 水、单侧肾切除和输注溶解的红细胞等方 法来获得理想的动物模型。
大鼠5／ 肾切除 肾切除CRF模型 大鼠 ／6肾切除 模型 制备方法
体重200～300g的雄性大鼠，异戊巴比妥钠 30mg/kg腹腔注射麻醉后、常规消毒，于腹 部正中切口，暴露右肾，剥离肾筋膜，结扎 肾门，切除右肾，保留肾上腺。然后暴露左 肾，迅速切除上下极肾实质（2／3肾），立 即以明胶海绵压迫出血，关闭腹腔。术后放 置代谢笼中饲养，14～16w呈现稳定的慢性 肾衰病变，第14w起可供实验。检测指标有 体重、存活率、血肌酐、血清总蛋白和白蛋 白、血清尿素氮及肾脏病理学检查。
方法可靠、简便易行，在保持残存肾组织 相对正常的情况下，造成单纯的残存肾组织 超负荷工作模型，保持了各种原发肾脏疾病 的致病因素本身对残存肾单位的影响，使影 响因素简单化，以便于观察“正常”的残存 肾单位在大部分肾组织丧失的情况下所发生 的一系列改变及其机制。可避免坏死的肾组 织保留在实验动物体内，致使试验因素复杂 化的缺点。 缺点：有时需两期手术，易发生出血、应 激和厌食，死亡率高。模型制备周期较长 （12～14周）。手术不易标准化，血肌酐、 尿素氮水平较低且个体差异大。
转基因的方法
融合法，包括细胞融合，微细胞介导融合 等； 化 学 法 ， 包 括 DNA- 磷 酸 钙 沉 淀 法 、 DEAE-葡聚糖法、染色体介导法等； 物理法，包括显微注射法、电脉冲法、细 胞冻存法等； 病毒感染法，包括重组DNA病毒感染、 重组RNA病毒感染等。
系膜增殖性肾炎模型的制备
将SD大鼠一次性尾静脉注射ATS 2 ml, 于注射后3h, 24h及3天～3个月不等时间取肾脏作病理检查。每 天检测尿肌酐和尿蛋白。
动物模型特点
受试大鼠仅有异体抗体相，而无自体抗体相， 即表现为注射异体抗Thy-1抗体后，产生系膜 细胞溶解及迅速修复过程，病变呈一过性； 系膜损伤过程为补体依赖性，用蛇毒消除补 体不影响抗Thy-1抗体与系膜细胞结合，但可 减轻和阻止系膜细胞损伤和溶解过程； 病变过程有白细胞、血小板积聚的炎症反应； 修复过程迅速，30～45天之内病变已几乎全 部修复，说明肾小球系膜细胞有较强的修复能 力及血管再生能力。
缺血性ARF(肾动脉钳闭法 肾动脉钳闭法) 缺血性 肾动脉钳闭法 制备方法
体重200～300g Wistar雄性大鼠, 30mg/kg的 硫喷妥钠腹腔注射麻醉后，固定于手术台上， 腹部正中切口，钝性分离双肾包膜，用无创 伤动脉夹钳夹双肾动脉或肾蒂60min后，松 夹恢复肾灌注，此时肾脏颜色先有深红转为 苍白或暗红色，再变成鲜红色，表明再灌注 成功。上述病变于再灌注24～48h达到高峰， 1周后基本恢复正常。另外，也可用钳夹一 侧肾蒂待再灌注成功后，再切除另一侧肾脏 的方法来制备此模型。
注意事项
根据ARF发病机理正确选择ARF动物模型 的种类； 根据实验观察指标和标本的需要量选择动 物的种类，如需要标本的量大，应选择较大 的动物，如犬、兔； 根据每一种动物模型动态病理生理变化的 规律，安排标本采集和给药的时机，以取得 最佳的实验结果，所以在正式实验之前，一 定要做预实验，明确在当时实验条件下动物 模型动态变化规律；
机理及应用评价
通过破坏胰岛郎汉斯beta细胞引起糖尿病， 已广泛应用于大鼠糖尿病肾病的研究。 在链脲菌素引起的糖尿病,肾功能常保留。 加重型糖尿病肾病常发生于伴有单侧肾切除 时。 链脲菌素引起的糖尿病与系统性高血压无 关,若并发高血压则加重肾小球硬化的发展。 在狗和猴，由链脲菌素引起的糖尿病肾病 肾损害更能代表发生于人类的变化，但需要 数年才能发展，因此使研究更困难。
4. 慢性肾功能衰竭动物模型
1) 物理方法减少或破坏肾组织法 大鼠5／ 肾切除 肾切除CRF模型 大鼠 ／6肾切除 模型 大鼠冷冻引起的CRF模型 模型 大鼠冷冻引起的 大鼠电灼引起的CRF模型 模型 大鼠电灼引起的 2) 肾毒性药物破坏肾组织法 嘌呤霉素法 阿霉素法 氯化镉法
3) 免疫法破坏肾组织 抗肾小球系膜细胞肾炎法 抗肾小球基底膜性动物肾炎法 慢性血清病法
抗大鼠胸腺细胞血清制备
将含有5×107个胸腺细胞的弗式完全佐剂背部皮下 多点注射于青紫兰兔, 2~3周后，耳缘静脉注射 1×107个胸腺细胞, 7天后收集兔血清。抗胸腺细胞 血清（ATS）于56°C, 30min灭活后，分别用同个体 大鼠红细胞和肝细胞膜吸附以去除非特异性抗体。 重复吸附1～2次即可。分装所得ATS，－20°C保存 备用。
第一次注射阿霉素后，形成阿霉素肾病模 型，类似人类肾小球疾病的微小病变型。 重复注射阿霉素后，形成肾小球硬化模型， 类似人类肾小球疾病的阶段性肾小球硬化。 本方法所制模型鼠间差异小、重复性和稳 定性好，其主要死亡原因为：阿霉素引起 的腹泻。为一病变稳定、有使用价值的节 段性肾小球硬化动物模型。
注意事项
机理及应用评价
1889年，Fuffier首先报道了部分肾切除的 工作。 1932年，Chanutin和Ferris设计了著名的5 ／6肾切除大鼠模型。 术后1w有一过性的血BUN和CR增高，称 为急性肾衰期，术后2～3w 血BUN和CR浓 度恢复正常。术后4w开始逐渐进入慢性肾 衰期，有血BUN和CR浓度逐渐持续升高、 贫血、高血压、蛋白尿、肾小球肥大、系 膜增殖等表现。如手术两步一次完成，则 术后急性肾衰期动物死亡率较高。
嘌呤霉素肾病模型 制备方法
选100～150g雄性大鼠，放置代谢笼中饲养，每 天每鼠皮下注射15mg/kg(0.5%)嘌呤霉素溶液一 次，连续8天。一般5～7天出现蛋白尿，2周达 高潮, 4周后模型稳定。 每日给280～300g的雄性大鼠皮下注射嘌呤霉素 130～150mg/kg，共12天。 给280～300g雄性大鼠一次性静脉注射嘌呤霉素 130～150mg/kg。10天左右出现大量蛋白尿，全 身浮肿、高胆固醇血症和低蛋白血症。
机理及应用评价
蛋白尿严重，但病理改变轻微。 免疫荧光阴性，光镜下肾小球基本正常，电镜下 见肾小球上皮细胞足突发生广泛的融合甚至消失， 上皮细胞胞质中出现空泡，上皮细胞与基膜间有分 离现象。少数动物可出现系膜细胞及基质的增生。 肾小球滤过膜阴性电荷选择性屏障的减弱 。 局部上皮细胞与GBM分离致静水压传导屏障减 弱。 1955年Frenk等首先报道，现已广泛作为人类微 小病变的借鉴。
注意事项
传统右肾摘除术多从背部切口，易引起 动物相互撕咬而诱发感染，导致模型失败。 如从腹部切口，则可避免上述不足； 动物模型观察时间如超过100天，增加大 鼠死亡率，本模型90～100天已有80％肾 小球硬化并伴肌酐明显升高，完全可达实 验目的和要求。
转基因动物模型 引言
转基因动物是指以实验方法导入外源基因， 在染色体组内稳定整合并能遗传给后代的一 类动物。 自1981年，第一次成功地将外源基因导入 动物胚胎，创立了转基因的动物技术。1982 年获得转基因小鼠。转入大鼠的生长激素基 因，使小鼠体重为正常个体的二倍，因而被 称为"超级小鼠"。以后相继在10年间报道过 转基因兔、绵羊、猪、鱼、昆虫、牛、鸡、 山羊、大鼠等转基因动物的成功。
肾疾病研究的常用动物模型
分 类
1. 肾炎动物模型 2. 肾病动物模型 3. ARF动物模型 动物模型 4. CRF动物模型 动物模型 5. 坏死性肾病动物模型 6. 转基因动物模型
分 类
1. 肾炎动物模型
1) Heymann肾炎模型（同种免疫复合物 肾炎模型（ 肾炎模型 性肾炎) 性肾炎 2) thy-1.1肾小球肾炎模型 肾小球肾炎模型 3) 肾毒性血清肾炎（Masugi肾炎）模型 肾毒性血清肾炎（ 肾炎） 肾炎 4) 肾小管间质性肾炎动物模型 5) 局灶性肾炎动物模型 6) 急性肾盂肾炎动物模型
机理及应用评价
肾缺血再灌注后, 由于缺血可直接导致线粒 体氧化磷酸化偶联率下降, 细胞ATP合成减 少，膜对钙通透性增加，大量钙内流，线粒 体的钙内流可导致线粒体结构及功能紊乱， 使ATP合成进一步降低，而缺血后再灌注时 大量活性氧的出现，使细胞膜的结构和功能 进一步破坏，导致细胞不可逆的损伤。肾小 管尤其是近端小管的直部对缺血十分敏感， 肾缺血25min后，近直小管即可发生坏死， 缺血60min可使全段肾小管发生坏死。
由于转基因动物体系打破了自然繁殖中 的种间隔离，使基因能在种系关系很远的 机体间流动，它将对整个生命科学产生全 局性影响。因此转基因动物技术在1991年 第一次国际基因定位会议上被公认是遗传 学中继连锁分析、体细胞遗传和基因克隆 之后的第四代技术，被列为生物学发展史 上126年中第14个转折点。
转基因动物制作主要步骤
制作机理
Thy-1抗原为鼠类胸腺细胞表面的糖蛋白，同样 存在于大鼠系膜细胞表面 。利用大鼠胸腺细胞作 为抗原免疫家兔制备的ATS可直接与系膜细胞表 面抗原结合、固定补体形成膜攻击复合体使细胞 溶解，继而引起残存的系膜细胞增生。
应用评价
“自限性的增殖模型” 。 本模型制备方法简便，成功率高 。 适于研究炎症介质、增殖及硬化过程中细胞外基 质的变化、系膜细胞功能及细胞因子的作用。
2. 肾病动物模型
1) 肾病综合征模型 嘌呤霉素肾病模型 阿霉素肾病 2) IgA肾病模型 肾病模型 3) 梗阻性肾病模型 4) 多囊肾模型 5) 糖尿病肾病模型 6) 系统性高血压病模型
3. 急性肾功能衰竭动物模型
1) 缺血性 缺血性ARF 2) 肾毒性 肾毒性ARF 肾动脉 肾蒂)钳闭法 氨基糖甙类抗生 肾动脉(肾蒂 钳闭法 肾蒂 素致ARF模型 素致 模型 失血性休克法 氯化汞模型 去甲肾上腺素法 双氧铀模型 甘油法 蛇毒所致 蛇毒所致A侧肾切除术后2周，给予腹腔一 次性注射链脲佐菌素60mg/kg, 48小时后经 大鼠尾静脉采血测血糖, 以随机血糖高于 16.7mmol/L, 且尿糖强阳性视为模型建立成 功。所有大鼠均为自由饮水、自由摄食， 分别于糖尿病发病2周、4周、8周、12周后 测量体重，24小时尿量，血糖，血、尿肌 酐，尿微量白蛋白等指标，试验结束时处 死大鼠，取出肾脏，分别行肾脏病理、光 镜、电镜、免疫荧光等检查。
5. 坏死性肾病动物模型
升汞法 藏红花法 柔红霉素法 阿霉素法
6. 转基因动物模型
抗thy-1.1肾小球肾炎模型 肾小球肾炎模型
制备方法
大鼠胸腺细胞免疫抗原液的制备
选取体重为300g左右，4～6周龄，雄性健康 SD大鼠, 摘取胸腺，取出其表面的淋巴结和血 管后，置200目不锈钢网筛上，用解剖针轻轻 划破胸腺游离出胸腺细胞，并随时用PBS冲洗， 收集胸腺细胞悬液，经1000r/min，离心10分钟 后 得 胸 腺 细 胞 沉 淀 块 ， 重 新 用 PBS 悬 浮 至 1×10 8 ～2×10 8 个细胞/ml。然后按1:2（v/v） 比例混合胸腺细胞悬液和弗式完全佐剂，充分 混匀制成大鼠胸腺细胞免疫抗原液。
坏死性肾病动物模型( 阿霉素法) 坏死性肾病动物模型 阿霉素法 制备方法
选用大鼠250～300g，右肾摘除，7天后， 5mg/kg阿霉素尾静脉注射一次;术后第30天 重复注射阿霉素3mg/kg。
机理及应用评价
大鼠24小时内动物肾功能受损。小鼠注 升汞4小时后，即可造成急性中毒性肾病 。
机理及应用评价
选择肾切除的时机应在注射阿霉素之前， 如在两次注射阿霉素药物之间或之后摘除 肾脏，易增加动物死亡率； 阿霉素为治疗肿瘤药物，副反应大，试 验剂量偏大及两次用药间隔时间短，则易 导致动物死亡，以首次剂量4～5 mg/kg， 重复注射剂量2～3 mg/kg，二者间隔25～ 30天，动物较为安全，模型病变也稳定；
注意事项
根据实验目的选择模型病变的轻重，如 欲想得到病变重的动物模型可采用增加缺 血时间或肾毒性物质的剂量，以及应用禁 水、单侧肾切除和输注溶解的红细胞等方 法来获得理想的动物模型。
大鼠5／ 肾切除 肾切除CRF模型 大鼠 ／6肾切除 模型 制备方法
体重200～300g的雄性大鼠，异戊巴比妥钠 30mg/kg腹腔注射麻醉后、常规消毒，于腹 部正中切口，暴露右肾，剥离肾筋膜，结扎 肾门，切除右肾，保留肾上腺。然后暴露左 肾，迅速切除上下极肾实质（2／3肾），立 即以明胶海绵压迫出血，关闭腹腔。术后放 置代谢笼中饲养，14～16w呈现稳定的慢性 肾衰病变，第14w起可供实验。检测指标有 体重、存活率、血肌酐、血清总蛋白和白蛋 白、血清尿素氮及肾脏病理学检查。
方法可靠、简便易行，在保持残存肾组织 相对正常的情况下，造成单纯的残存肾组织 超负荷工作模型，保持了各种原发肾脏疾病 的致病因素本身对残存肾单位的影响，使影 响因素简单化，以便于观察“正常”的残存 肾单位在大部分肾组织丧失的情况下所发生 的一系列改变及其机制。可避免坏死的肾组 织保留在实验动物体内，致使试验因素复杂 化的缺点。 缺点：有时需两期手术，易发生出血、应 激和厌食，死亡率高。模型制备周期较长 （12～14周）。手术不易标准化，血肌酐、 尿素氮水平较低且个体差异大。